Prevention of carbohydrate metabolism disorders in rats by florotannins complex of the marine brown alga Sargassum pallidum under acute alcohol impact

Cover Page

Cite item

Full Text

Abstract

It is shown that the complex of florotannins isolated from the marine brown alga Sargassum pallidum protects the pool of the oxidized form of NAD+-NADP+ from depletion during acute alcohol impact. Restoration of NAD+/NADH ratio provided preservation of redox potential in liver, necessary level of oxidized forms of metabolites of lactate dehydrogenase and glycerol-3-phosphate dehydrogenase shuttle cycles for maintenance of reactions of aerobic glycolysis and gluconeogenesis, pentose phosphate cycle, promoted prevention of tissue hypoxia and normalization of blood glucose level. This provides a basis for recommending the use of florotannin complexes as a prophylactic agent to attenuate the toxic effects of ethanol.

Full Text

Restricted Access

About the authors

V. G. Sprygin

V.I. Il’ichev Pacific Oceanological Institute. FEB RAS

Author for correspondence.
Email: vgs2006@mail.ru
Russian Federation, Vladivostok

S. E. Fomenko

V.I. Il’ichev Pacific Oceanological Institute. FEB RAS

Email: vgs2006@mail.ru
Russian Federation, Vladivostok

N. F. Kushnerova

V.I. Il’ichev Pacific Oceanological Institute. FEB RAS

Email: vgs2006@mail.ru
Russian Federation, Vladivostok

References

  1. Боголицын К.Г., Дружинина А.С., Овчинников Д.В., Каплицин П.А., Шульгина Е.В., Паршина А.Э. Полифенолы бурых водорослей // Химия растит. сырья. 2018. № 3. С. 5-21. http://dx.doi.org/10.14258/jcprm.2018031898
  2. Венгеровский А.И., Маркова И.В.,Саратиков А.С. Методические указания по изучению гепатозащитной активности фармакологических веществ // Руководство по экспериментальному (доклиническому) изучению новых фармакологических средств. М.: Медицина, 2005. С. 683-691.
  3. Кушнерова Н.Ф., Спрыгин В.Г., Рахманин Ю.А. Регуляция метаболизма этилового спирта в организме олигомерными проантоцианидами как способ профилактики его токсического воздействия // Гигиена и сан. 2003. № 5. С. 58-60.
  4. Лелевич С.В. Функциональное состояние некоторых путей метаболизма глюкозы в печени крыс при хронической алкогольной интоксикации // Биомед. химия. 2009. Т. 55. № 6. С. 727-733.
  5. Спрыгин В.Г. Применение олигомерных проантоцианидинов для профилактики метаболических нарушений углеводного обмена в печени крыс при поражении этиловым спиртом // Сиб. мед.ж. 2012. Т. 111. № 4. С. 131-134.
  6. Титлянов Э.А., Титлянова Т.В. Морские растения стран Азиатско–Тихоокеанского региона, их использование и культивирование. Владивосток: Дальнаука, 2012. 377 с.
  7. Фисенко В.П. Руководство по экспериментальному (доклиническому) изучению новых фармакологических веществ. М.: Ремедиум, 2000. 398 с.
  8. Фоменко С.Е., Кушнерова Н.Ф., Спрыгин В.Г. Использование экстрактов бурой водоросли Sargassum pallidum и элеутерококка для профилактики стресс-индуцированных нарушений углеводно-липидного обмена в эксперименте // Эксперим. и клин. фармакол. 2019. Т. 82. № 8. С. 22-26. http://dx.doi.org/10.30906/0869-2092-2019-82-8-22-26
  9. Badawy A.a.-B. Alcohol and Gluconeogenesis—A Review // Alcohol Alcohol. 1977. V. 12. №1. P. 30-42. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.alcalc.a044054
  10. Bartosz G., Janaszewska A., Ertel D., Bartosz M. Simple determination of peroxyl radical-trapping capacity // Biochem. Mol. Biol. Int. 1998. V. 46. № 3. P. 519-528. https://doi.org/10.1080/15216549800204042
  11. Beecher G.R. Overview of dietary flavonoids: nomenclature, occurrence and intake // J Nutr. 2003. V. 133. №. P. 3248s-3254s. https://doi.org/10.1093/jn/133.10.3248s
  12. Bogolitsyn K., Parshina A., Druzhinina A., Ovchinnikov D., Krasikov V., Khviyuzov S. Physicochemical characteristics of the active fractions of polyphenols from Arctic macrophytes // J. Appl. Physiol. 2020. V. 32. № 6. P. 4277-4287. https://link.springer.com/article/10.1007/s10811-020-02226-w
  13. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. V. 72. P. 248-254. https://doi.org/10.1006/abio.1976.9999
  14. Brauer M., Ling M.F. The effects of chronic ethanol consumption on the intact rat liver studied by in vivo 31P NMR spectroscopy // Magn. Reson. Med. 1991. V. 20. № 1. P. 100-112. https://doi.org/10.1002/mrm.1910200111
  15. Chiva-Blanch G., Badimon L. Effects of Polyphenol Intake on Metabolic Syndrome: Current Evidences from Human Trials // Oxid. Med. Cell. Longev. 2017. V. 2017. Article ID5812401. https://doi.org/10.1155/2017/5812401
  16. Dmytryk A., Tuhy Ł., Chojnacka K. Algae as Source of Pharmaceuticals // Prospects and Challenges in Algal Biotechnology. 2017. Singapore: Springer Nature Singapore Pte Ltd. P. 295-310. https://doi.org/10.1007/978-981-10-1950-0_11
  17. Eggleston L.V., Krebs H.A. Regulation of the pentose phosphate cycle // Biochem. J. 1974. V. 138. № 3. P. 425-435. https://doi.org/10.1042/bj1380425
  18. Feraudi M. Determination of metabolite compartition in hepatic cells by varying the redox state in vivo // Arch. Int. Physiol. Biochim. Biophys. 1979. V. 87. № 5. P. 915-923. https://doi.org/10.3109/13813457909070539
  19. French S.W. Biochemistry of alcoholic liver disease // Crit. Rev. Clin. Lab. Sci. 1992. V. 29. № 2. P. 83-115. https://doi.org/10.3109/10408369209114597
  20. Gajdos A., Gajdos-Tr̈Oök M., Horn R. The effect of (+)-catechin on the hepatic level of ATP and the lipid content of liver during experimental steatosis // Biochem. Pharmacol. 1972. V. 21. № 4. P. 594-600. https://doi.org/10.1016/0006-2952(72)90338-3
  21. Godlewska K., Dmytryk A., Tuhy Ł., Chojnacka K. Algae as Source of Food and Nutraceuticals // Prospects and Challenges in Algal Biotechnology. 2017. Singapore: Springer Nature Singapore Pte Ltd. P. 277-294. https://doi.org/10.1007/978-981-10-1950-0_10
  22. Güçlü K., Kıbrıslıoğlu G., Özyürek M., Apak R. Development of a fluorescent probe for measurement of peroxyl radical scavenging activity in biological samples // J. Agric. Food Chem. 2014. V. 62. № 8. P. 1839-1845. https://doi.org/10.1021/jf405464v
  23. Hohorst H.-J. l-(+)-Lactate: Determination with Lactic Dehydrogenase and DPN // Methods of Enzymatic Analysis: Academic Press, 1965. P. 266-277.
  24. Jackson J.B. The proton-translocating nicotinamide adenine dinucleotide transhydrogenase // J. Bioenerg. Biomembr. 1991. V. 23. № 5. P. 715-741. https://doi.org/10.1007/bf00785998
  25. Klingenberg M. Nicotinamide-Adenine Dinucleotides (NAD, NADP, NADH, NADPH): Spectrophotometric and Fluorimetric Methods // Methods of Enzymatic Analysis (Second Edition): Academic Press, 1974. P. 2045-2072.
  26. Lamprecht W., Heinz F. Pyruvate // Methods of Enzymatic Analysis. Cambridge, UK: VCH Publishers (UK) Ltd, 1988. Vol.VI. P. 570-577
  27. Lang G. L-(-)-Glycerol 3-Phosphate // Methods of Enzymatic Analysis. – Cambridge, UK: VCH Publishers (UK) Ltd., 1988. Vol.VI. P. 525-531.
  28. Lieber C. Alcohol and the Liver: Metabolism of Ethanol, Metabolic Effects and Pathogenesis of Injury // Acta Med. Scand. 2009. V. 218. P. 11-55. http://dx.doi.org/10.1111/j.0954-6820.1985.tb08903.x
  29. Lieber C.S. New concepts of the pathogenesis of alcoholic liver disease lead to novel treatments // Curr. Gastroenterol. Rep. 2004. V. 6. № 1. P. 60-65. https://doi.org/10.1007/s11894-004-0027-0
  30. Liu X., Wang C.-Y., Shao C.-L., Wei Y.-X., Wang B.-G., Sun L.-L., Zheng C.-J., Guan H.-S. Chemical constituents from Sargassum pallidum (Turn.) C. Agardh // Biochem. Syst. Ecol. 2009. V. 37. № 2. P. 127-129. https://doi.org/10.1016/j.bse.2009.01.009
  31. Löhr G.W., Waller H.D. Glucose-6-phosphate Dehydrogenase // Methods of Enzymatic Analysis (Second Edition): Academic Press, 1974. P. 636-643.
  32. Mateos R., Pérez-Correa J.R., Domínguez H. Bioactive Properties of Marine Phenolics // Mar. Drugs. 2020. V. 18. № 10. P. 501. https://doi.org/10.3390/md18100501
  33. Michal G. D-Fructose 1,6-Bisphosphate, Dihydroxyacetone Phosphate and d-Glyceraldehyde 3-Phosphate // Methods of Enzymatic Analysis. Cambridge, UK: VCH Publishers (UK) Ltd., 1988. Vol. I. P. 342-350
  34. Nakai M., Kageyama N., Nakahara K., Miki W. Phlorotannins as radical scavengers from the extract of Sargassum ringgoldianum // Mar. Biotechnol. 2006. V. 8. № 4. P. 409-414. http://dx.doi.org/10.1007/s10126-005-6168-9
  35. Nawaz A., Zaib S., Khan I., Ahmed A., Shahzadi K., Riaz H. Silybum marianum: An Overview of its Phytochemistry and Pharmacological Activities with Emphasis on Potential Anticancer Properties // Anticancer Agents Med. Chem. 2023. V. 23. № 13. P. 1519-1534. https://doi.org/10.2174/1871520623666230412111152
  36. Ovchinnikov D.V., Bogolitsyn K.G., Druzhinina A.S., Kaplitsin P.A., Parshina A.E., Pikovskoi I.I., Khoroshev O.Y., Turova P.N., Stavrianidi A.N., Shpigun O.A. Study of Polyphenol Components in Extracts of Arctic Brown Algae of Fucus vesiculosus Type by Liquid Chromatography and Mass-Spectrometry // J. Anal. Chem. 2020. V. 75. № 5. P. 633-639. http://dx.doi.org/10.1134/S1061934820050147
  37. Parys S., Rosenbaum A., Kehraus S., Reher G., Glombitza K.W., König G.M. Evaluation of quantitative methods for the determination of polyphenols in algal extracts // J. Nat. Prod. 2007. V. 70. № 12. P. 1865-1870. https://doi.org/10.1021/np070302f
  38. Ragan M.A., Glombitza K.W. Phlorotannins, brown algal polyphenols // Progress in Phycological Research. – Bristol: Biopress Ltd, 1986. P. 129-241.
  39. Re R., Pellegrini N., Proteggente A., Pannala A., Yang M., Rice-Evans C. Antioxidant activity applying an improved ABTS radical cation decolorization assay // Free Radic. Biol. Med. 1999. V. 26. № 9–10. P. 1231-1237. https://doi.org/10.1016/s0891-5849(98)00315-3
  40. Reinke L.A., Tupper J.S., Smith P.R., Sweeny D.J. Diminished pentose cycle flux in perfused livers of ethanol-fed rats // Mol. Pharmacol. 1987. V. 31. № 6. P. 631-637.
  41. Shibata T., Ishimaru K., Kawaguchi S., Yoshikawa H., Hama Y. Antioxidant activities of phlorotannins isolated from Japanese Laminariaceae // J. Appl. Phycol. 2008. V. 20. № 5. P. 705-711. https://doi.org/10.1007/s10811-007-9254-8
  42. Singh I.P., Sidana J. Phlorotannins // Functional Ingredients from Algae for Foods and Nutraceuticals: Woodhead Publishing, 2013. P. 181-204. https://doi.org/10.1533/9780857098689.1.181
  43. Sprygin V.G., Kushnerova N.F., Fomenko S.E., Drugova E.S., Lesnikova L.N., Merzlyakov V.Y., Momot T.V. The Influence of an Extract from the Marine Brown Alga Sargassum pallidum on the Metabolic Reactions in the Liver under Experimental Toxic Hepatitis // Russ. J. Mar. Biol. 2017. V. 43. № 6. P. 479-484. http://dx.doi.org/10.1134/S1063074017060098
  44. Stern J.L., Hagerman A.E., Steinberg P.D., Winter F.C., Estes J.A. A new assay for quantifying brown algal phlorotannins and comparisons to previous methods // J. Chem. Ecol. 1996. V. 22. № 7. P. 1273-1293. https://doi.org/10.1007/bf02266965
  45. Stockwell T., Zhao J., Panwar S., Roemer A., Naimi T., Chikritzhs T. Do “Moderate” Drinkers Have Reduced Mortality Risk? A Systematic Review and Meta-Analysis of Alcohol Consumption and All-Cause Mortality // J. Stud. Alcohol Drugs. 2016. V. 77. № 2. P. 185-198. https://doi.org/10.15288/jsad.2016.77.185
  46. Strasbourg European Convention for the Protection of Vertebrate Animals used for Experimental and other Scientific Purposes. Strasbourg, 1986. ETS No. 123.
  47. Takahashi M., Satake N., Yamashita H., Tamura A., Sasaki M., Matsui-Yuasa I., Tabuchi M., Akahoshi Y., Terada M., Kojima-Yuasa A. Ecklonia cava polyphenol protects the liver against ethanol-induced injury in rats // Biochim. Biophys. Acta-Gen. Subj. 2012. V. 1820. № 7. P. 978-988. https://doi.org/10.1016/j.bbagen.2012.02.008
  48. Veech R.L., Eggleston L.V., Krebs H.A. The redox state of free nicotinamide-adenine dinucleotide phosphate in the cytoplasm of rat liver // Biochem. J. 1969. V. 115. № 4. P. 609-619. https://doi.org/10.1042/bj1150609a
  49. Veech R.L., Guynn R., Veloso D. The time-course of the effects of ethanol on the redox and phosphorylation states of rat liver // Biochem. J. 1972. V. 127. № 2. P. 387-397. https://doi.org/10.1042/bj1270387
  50. Xiao W., Wang R.S., Handy D.E., Loscalzo J. NAD(H) and NADP(H) Redox Couples and Cellular Energy Metabolism // Antioxid. Redox Signal. 2018. V. 28. № 3. P. 251-272. https://doi.org/10.1089/ars.2017.7216
  51. Yamashita H., Goto M., Matsui-Yuasa I., Kojima-Yuasa A. Ecklonia cava Polyphenol Has a Protective Effect against Ethanol-Induced Liver Injury in a Cyclic AMP-Dependent Manner // Mar. Drugs. 2015. V. 13. № 6. P. 3877-3891. https://doi.org/10.3390/md13063877
  52. Ye H., Zhou C., Sun Y., Zhang X., Liu J., Hu Q., Zeng X. Antioxidant activities in vitro of ethanol extract from brown seaweed Sargassum pallidum // Eur. Food Res. Technol. 2009. V. 230. № 1. P. 101-109. http://dx.doi.org/10.1007/s00217-009-1147-4
  53. Zhang D., Wang C., Shen L., Shin H.-C., Lee K.B., Ji B. Comparative analysis of oxidative mechanisms of phloroglucinol and dieckol by electrochemical, spectroscopic, cellular and computational methods // RSC Adv. 2018. V. 8. № 4. P. 1963-1972. https://doi.org/10.1039/c7ra10875c
  54. Zhang D., Wang Y., Sun X., Liu Y., Zhou Y., Shin H.C., Wang Y., Shen L., Wang C., Wang S., Zou X. Voltammetric, spectroscopic, and cellular characterization of redox functionality of eckol and phlorofucofuroeckol-A: A comparative study // J. Food. Biochem. 2019. V. 43. № 7. e12845. https://doi.org/10.1111/jfbc.12845

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Fig. 1. IR spectrum of the phlorotannin fraction from the marine brown alga Sargassum pallidum.

Download (202KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2025 Russian Academy of Sciences

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».