Структура внешнего гептамерного α-кольца 26S иммунопротеасомы человека в предактивационном состоянии, выявленная методом криоэлектронной микроскопии с разрешением 3.6 Å

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

26S протеасома представляет собой уникальный мультикаталитический протеиназный комплекс, совместно с системой убиквитинирования обеспечивающий контролируемую деградацию большинства внутриклеточных белков эукариот. Проблема изучения протеасомы состоит во множественности ее внутриклеточных форм, которые образуются благодаря модульности процесса сборки протеасомы. В настоящем исследовании методом криоэлектронной микроскопии нами впервые описана структура 26S иммунопротеасомы человека с разрешением 3.6 Å в сравнении с ее конститутивной формой. Детальный анализ структурных особенностей конститутивной и иммунной форм 26S протеасомы выявил раскрытие входа во внешнем гептамерном α-кольце 20S субчастицы иммунопротеасомы вследствие разобщенности N-концевых областей субъединиц PSMA4 и PSMA5 и образования π–π-укладки между остатками Tyr5 и Phe9 субъединиц PSMA5 и PSMA6 соответственно. Выявленное снятие стерического затруднения в центральном канале 20S субчастицы может свидетельствовать о предактивационном фенотипе 26S иммунопротеасомы человека даже в отсутствие связанного субстрата.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Г. А. Саратов

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН

Email: belogurov@ibch.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10

Т. Н. Баймухаметов

НИЦ “Курчатовский институт”

Email: belogurov@ibch.ru
Россия, 123182 Москва, пл. Академика Курчатова, 1

А. Л. Коневега

НИЦ “Курчатовский институт”; ФГБУ Петербургский институт ядерной физики им. Б.П. Константинова НИЦ “Курчатовский институт”; Санкт-Петербургский политехнический университет Петра Великого (СПбПУ)

Email: belogurov@ibch.ru
Россия, 123182 Москва, пл. Академика Курчатова, 1; 188300 Гатчина, мкр. Орлова роща, 1; 195251 Санкт-Петербург, ул. Политехническая, 29

А. А. Кудряева

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН

Email: belogurov@ibch.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10

А. А. Белогуров

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН; Московский государственный медико-стоматологический университет им. А.И. Евдокимова Минздрава России

Автор, ответственный за переписку.
Email: belogurov@ibch.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10; 127473 Москва, ул. Делегатская, 20/1

