Иммобилизация бактерий рода Azospirillum на носителях различной природы

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Для экологизации агропромышленного производства значительная часть исследований направлена на получение иммобилизованных препаратов бактерий, которые сохраняют способность к активному росту без потери метаболической активности, как во время иммобилизации, так и после длительного хранения и биотехнологического использования. В данной работе исследована возможность иммобилизации клеток бактерий рода Azospirillum на натуральных и синтетических носителях. Проанализирована эффективность иммобилизации в альгинатный гидрогель и вермикулит клеток штамма A. brasilense SR80. Оценен уровень пролиферативной и метаболической активности полученных препаратов. Показана перспективность использования вермикулита и альгината кальция в качестве матрицы для иммобилизации азоспирилл.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

М. А. Купряшина

Институт биохимии и физиологии растений и микроорганизмов, ФИЦ “Саратовский научный центр РАН”; Саратовский государственный медицинский университет имени В. И. Разумовского Министерства здравоохранения Российской Федерации

Автор, ответственный за переписку.
Email: kupryashina_m@mail.ru
Россия, Саратов; Саратов

Е. Г. Пономарева

Институт биохимии и физиологии растений и микроорганизмов, ФИЦ “Саратовский научный центр РАН”

Email: kupryashina_m@mail.ru
Россия, Саратов

Т. Е. Пылаев

Институт биохимии и физиологии растений и микроорганизмов, ФИЦ “Саратовский научный центр РАН”; Саратовский государственный медицинский университет имени В. И. Разумовского Министерства здравоохранения Российской Федерации

Email: kupryashina_m@mail.ru
Россия, Саратов; Саратов

Список литературы

  1. Ившина И. Б., Бердичевская М. В., Зверева Л. В. Фенотипическая характеристика алканотрофных родококков из различных экосистем // Микробиология. 1995. Т. 64. С. 507–513.
  2. Кобзев Е. Н., Петрикевич С. Б., Шкидченко А. Н. Исследование устойчивости ассоциации микроорганизмов-нефтедеструкторов в открытой системе. // Прикл. биохимия и микробиология. 2001. Т. 37. С. 413–417.
  3. Kobzev E. N., Petrikevich S. B., Shkidchenko A. N. Investigation of the stability of an association of oil-degrading microorganisms in an open system // Appl. Biochem. Microbiol. 2001. V. 37. P. 416–417.
  4. Купряшина М. А., Петров С. В., Пономарева Е. Г., Никитина В. Е. Лигнинолитическая активность бактерий родов Azospirillum and Niveispirillum // Микробиология. 2015. Т. 84. С. 691–696.
  5. Kupryashina M. A., Petrov S. V., Ponomareva E. G., Nikitina V. E. Ligninolytic activity of bacteria of the genera Azospirillum and Niveispirillum // Microbiology (Moscow). 2015. V. 84. P. 791–795.
  6. Купряшина М. А., Пономарева Е. Г., Никитина В. Е. Способность бактерий рода Azospirillum к деколоризации синтетических красителей // Микробиология. 2020. Т. 89. С. 453–461.
  7. Kupryashina M. A., Ponomareva E. G., Nikitina V. E. Ability of bacteria of the genus Azospirillum to decolorize synthetic dyes // Microbiology (Moscow). 2020. V. 89. P. 451–458.
  8. Купряшина М. А., Селиванов Н. Ю., Никитина В. Е. Выделение и очистка Mn-пероксидазы Azospirillum brasilense Sp245 // Прикл. биохимия и микробиология. 2012. Т. 48. С. 23–26.
  9. Kupryashina M. A., Selivanov N. Yu., Nikitina V. E. Isolation and purification of Mn-peroxidase from Azospirillum brasilense Sp245 // Appl. Biochem. Microbiol. 2012. V. 48. P. 17–20.
  10. Лейкин Ю. А., Черкасова Т. А., Смагина Н. А. Вермикулитовый сорбент для очистки воды от нефтяных углеводородов // Сорбционные и хроматографические процессы. 2009. Т. 9. № 1. С. 104‒117.
  11. Максимов А. Ю., Максимова Ю. Г., Кузнецова М. В., Олонцев В. Ф., Демаков В. А. Иммобилизация на углеродных сорбентах клеток штамма Rhodococcus ruber gt1, обладающего нитрилгидратазной активностью // Прикл. биохимия и микробиология. 2007. Т. 43. № 2. С. 193–198.
  12. Maksimov A. Yu., Maksimova Yu.G., Kuznetsova M. V., Demakov V. A., Olontsev V. F. Immobilization of Rhodococcus ruber strain gt1, possessing nitrile hydratase activity, on carbon supports // Appl. Biochem. Microbiol. 2007. V. 43. P. 173‒177.
  13. Максимова Ю. Г., Максимов А. Ю. Иммобилизованные клетки и ферменты в биотехнологии / Учеб. пособие. — Пермь: Пермский гос. нац. исслед. ун-т, 2018. 88 с.
  14. Никитина В. Е., Ветчинкина Е. П., Пономарева Е. Г., Гоголева Ю. В. Фенолоксидазная активность бактерий рода Azospirillum // Микробиология. 2010. Т. 79. С. 344–351.
  15. Nikitina V. E., Vetchinkina E. P., Ponomareva E. G., Gogoleva Yu. V. Phenol oxidase activity in bacteria of the genus Azospirillum // Microbiology (Moscow). 2010. V. 79. P. 327–333.
  16. Beshay U., El-Enshasy H., Ismail I. M. K., Moawad H., ABD-El-Ghany S. β-Glucanase productivity improvement via cell immobilization of recombinant Escherichia coli cells in different matrices // Pol. J. Microbiol. 2011. V. 60. P. 133–138.
  17. Bradford M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. V. 72. P. 248–254.
  18. Cesari A. B., Paulucci N. S., Yslas E. I., Dardanelli M. S. Immobilization of Bradyrhizobium and Azospirillum in alginate matrix for long time of storage maintains cell viability and interaction with peanut // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2020. V. 104. P. 10145–10164.
  19. Chen Q., Li J., Liu M., Sun H., Bao M. Study on the biodegradation of crude oil by free and immobilized bacterial consortium in marine environment // PLoS One. 2017. V. 12. e0174445.
  20. Fendrihan S., Constantinescu F., Sicuia O., Dinu S. Azospirillum strains as biofertilizers and biocontrol agents — a practical review // J. Adv. Agricult. 2017. V. 7. P. 1096–1108.
  21. Gombotz W. R., Wee S. F. Protein release from alginate matrices // Adv. Drug Deliv. Rev. 2012. V. 64. P. 194–205.
  22. He Y., Wu Z., Ye B., Wang Y., Guan X., Zhang J. Viability evaluation of alginate-encapsulated Pseudomonas putida Rs-198 under simulated salt-stress conditions and its effect on cotton growth // Eur. J. Soil. Biol. 2016. V. 75. P. 135–141.
  23. John R. P., Tyagi R. D., Brar S.K, Surampalli R. Y., Prevost D. Bioencapsulation of microbial cells for targeted agricultural delivery // Crit. Rev. Biotechnol. 2011. V. 31. P. 211–226.
  24. Park J. K., Chang H. N. Microencapsulation of microbial cells // Biotechnol. Adv. 2000. V. 18. P. 303–319.
  25. Paszczynski A., Crawford R. L., Huynh V.-B. Manganese peroxidase of Phanerochaete chrysosporium: purification // Methods Enzymol. 1988. V. 161. P. 264–270.
  26. Rampersad S. N. Multiple applications of Alamar Blue as an indicator of metabolic function and cellular health in cell viability bioassays // Sensors (Basel). 2012. V. 12. P. 12347–12360.
  27. Rathoreet S., Desai M. P., Liew V. C., Lai W. C., Paul W. S.H. Microencapsulation of microbial cells // J. Food Eng. 2013. P. 116. P. 369–381.
  28. Ruan B., Wu P., Chen M., Lai X., Chen L., Yu L., Gong B., Kang C., Dang Z., Shi Z., Liu Z. Immobilization of Sphingomonas sp. GY2B in polyvinyl alcohol-alginate-kaolin beads for efficient degradation of phenol against unfavorable environmental factors // Ecotoxicol. Environ. Saf. 2018. V. 162. P. 103–111.
  29. Tripathi A., Sami H., Jain S. R., Viloria-Cols M., Zhuravleva N., Nilsson G., Jungvid H., Kumar A. Improved bio-catalytic conversion by novel immobilization process using cryogel beads to increase solvent production // Enzyme Microb. Technol. 2010. V. 47. P. 44–51.
  30. Vejan P., Khadiran T., Abdullah R., Ismail S., Dadrasnia A. Encapsulation of plant growth promoting Rhizobacteria prospects and potential in agricultural sector: a review // J. Plant Nutr. 2019. V. 42. P. 2600–2623.
  31. Wang Q., Zhang S., Li Y., Klassen W. Potential approaches to improving biodegradation of hydrocarbons for bioremediation of crude oil pollution // J. Environ. Protect. 2011. V. 2. P. 47–55.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Оценка жизнеспособности клеток азоспирилл, иммобилизованных на различные носители при высеве на плотную питательную среду: а — Ca-альгинатные шарики; б — вермикулит; в — силикагель

Скачать (277KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Относительная дыхательная активность суспензии бактерий (а ‒ калибровочная кривая) и иммобилизованных бактерий (б) на трех типах носителей: альгинатных шариках, вермикулите и силикагеле. Нижний порог определен по базовой линии (сигнал/шум). За 100% принята дыхательная активность суспензии бактерий с ОП600 = 0

Скачать (332KB)
Метаданные
4. Рис. 3. СЭМ-изображения Ca-альгинатных шариков (а), вермикулита (б) и силикагеля (в), иммобилизованных клетками азоспирилл

Скачать (564KB)
Метаданные
5. Рис. 4. СЭМ-изображения структуры Ca-альгинатных шариков (а), вермикулита (б) и силикагеля (в), контрольных (1) и иммобилизованных клетками азоспирилл (2)

Скачать (715KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Изменение удельной активности полифенолоксидазы суспензионных (1), иммобилизованных на вермикулите (2) и на альгинатных шариках (3) клеток A. brasilense SR80

Скачать (133KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах