The effect of mechano-activated channels on passive stiffness and contraction amplitude of slow muscle

Cover Page

Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription Access

Abstract

Recently, highly specialized mechano-activated (MA) channels of the Piezo family have aroused increased interest among researchers in connection with their participation in the processes of mechanotransduction in mammals. However, until now nothing has been known about the role of these channels in the regulation of muscles’ passive stiffness and contraction. We assumed that both passive deformation of an isolated muscle and induced twitch and tetanic muscle contraction would lead to activation of Piezo1 channels, which increases passive stiffness and amplitude of muscle contraction. The purpose of the study: using Dooku1, a specific inhibitor of Piezo1 channels, and gadolinium chloride, a non-specific inhibitor of MA channels, to evaluate the possible contribution of Piezo1 channels to the mechanical response of an isolated slow muscle to passive deformation and induced twitch and tetanic contractions. The experimental results showed that the use of gadolinium led to a significant decrease in the parameters of passive muscle stiffness. Interestingly, the specific blocking of the Piezo1 MA channels using Dooku1 did not affect these parameters. At the same time, when the isolated muscle was treated with Dooku1 solution, the maximum tension of the induced twitch and tetanic contractions decreased by 21 and 25% respectively. Also, incubation of muscles in Gd3+ solution did not lead to significant changes in the parameters of induced contraction. Thus, we have shown that the MA channels, which can be blocked by Gd3+, are stimulated by passive muscle stretching and are involved in the regulation of muscle stiffness. At the same time, the Piezo1 MA channels are activated during muscle contraction and are involved in its regulation. It can be assumed that the participation of calcium channels in maintaining muscle stiffness and in the realization of muscle contraction can be carried out by additional activation of myofibrils with calcium ions, the concentration of which in muscle fiber increases as a result of the activity of these channels.

About the authors

K. V. Sergeeva

Institute of Biomedical Problems, Russian Academy of Sciences

Author for correspondence.
Email: sergeeva_xenia@mail.ru
Russian Federation, Moscow

S. A. Tyganov

Institute of Biomedical Problems, Russian Academy of Sciences

Email: sergeeva_xenia@mail.ru
Russian Federation, Moscow

K. A. Zaripova

Institute of Biomedical Problems, Russian Academy of Sciences

Email: sergeeva_xenia@mail.ru
Russian Federation, Moscow

B. S. Shenkman

Institute of Biomedical Problems, Russian Academy of Sciences

Email: sergeeva_xenia@mail.ru
Russian Federation, Moscow

References

  1. Schleip R, Naylor IL, Ursu D, Melzer W, Zorn A, Wilke HJ, Lehmann-Horn F, Klingler W (2006) Passive muscle stiffness may be influenced by active contractility of intramuscular connective tissue. Med Hypotheses 66(1): 66–71. https://doi.org/10.1016/j.mehy.2005.08.025
  2. Wang K, McCarter R, Wright J, Beverly J, Ramirez-Mitchell R (1993) Viscoelasticity of the sarcomere matrix of skeletal muscles. The titin-myosin composite filament is a dual-stage molecular spring. Biophys J 64(4): 1161–1177. https://doi.org/10.1016/S0006-3495(93)81482-6
  3. Rydahl SJ, Brouwer BJ (2004) Ankle stiffness and tissue compliance in stroke survivors: A validation of Myotonometer measurements. Arch Phys Med Rehabil 85(10): 1631–1637. https://doi.org/10.1016/j.apmr.2004.01.026
  4. Minozzo FC, Rassier DE (2010) Effects of blebbistatin and Ca2+ concentration on force produced during stretch of skeletal muscle fibers. Am J Physiol Cell Physiol 299(5): C1127–C1135. https://doi.org/10.1152/ajpcell.00073.2010
  5. Bagni MA, Cecchi G, Colombini B (2005) Crossbridge properties investigated by fast ramp stretching of activated frog muscle fibres. J Physiol 565(Pt 1): 261–268. https://doi.org/10.1113/jphysiol.2005.085209
  6. Colombini B, Nocella M, Benelli G, Cecchi G, Bagni MA (2008) Effect of temperature on cross-bridge properties in intact frog muscle fibers. Am J Physiol Cell Physiol 294(4): C1113–C1117. https://doi.org/10.1152/ajpcell.00063.2008
  7. Chinn M, Getz EB, Cooke R, Lehman SL (2003) Force enhancement by PEG during ramp stretches of skeletal muscle. J Muscle Res Cell Motil 24(8): 571–578. https://doi.org/10.1023/b:jure.0000009846.05582.89
  8. Armstrong RB, Duan C, Delp MD, Hayes DA, Glenn GM, Allen GD (1993) Elevations in rat soleus muscle [Ca2+] with passive stretch. J Appl Physiol (1985) 74(6): 2990–2997. https://doi.org/10.1152/jappl.1993.74.6.2990
  9. Sigurdson W, Ruknudin A, Sachs F (1992) Calcium imaging of mechanically induced fluxes in tissue-cultured chick heart: Role of stretch-activated ion channels. Am J Physiol 262(4 Pt 2): H1110–H1115. https://doi.org/10.1152/ajpheart.1992.262.4.H1110
  10. Bosutti A, Giniatullin A, Odnoshivkina Y, Giudice L, Malm T, Sciancalepore M, Giniatullin R, D'Andrea P, Lorenzon P, Bernareggi A (2021) “Time window” effect of Yoda1-evoked Piezo1 channel activity during mouse skeletal muscle differentiation. Acta Physiol (Oxf) 233(4): e13702. https://doi.org/10.1111/apha.13702
  11. Matsunaga M, Kimura M, Ouchi T, Nakamura T, Ohyama S, Ando M, Nomura S, Azuma T, Ichinohe T, Shibukawa Y (2021) Mechanical Stimulation-Induced Calcium Signaling by Piezo1 Channel Activation in Human Odontoblast Reduces Dentin Mineralization. Front Physiol 12: 704518. https://doi.org/10.3389/fphys.2021.704518
  12. Szabo L, Balogh N, Toth A, Angyal A, Gonczi M, Csiki DM, Toth C, Balatoni I, Jeney V, Csernoch L, Dienes B (2022) The mechanosensitive Piezo1 channels contribute to the arterial medial calcification. Front Physiol 13: 1037230. https://doi.org/10.3389/fphys.2022.1037230
  13. Zeng Y, Riquelme MA, Hua R, Zhang J, Acosta FM, Gu S, Jiang JX (2022) Mechanosensitive piezo1 calcium channel activates connexin 43 hemichannels through PI3K signaling pathway in bone. Cell Biosci 12(1): 191. https://doi.org/10.1186/s13578-022-00929-w
  14. Bagriantsev SN, Gracheva EO, Gallagher PG (2014) Piezo proteins: regulators of mechanosensation and other cellular processes. J Biol Chem 289 (46): 31673–31681. https://doi.org/10.1074/jbc.R114.612697
  15. Borbiro I, Rohacs T (2017) Regulation of Piezo Channels by Cellular Signaling Pathways. Curr Top Membr 79: 245–261. https://doi.org/10.1016/bs.ctm.2016.10.002
  16. Syeda R, Xu J, Dubin AE, Coste B, Mathur J, Huynh T, Matzen J, Lao J, Tully DC, Engels IH, Petrassi HM, Schumacher AM, Montal M, Bandell M, Patapoutian A (2015) Chemical activation of the mechanotransduction channel Piezo1. Elife 4. https://doi.org/10.7554/eLife.07369
  17. Evans EL, Cuthbertson K, Endesh N, Rode B, Blythe NM, Hyman AJ, Hall SJ, Gaunt HJ, Ludlow MJ, Foster R, Beech DJ (2018) Yoda1 analogue (Dooku1) which antagonizes Yoda1-evoked activation of Piezo1 and aortic relaxation. Br J Pharmacol 175(10): 1744–1759. https://doi.org/10.1111/bph.14188
  18. Kinsella JA, Debant M, Parsonage G, Morley LC, Bajarwan M, Revill C, Foster R, Beech DJ (2024) Pharmacology of PIEZO1 channels. Br J Pharmacol 181(23): 4714–4732. https://doi.org/10.1111/bph.17351
  19. Hamill OP, McBride DW Jr (1996) The pharmacology of mechanogated membrane ion channels. Pharmacol Rev 48(2): 231–252.
  20. Dienes B, Szentesi P, Szabo L, Magyar ZE, Kovacs Z, Bazsó T, Gönczi MLC (2024) The contribution of PIEZO1 channels modifies our picture of skeletal muscle contraction. Biophys J 123(3). https://doi.org/10.1016/j.bpj.2023.11.1539
  21. Anderson J, Li Z, Goubel F (2001) Passive stiffness is increased in soleus muscle of desmin knockout mouse. Muscle Nerve 24(8): 1090–1092. https://doi.org/10.1002/mus.1115
  22. El-Khoury R, Bradford A, O'Halloran KD (2012) Chronic hypobaric hypoxia increases isolated rat fast-twitch and slow-twitch limb muscle force and fatigue. Physiol Res 61(2): 195–201. https://doi.org/10.33549/physiolres.932140
  23. Biagi BA, Enyeart JJ (1990) Gadolinium blocks low- and high-threshold calcium currents in pituitary cells. Am J Physiol 259(3 Pt 1): C515–C520. https://doi.org/10.1152/ajpcell.1990.259.3.C515
  24. Sadoshima J, Takahashi T, Jahn L, Izumo S (1992) Roles of mechano-sensitive ion channels, cytoskeleton, and contractile activity in stretch-induced immediate-early gene expression and hypertrophy of cardiac myocytes. Proc Natl Acad Sci USA 89(20): 9905–9909. https://doi.org/10.1073/pnas.89.20.9905
  25. Yeung EW, Allen DG (2004) Stretch-activated channels in stretch-induced muscle damage: Role in muscular dystrophy. Clin Exp Pharmacol Physiol 31(8): 551–556. https://doi.org/10.1111/j.1440-1681.2004.04027.x
  26. Elinder F, Arhem P (1994) Effects of gadolinium on ion channels in the myelinated axon of Xenopus laevis: Four sites of action. Biophys J 67(1): 71–83. https://doi.org/10.1016/S0006-3495(94)80456-4
  27. Hongo K, Pascarel C, Cazorla O, Gannier F, Le Guennec JY, White E (1997) Gadolinium blocks the delayed rectifier potassium current in isolated guinea-pig ventricular myocytes. Exp Physiol 82(4): 647–656. https://doi.org/10.1113/expphysiol.1997.sp004053
  28. Tokimasa T, North RA (1996) Effects of barium, lanthanum and gadolinium on endogenous chloride and potassium currents in Xenopus oocytes. J Physiol 496(Pt 3): 677–686. https://doi.org/10.1113/jphysiol.1996.sp021718
  29. Nakazawa K, Liu M, Inoue K, Ohno Y (1997) Potent inhibition by trivalent cations of ATP-gated channels. Eur J Pharmacol 325(2-3): 237–243. https://doi.org/10.1016/s0014-2999(97)00120-9

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML

Copyright (c) 2025 Russian Academy of Sciences

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».