Список литературы

  1. Ciechanover A. // Best Pract. Res. Clin. Haematol. 2017. V. 30. P. 341–355. https://doi.org/10.1016/j.beha.2017.09.001
  2. Kudriaeva A.A., Livneh I., Baranov M.S., Ziganshin R.H., Tupikin A.E., Zaitseva S.O., Kabilov M.R., Ciechanover A., Belogurov A.A., Jr. // Cell Chem. Biol. 2021. V. 28. P. 1192–1205. https://doi.org/10.1016/j.chembiol.2021.02.009
  3. Chau V., Tobias J.W., Bachmair A., Marriott D., Ecker D.J., Gonda D.K., Varshavsky A.A. // Science. 1989. V. 243. P. 1576–1583. https://doi.org/10.1126/science.2538923
  4. Ciechanover A., Heller H., Katz-Etzion R., Hershko A. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1981. V. 78. P. 761–765. https://doi.org/10.1073/pnas.78.2.761
  5. Arrigo A.P., Tanaka K., Goldberg A., Welch W. // Nature. 1988. V. 331. P. 192–194. https://doi.org/10.1038/331192a0
  6. Lander G.C., Estrin E., Matyskiela M.E., Bashore C., Nogales E., Martin A. // Nature. 2012. V. 482. P. 186–191. https://doi.org/10.1038/nature10774
  7. Deveraux Q., Ustrell V., Pickart C., Rechsteiner M. // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 7059–7061. https://doi.org/10.1016/S0021-9258(17)37244-7
  8. Smith D.M., Kafri G., Cheng Y., Ng D., Walz T., Goldberg A.L. // Mol. Cell. 2005. V. 20. P. 687–698. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2005.10.019
  9. Verma R., Aravind L., Oania R., McDonald W.H., Yates J.R., 3rd, Koonin E.V., Deshaies R.J. // Science. 2002. V. 298. P. 611–615. https://doi.org/10.1126/science.1075898
  10. de la Peña A.H., Goodall E.A., Gates S.N., Lander G.C., Martin A. // Science. 2018. V. 362. P. eaav0725. https://doi.org/10.1126/science.aav0725
  11. Kudriaeva A.A., Belogurov A.A. // Biochemistry (Moscow). 2019. V. 84. P. S159–S192. https://doi.org/10.1134/S0006297919140104
  12. Chapiro J., Claverol S., Piette F., Ma W., Stroobant V., Guillaume B., Gairin J.E., Morel S., Burlet-Schiltz O., Monsarrat B., Boon T., Van den Eynde B.J. // J. Immunol. 2006. V. 176. P. 1053–1061. https://doi.org/10.4049/jimmunol.176.2.1053
  13. Chen W., Norbury C.C., Cho Y., Yewdell J.W., Bennink J. R. // J. Exp. Med. 2001. V. 193. P. 1319–1326. https://doi.org/10.1084/jem.193.11.1319
  14. Sijts E.J., Kloetzel P.M. // Cell. Mol. Life Sci. 2011. V. 68. P. 1491–1502. https://doi.org/10.1007/s00018-011-0657-y
  15. Husnjak K., Elsasser S., Zhang N., Chen X., Randles L., Shi Y., Hofmann K., Walters K.J., Finley D., Dikic I. // Nature. 2008. V. 453. P. 481–488. https://doi.org/10.1038/nature06926
  16. Shi Y., Chen X., Elsasser S., Stocks B.B., Tian G., Lee B.H., Shi Y., Zhang N., de Poot S.A., Tuebing F., Sun S., Vannoy J., Tarasov S.G., Engen J.R., Finley D., Walters K.J. // Science. 2016. V. 351. P. aad9421. https://doi.org/10.1126/science.aad9421
  17. Matyskiela M.E., Lander G.C., Martin A. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2013. V. 20. P. 781–788. https://doi.org/10.1038/nsmb.2616
  18. Punjani A., Rubinstein J.L., Fleet D.J., Brubaker M.A. // Nat. Methods. 2017. V. 14. P. 290–296. https://doi.org/10.1038/nmeth.4169
  19. Punjani A., Zhang H., Fleet D.J. // Nat. Methods. 2020. V. 17. P. 1214–1221. https://doi.org/10.1038/s41592-020-00990-8
  20. van Heel M., Schatz M. // J. Struct. Biol. 2005. V. 151. P. 250–262. https://doi.org/10.1016/j.jsb.2005.05.009
  21. Rosenthal P.B., Henderson R. // J. Mol. Biol. 2003. V. 333. P. 721–745. https://doi.org/10.1016/j.jmb.2003.07.013
  22. Zivanov J., Nakane T., Scheres S.H.W. // IUCrJ. 2019. V. 6. P. 5–17. https://doi.org/10.1107/S205225251801463X
  23. Punjani A., Fleet D.J. // Nat. Methods. 2023. V. 20. P. 860–870. https://doi.org/10.1038/s41592-023-01853-8
  24. Cardone G., Heymann J.B., Steven A.C. // J. Struct. Biol. 2013. V. 184. P. 226–236. https://doi.org/10.1016/j.jsb.2013.08.002
  25. Forsberg B.O., Shah P.N.M., Burt A. // Nat. Commun. 2023. V. 14. P. 5802. https://doi.org/10.1038/s41467-023-41478-1
  26. Huang X., Luan B., Wu J., Shi Y. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2016. V. 23. P. 778–785. https://doi.org/10.1038/nsmb.3273
  27. Chen J., Wang Y., Xu C., Chen K., Zhao Q., Wang S., Yin Y., Peng C., Ding Z., Cong Y. // Nat. Commun. 2021. V. 12. P. 739. https://doi.org/10.1038/s41467-021-21028-3
  28. Saratov G.A., Vladimirov V.I., Novoselov A.L., Ziganshin R.H., Chen G., Baymukhametov T.N., Konevega A.L., Belogurov A.A., Jr., Kudriaeva A.A. // Int. J. Mol. Sci. 2023. V. 24. P. 2091. https://doi.org/10.3390/ijms24032091
  29. Cheng A., Henderson R., Mastronarde D., Ludtke S.J., Schoenmakers R.H., Short J., Marabini R., Dallakyan S., Agard D., Winn M. // J. Struct. Biol. 2015. V. 192. P. 146–150. https://doi.org/10.1016/j.jsb.2015.04.002
  30. Tegunov D., Cramer P. // Nat. Methods. 2019. V. 16. P. 1146–1152. https://doi.org/10.1038/s41592-019-0580-y
  31. Choi W.H., de Poot S.A., Lee J.H., Kim J.H., Han D.H., Kim Y.K., Finley D., Lee M.J. // Nat. Commun. 2016. V. 7. P. 10963. https://doi.org/10.1038/ncomms10963
  32. Seifert U., Bialy L.P., Ebstein F., Bech-Otschir D., Voigt A., Schröter F., Prozorovski T., Lange N., Steffen J., Rieger M., Kuckelkorn U., Aktas O., Kloetzel P.M., Krüger E. // Cell. 2010. V. 142. P. 613–624. https://doi.org/10.1016/j.cell.2010.07.036
  33. Raule M., Cerruti F., Cascio P. // Biochim. Biophys. Acta. 2014. V. 1843. P. 1942–1947. https://doi.org/10.1016/j.bbamcr.2014.05.005
  34. Kuzina E.S., Chernolovskaya E.L., Kudriaeva A.A., Zenkova M.A., Knorre V.D., Surina E.A., Ponomarenko N.A., Bobik T.V., Smirnov I.V., Bacheva A.V., Belogurov A.A., Gabibov A.G., Vlasov V.V. // Dokl. Bio. Bioph. 2013. V. 453. P. 300–303. https://doi.org/10.1134/S1607672913060070
  35. Kudriaeva A., Kuzina E.S., Zubenko O., Smirnov I.V., Belogurov A., Jr. // FASEB J. 2019. V. 33. P. 6852–6866. https://doi.org/10.1096/fj.201802237R
  36. Belogurov A., Jr., Kuzina E., Kudriaeva A., Kononikhin A., Kovalchuk S., Surina Y., Smirnov I., Lomakin Y., Bacheva A., Stepanov A., Karpova Y., Lyupina Y., Kharybin O., Melamed D., Ponomarenko N., Sharova N., Nikolaev E., Gabibov A. // FASEB J. 2015. V. 29. P. 1901–1913. https://doi.org/10.1096/fj.14-259333

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. (a) – Характерное исходное крио-ЭМ-изображение протеасомных субчастиц конститутивной (c26S) и иммунной (i26S) формы; (б) – результат двумерной классификации исходного набора проекций; (в) – подвыборки проекций 26S протеасомных субчастиц.

Скачать (258KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Результат гетерогенного уточнения (Heterogeneous Refinement) в случае конститутивной с26S (а) и иммунной i26S (б) форм протеасомы. Показаны ортогональные срезы крио-ЭМ-карт вдоль трех осей для трех структурных организаций протеасомных субчастиц. Указаны абсолютные количества соответствующих проекций в выборке данных после двумерной классификации.

Скачать (178KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Корреляционные кривые (Fourier Shell Correlation, FSC) в случае конститутивной c26S (а) и иммунной i26S (б) форм протеасомной субчастицы. Показаны кривые для локального уточнения 19S субчастицы (19S local, синий), локального уточнения коровой 20S субчастицы (20S local, оранжевый), глобального уточнения 26S субчастицы с выравниванием относительно 20S (26S global, зеленый) и уточнения с помощью метода 3D Flexible Refinement (26S 3Dflex, красный). Пунктирными линиями показаны два стандартных пороговых значения корреляций 0.5 и 0.143.

Скачать (101KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Результат анализа локального разрешения в случае конститутивной c26S (а) и иммунной i26S (б) форм протеасомной субчастицы, а также распределение проекций 26S в соответствии с найденными угловыми ориентациями. Для визуализации локального разрешения использованы крио-ЭМ-карты, полученные с помощью 3D Flexible Refinement и дополнительно обработанные с помощью DeepEMhancer. Показаны боковой вид, центральный срез и вид сверху.

Скачать (252KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Сравнительный анализ глобальной структуры 26S протеасомы человека в конститутивной (c26S) и иммунной (i26S) формах. Структура 26S протеасомы человека PDB 5GJR дана в качестве референса.

Скачать (178KB)
Метаданные
7. Рис. 6. (а) – Анализ электронной плотности в субстрат-связывающих карманах гексамерного АТФазного кольца; (б) – заякоривание HbYX-мотивов субъединиц Rpt3 и Rpt6 в гидрофобные полости гептамерного α-кольца; (в) – присутствие иммуносубъединиц в протеасоме, изолированной из клеток HeLa, предварительно обработанных IFNγ, на основании изменения электронной плотности в положениях характеристических аминокислотных остатков протеасомы иммунного фенотипа.

Скачать (743KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Сравнительный анализ проксимального (непосредственно взаимодействующего с 19S регуляторной субчастицей) и аксиального (удаленного) гептамерного α-кольца (а) N-концевых областей α-субъединиц в структуре иммунопротеасомы в сравнении с протеасомой конститутивного фенотипа (б); (в) – кооперативный сдвиг N-концевых фрагментов субъединиц PSMA1, PSMA4 и PSMA6 в направлении субъединицы PSMA2.

Скачать (610KB)
Метаданные
9. Рис. 8. (а) – Визуализация электронной плотности проксимального α-кольца в области входа во внутреннюю камеру каталитической 20S субчастицы; (б) – разобщение системы ионных связей, наблюдаемой в случае конститутивной протеасомы, между аминокислотными остатками Arg5 PSMA7 и Asp9 PSMA5, Arg10 PSMA5 и Asp7 PSMA1, а также Asn8 PSMA1 и Arg3 PSMA4 в структуре иммунопротеасомы; (в) – образование π-π-укладки между остатками Tyr5 и Phe9 субъединиц PSMA4 и PSMA6.

Скачать (618KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах