Chitin Degradation by Microbial Communities of the Kandalaksha Gulf, White Sea

Cover Page

Cite item

Full Text

Abstract

Chitin is among the most widespread biopolymers on Earth and occurs in high quantities in the exoskeletons of marine invertebrates. Chitinolytic bacteria are therefore typical components of marine ecosystems and play an important part in chitin biodegradation. The Kandalaksha Gulf area near the White Sea Biological Station, Moscow State University, which is inhabited by numerous invertebrates, is a promising site for the isolation of such bacteria. The composition of environmental prokaryotic communities and of enrichment cultures grown on chitin was determined, and pure cultures of active chitinolytics were isolated and identified as Pseudoalteromonas undina and Vibrio alginolyticus. The chitinolytic potential of the genera predominant in enrichment cultures was assessed; these may include previously unknown chitinolytic microorganisms.

Full Text

Природный полимер хитин — одно из самых часто встречающихся органических веществ в природе; он является вторым по распространенности полимером после целлюлозы. Хитин представляет собой линейный полимер аминосахара N-ацетил-D-глюкозамина, связанный β-(1‒4) гликозидными связями. Этот полисахарид обладает структурой, сходной с целлюлозой, но вместо гидроксильной группы в C-2 положении содержит N-ацетильную группу. Хитин нерастворим в воде и играет структурную роль в экзоскелете беспозвоночных, поскольку обладает высокой степенью кристалличности благодаря водородным связям, образующимся между N-ацетильными группами в C-2 положении и гидроксильной группой в C-3 положении, а также N-ацетильной группой в C-6 положении, что удерживает хитиновые цепи плотно связанными (Muñoz et al., 2017). Помимо экзоскелета беспозвоночных, в природе хитин наиболее часто встречается в клеточных стенках грибов, а также в кутикуле членистоногих, что делает его неотъемлемой частью круговорота питательных веществ в природе (Foster et al., 1961).

Хитин непрерывно попадает на дно океана вместе с панцирями ракообразных, однако морские отложения содержат лишь его следовые количества. Это связано с повсеместным распространением хитинолитических бактерий, которые являются типичными представителями морских экосистем и играют немаловажную роль в процессе деградации хитина, продуцируя внеклеточные ферменты хитиназы, расщепляющие β-(1‒4) гликозидную связь (Zobell et al., 1938). По некоторым оценкам, весь хитин, образующийся в океанах, может быть полностью минерализован в поверхностных водах в течение 50 и 140 дней при 25 и 15℃ соответственно, в течение 370 дней в толще воды при 5℃ и в течение 500 дней на глубине при температуре, близкой к нулю (Humitake et al., 1965).

Деструкция хитина осуществляется посредством хитиназ — ферментов, катализирующих расщепление хитина и хитодекстринов (КФ 3.2.1.14). Однако различия в строении хитина в зависимости от его источника (водные и наземные среды) могут приводить к адаптации систем хитинолитических ферментов. Микроорганизмы, выделенные из различных экологических ниш (почва, пресные, ультрапресные и соленые, и щелочные водоемы), обладают разным хитинолитическим потенциалом (Варламов и соавт., 2020).

Это первая работа, в которой сделана попытка выделения хитинолитических бактерий из Кандалакшского залива Белого моря. Белое море характеризуется низкой температурой воды (от ‒0.5℃ зимой до 15℃ летом, в поверхностных водных горизонтах заливов), а также большим разнообразием обитающих в нем беспозвоночных животных с хитиновым экзоскелетом, что создает потенциальные условия для выделения психроактивных хитинолитических бактерий.

Целью данной работы было определить прокариотический состав природных сообществ и накопительных культур из проб воды акватории Кандалакшского залива Белого моря, выделить чистые культуры активных хитинолитиков и оценить хитинолитический потенциал представителей доминирующих в накопительных культурах родов.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Сбор и обработка образцов. Образцы беспозвоночных животных, таллом водоросли и пробы воды были отобраны в августе 2021 г. Сбор образцов производили различными способами: вручную, с помощью черпака, батометра, мультикорера.

Получение накопительных и чистых культур. Отобранные природные объекты для посева перетирали в ступке до гомогенного состояния. Для культивирования хитинолитических бактерий использовали среды следующего состава:

(1) морская вода, профильтрованная через фильтр грубой очистки с добавлением 1% (по весу) хитина из панциря краба в виде мелких хлопьев (Chitin Extra Pure производства “Loba Chemie”, код товара 02695, молекулярная масса 400 кДа);

(2) синтетическая морская вода (г/л): NaCl — 18.9; MgCl2 × 6 H2O — 3.7; MgSO4 × 7 H2O — 4.8; CaCl2–0.8; KCl — 0.5; NaHCO3–0.1; микроэлементы — 5 мл. Раствор микроэлементов имеет следующий состав (г/5 мл): FeSO4 × 7 H2O — 0.148; ZnSO4–0.011; MnSO4–0.0014; CoCl2 × 6 H2O — 0.0148; CuCl2 × 2 H2O — 0.0064; NiCl2 × H2O — 0.0015; Na2MoO4 × 2 H2O — 0.0016; H3BO3–0.00128; EDTA — 0.2;

(3) для получения твердых сред в жидкие основы такого же состава было добавлено 2% агара (Bacteriological Grade, “VWR International LLC”, США).

Среды стерилизовали с заранее внесенным хитином и разливали в чашки Петри. В жидкие среды хитин также вносили перед стерилизацией.

Посевы на твердые среды осуществляли помещением капли полученного гомогената или морской воды из образца на твердую среду (Т), затем каплю распределяли по поверхности среды методом истощающего штриха. Засеянные чашки Петри инкубировали при температуре 15, 20 и 30℃ в течение 10 сут. Затем полученные колонии пересевали на жидкую среду (Ж) для элиминации агаролитических бактерий и обогащения культуры хитинолитическими бактериями. Культивирование в жидких средах проходило в условиях свободного доступа воздуха, в пластиковых пробирках типа Falcon объемом 15 мл с 2 мл жидкой среды, с неплотно закрученной крышкой, также при температуре 15, 20 и 30℃ в течение 7 сут.

Чистые культуры хитинолитических бактерий получали путем многократного повторения вышеуказанной процедуры. Проверку наличия роста в жидких средах и оценку разнообразия морфологии клеток осуществляли путем микроскопирования в световом микроскопе Микмед-1 (“ЛОМО”, Россия). После этого культуру снова пересевали на твердую среду истощающим штрихом и инкубировали при температуре 15, 20 и 30℃ в течение 14 сут. Признаком хитинолитической активности считали появление явной зоны гидролиза хитина вокруг колонии или штриха.

Выделение ДНК из природных образцов, накопительных и чистых культур проводили с помощью DNA Soil Kit (“Qiagen”). Для определения видового состава природных образцов и накопительных культур проводили NGS профилирование общей бактериальной ДНК по V4 региону 16S рРНК, секвенирование на базе платформы Illumina (Институт микробиологии им. С. Н. Виноградского). Из накопительных культур клетки микроорганизмов предварительно осаждали центрифугированием (центрифуга 5810 R, “Eppendorf”, Германия) при 7000 g при 4℃ в течение 20 мин. Тотальную ДНК из природных образцов и накопительных культур выделяли с помощью набора FastDNA™ Spin Kit for Soil (“MP Biomedicals”, США) в соответствии с инструкциями производителя. Концентрацию выделенной ДНК измеряли с помощью набора QuDye dsDNA HS Assay Kit (“Lumiprobe”, Россия) и флуориметра Qubit 2.0 (“Thermo Fisher Scientific”, США). Препараты ДНК хранили при — 20℃. Приготовление библиотек для секвенирования гипервариабельного участка V4 гена 16S рРНК на платформе Illumina проводили так же, как это описано у Vortsepneva et al. (2021). Высокопроизводительное секвенирование проводили на секвенаторе MiSeq (“Illumina”, США) в соответствии с инструкциями производителя. ДНК из чистых культур выделяли с помощью набора GeneJET Genomic DNA Purification Kit (“Thermo Fisher Scientific”, США). Для амплификации последовательности гена 16S рРНК использовали праймеры 8F (5'-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG) и 1100R (5'-GGGTTGCGCTCGTTG). ПЦР-амплификацию проводили по следующей схеме: первоначальная денатурация при 95℃ в течение 5 мин, затем 30 циклов (95℃ в течение 30 с, 60℃ в течение 1 мин, и 72℃ в течение 1 мин) и финальная элонгация при 72℃ в течение 20 мин. Очистку ПЦР-продуктов проводили с помощью набора GeneJET Gel Extraction and DNA Cleanup Micro Kit (“Thermo Fisher Scientific”, США). Определение последовательности гена 16S рРНК проводили с помощью секвенирования по Сэнгеру на секвенаторе ABI 3730XL DNA Analyzer (“Applied Biosystems”, США).

Обработка последовательностей и анализ данных. Прочтения V4 региона гена 16S рРНК, полученные в двух повторностях для каждого образца, подготавливали для дальнейшего анализа также, как это описано в работе Gavrilov et al. (2019). Полученные данные анализировали с использованием сервиса SILVAngs с параметрами по умолчанию (https://ngs.arb-silva.de/silvangs/) и базы данных SILVA138.1 SSU. При необходимости, для более точного определения таксономии полученных последовательностей проводили поиск ближайших родственников в базах данных NCBI с помощью BLASTn (https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi). Статистический анализ проводили с помощью ПО QIIME2 (https://qiime2.org) (Bolyen et al., 2019). Анализ разнообразия между исследуемыми образцами (β-разнообразия) проводили с использованием матрицы расхождения Брея-Кертиса (Sorensen, 1948) и метода ординации PCoA (Principle Coordinates Analysis).

Полученные в ходе секвенирования по Сэнгеру последовательности обрабатывали и собирали с помощью ПО BioEdit. Для определения таксономического положения использовали NCBI BLASTn (https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi).

Характеристика полученных штаммов хитинолитиков. Способность штаммов использовать иные, чем хитин, полимерные субстраты, проверяли на жидких средах, содержащих растворы полисахаридов (0.2% агар, 0.2% ϰ-каррагинан, 0.2% ι-каррагинан, 2% альгинат натрия; “Qingdao Bright Moon Seaweed Group Co.”, Китай, 2%). В качестве контроля использовали ту же среду без полисахаридов. Культивирование проводили в 15 мл пробирках с 2 мл среды и неплотно закрытой крышкой при температуре 25 и 30℃. Перед проведением тестов культуры хитинолитических бактерий выращивали на среде следующего состава: морская вода (до 1 л), глюкоза — 10 г/л, пептон — 5 г/л, дрожжевой экстракт — 1 г/л, 1.8% агара, в течение 4 сут. О росте бактерий на хитине судили по помутнению среды по сравнению с контрольной средой, лишенной хитина.

Поиск генов хитиназ в геномах представителей родов, доминирующих в накопительных культурах. Для осуществления поиска генов хитиназ были выбраны геномы всех описанных видов внутри родов Cobetia и Endozoicomonas, которые доступны в базе данных NCBI GenBank. Поиск ферментов, гидролизующих полисахариды, в in silico транслированных геномах проводился с помощью dbcan 3.0.6 (Zhang et al., 2023) с выбором метода hmmer, после чего были проанализированы белки из семейств, в которых присутствуют хитиназы и хитин-оксигеназы, согласно базе данных CAZy (http://www.cazy.org; Drula et al., 2022). Кроме того, в список целевых белков также входили ферменты, активные по отношению к пептидогликану (лизоцимы и им подобные), поскольку для них была обнаружена хитинолитическая активность (Masselin et al., 2021). Оценка корректности предсказания целевых активностей для найденных белков был проведена с помощью поиска BLAST против базы данных SwissProt для определения ближайших охарактеризованных гомологов.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Получение накопительных культур хитинолитических бактерий. Образцы беспозвоночных животных, водорослей и морской воды, отобранные на территории Беломорской биологической станции (ББС) МГУ в августе 2021 года (табл. 1), высевали на агаризованную среду с хитином и инкубировали при 15, 20 и 30℃.

 

Таблица 1. Природные образцы, использованные для исследования присутствия и разнообразия хитинолитиков

Образец

Место сбора

Способ отбора

Используемые среды

Накопительная культура

Чистая культура

Анализ генов 16S рРНК

Кольчатый червь Scoloplos sp.

Литораль

Вручную

Т*, Ж**

+

‒

Природный образец

Веслоногий рачок Copepoda sp.

Литораль

Вручную

Т, Ж

+

+

Природный образец, накопительная и чистая культуры

Панцирь ракообразного Pandalidae sp.

Литораль

Вручную

Т, Ж

+

‒

‒

Таллом водоросли Laminaria sp.

Литораль

Вручную

Т, Ж

+

‒

Природный образец

Кольчатый червь Phyllodoce maculata

Дно моря

Черпак

Т

+

+

Чистая культура

Кольчатый червь Polynidae sp.

Дно моря

Черпак

Т

+

‒

‒

Кольчатый червь Terebelides sp.

Дно моря

Черпак

Т

+

‒

Природный образцец и накопительная культура

Брюхоногий моллюск Bucinidae sp.

Дно моря

Черпак

Т

+

‒

Природный образец

Arthropoda sp.

Дно моря

Черпак

Т

+

‒

‒

Наилок (270 м)

Море

Мульти- корер

Ж

+

‒

‒

Вода над наилком (270 м)

Море

Мульти- корер

Ж

+

‒

‒

Прибрежная морская вода

Море

Стеклянная посуда

Т

+

+

Накопительная и чистая культуры

Примечание. *Т — агаризованная среда; **Ж — жидкая среда.

 

После 10 сут инкубации на ряде засеянных чашек Петри появлялись колонии. О гидролизе хитина говорили прозрачные ореолы, окружающие колонии, в то время как основная масса среды оставалась мутной. В накопительных культурах присутствовали бактерии разнообразной морфологии — кокки, палочки и вибрионы. Нами были получены три накопительные культуры (культура CE из образца Copepoda, культура TE из образца Terrebelides и культура ME, полученная из образца морской воды), которые оказались способны к аэробному разложению хитина. Также были получены еще 9 накопительных культур из различных источников, которые росли на чашках Петри с той же средой, однако способности к гидролизу хитина не демонстрировали. Все накопительные культуры росли при 20 и 30℃ в течение 7 сут. Дальнейшая работа с получением чистых культур проводилась при 30℃ в связи с тем, что при этой температуре наблюдалась самая высокая скорость роста.

Анализ микробных сообществ природных образцов и полученных из них накопительных культур, растущих на хитине. Микробные сообщества, ассоциированные с природными образцами, и полученные из них накопительные культуры, использующие хитин, были исследованы с помощью NGS секвенирования ампликонов V4 вариабельных фрагментов генов 16S рРНК.

В природном образце CN представляющем собой гомогенат особи Copepoda sp. (рис. 1а) доминировали бактерии рода Terasakiella (24%), Motilimonas (21%) и Oceanospirillum (17%). Также в сообществе присутствовали бактерии родов Vibrio (12%) и Oceanobacter (8%).

 

Рис. 1. Состав микробного сообщества, ассоциированного с Copepoda sp. CN (а) и полученной из него накопительной культуры CE, использующей хитин как единственный источник углерода и энергии (б)

 

Накопительная культура CE, которую получили из этого образца путем культивирования на среде с использованием хитина в качестве единственного источника углерода и энергии, существенно отличалась от исходного образца по составу, так как 92% в ней составлял род Alivibrio, а 5% — Photobacterium. Представители рода Vibrio, достаточно многочисленные в образце, в накопительной культуре присутствовали лишь как минорный компонент (рис. 1б).

В природном образце TN, представляющем собой особь кольчатого червя Terebillides sp., было обнаружено широкое разнообразие родов различных микроорганизмов (рис. 2а). Больше всего было выявлено представителей рода Pediococcus (11%), Pseudoxanthomonas (6%), Desulfovibrio (6%). По 5% составляли бактерии, родственные некультивируемому представителю Bacillota BRH-c20a, а также бактерии родов Tyzzerella и Robinsomiella. Однако основная масса (54%) родов присутствовала в относительно небольшом количестве, не превышающем 5%.

 

Рис. 2. Состав микробного сообщества, ассоциированного с Terebillides sp. TN (а), и полученной из него накопительной культуры TE, использующей хитин как единственный источник углерода и энергии (б)

 

В накопительной культуре TE, полученной из образца Terebelides и использующей хитин (рис. 2а), 31% составляли представители рода Endozoicomonas (Pike, 2013). Также в значительном количестве (11%) присутствовали представители рода Thioalkalispira. По 7% от общего количества прокариот составляли бактерии родов Klebsiella и Aeromonas, 5% — представители рода Serratia и 4% — Shewanella.

Накопительная культура ME, разлагающая хитин, была получена из морской воды (рис. 3). В ней доминировал род Pseudoalteromonas (63%); в значительном количестве были представлены бактерии рода Cobetia (18%). В меньших долях присутствовали бактерии родов Marinomonas (5%) и Halomonas (3%).

 

Рис. 3. Состав микробного сообщества накопительной культуры ME, полученной из образца воды Кандалакшского залива и использующей хитин как единственный источник углерода и энергии

 

Выделение и характеристика чистых культур хитинолитических бактерий. Из полученных и охарактеризованных накопительных культур, разлагающих хитин, были получены три изолята, растущие аэробно на среде с хитином.

Клетки штамма M1, выделенные из накопительной культуры ME (инокулят — вода Кандалакшского залива), и P1, выделенный из накопительной культуры PE (инокулят — гомогенат червя Phyllodoce maculate), представляли собой палочки. Путем секвенирования и анализа генов 16S рРНК изоляты M1 и P1 были идентифицированы как штаммы Pseudoalteromonas undina с уровнем сходства с типовым штаммом 96.52 и 94.46% соответственно. При росте на твердой среде с хитином вокруг зоны роста образовывались свободные от хитина ореолы (рис. 4а). Штамм P1 был проверен на способность к росту на других полисахаридах и оказался способным расти за счет разложения ι- и ϰ-каррагинанов. Штамм P1 может являться новым видом рода Pseudoalteromonas.

 

Рис. 4. Зоны гидролиза хитина на чашках Петри с чистыми культурами Pseudoalteromonas undina P1 (а) и Vibrio alginolyticus C1 (б)

 

Штамм C1 был получен из накопительной культуры CE. Его клетки представляли собой подвижные вибрионы. Анализ гена 16S рРНК показал, что изолят C1 является штаммом Vibrio alginolyticus с 98.15% уровнем сходства с типовым штаммом этого вида. О способности к разложению хитина свидетельствовало появление зоны гидролиза вокруг колонии на агаризованной среде с хитином (рис. 4б). Также штамм C1 демонстрировал активный рост на всех исследованных полисахаридах (0.2% агар, 0.2% ϰ-каррагинан, 0.2% ι-каррагинан, 2% альгинат натрия).

Анализ опубликованных геномов обнаруженных морских организмов на присутствие хитиназ. Данные секвенирования трех полученных накопительных культур показали доминирование представителей родов Vibrio, Aliivibrio, Pseudoalteromonas, Endozoicomonas и Cobetia. Среди них для первых трех известны представители, способные к разложению хитина (Huq, 1984; Paulsen et al., 2016; Skåne et al., 2021; Wang, 2021), тогда как для двух последних такие данные отсутствовали. Анализ 18 геномов представителей этих родов (6 штаммов Cobetia и 12 штаммов Endozoicomonas), доступных в NCBI GenBank, показал наличие в каждом из них лизоцимов и/или хитиназ (рис. 5).

 

Рис. 5. Наборы предполагаемых хитиназ и пептидогликан-гидролизующих ферментов, закодированных в геномах представителей Cobetia и Endozoicomonas

 

Гены, кодирующие ферменты семейств GH23 (в основном в него входят лизоцимы), GH73 (пептидогликан-гидролазы) и GH103 (пептидогликан-трансгликозилазы), были обнаружены почти во всех исследуемых геномах. В то же время ферменты из семейства GH104 (пептидогликан-гидролазы) были закодированы только в геномах представителей рода Cobetia, за исключением C. amphilecti B2M13. С другой стороны, гены белков семейств GH18 и GH19 (большинство охарактеризованных ферментов являются хитиназами), а также GH24, GH102 и GH108, были найдены только в геномах Endozoicomonas. Наборы данных генов различались как между разными видами, так и между разными штаммами одного вида. В геноме E. arenosclerae также был закодирован предполагаемый лизоцим из семейства GH25. Дополнительный поиск гомологов в SwissProt показал (см. Приложение), что для 16 отобранных генов ближайшим охарактеризованным гомологом являются хитиназы (у 12 генов семейства GH18) и хитодекстриназы (у 4 генов семейства GH18). Все эти гены были обнаружены в геномах представителей рода Endozoicomonas. Идентичность обнаруженных генов с их ближайшими охарактеризованными гомологами во всех случаях не превышала значения около 50%.

Таким образом, все проанализированные геномы содержали предположительные гены ферментов, активных по отношению к пептидогликану (лизоцимы и др.), а предположительные гены хитиназ были выявлены исключительно в геномах представителей рода Endozoicomonas. Для 12 предполагаемых хитиназ, каждая из которых относится к семейству GH18, ближайшими охарактеризованными гомологами оказались ферменты с хитинолитической активностью. Учитывая, что лизоцимы вполне могут содержаться у многих бактерий, и их наличие не свидетельствует о специализации к использованию хитина, можно предполагать, что среди представителей рода Endozoicomonas имеются использующие хитин представители, тогда как среди представителей рода Cobetia нахождение таковых менее вероятно.

ОБСУЖДЕНИЕ

Данные о микроорганизмах, ассоциированных с беспозвоночными животными, обитающими в Белом море, пока отсутствуют в открытой печати. Из исследованных беспозвоночных животных веслоногий рачок Copepoda sp. обитает в толще воды, в то время как кольчатый червь Terebelides sp. ведет донный образ жизни. Соответственно, ассоциированные с этими животными сообщества очень различались, в первую очередь разнообразием таксономических групп бактерий.

Микроорганизмы, доминирующие в микробном сообществе, ассоциированном с Copepoda sp., являются типичными органотрофными морскими бактериями, использующими различные субстраты. Так, бактерии рода Terasakiella обладают ферментами, деградирующими различные липиды и агар (Azizi et al., 2018). Единственный описанный представитель рода Oceanobacter — Oceanobacter kriegii способен к разложению н-алканов (Teramoto et al., 2009). Однако об их способности к разложению хитина не известно, так же, как и для присутствовавших в сообществе бактерий родов Motilimonas и Oceanospirillum (Mouchka et al., 2010; Kelbrick, 2019). Единственным обнаруженным нами в сообществе Copepoda родом, для которого известна хитинолитическая активность, является род Vibrio (Huq, 1984). Представители рода Vibrio — грамотрицательные бактерии, повсеместно встречающиеся в морской воде, как свободно плавающие в толще воды, так и связанные с различными субстратами. Колонизация вибрионами различных представителей подкласса Copepoda хорошо документирована во всем мире и представляет собой неотъемлемую часть водного образа жизни этих бактерий (Barbieri, 1999).

В накопительной культуре CE, инокулированной гомогенатом Copepoda sp., преобладали роды Aliivibrio и Photobacterium, для многих представителей которых известна способность к деградации хитина (Wang et al., 2019; Skåne et al., 2021). Можно предположить, что представители этих родов присутствовали в природном сообществе в качестве минорных компонентов, однако в присутствии хитина, обладая более высокой скоростью роста на этом субстрате, вытеснили исходно более многочисленных хитинолитиков рода Vibrio.

В образце, ассоциированном с кольчатым червем Terebillides sp., присутствовали микроорганизмы, способные к анаэробному росту: представители родов Pediococcus (осуществляют гомоферментативное молочнокислое брожение; Ringø et al., 2018), Pseudoxanthomonas (денитрификация; Han et al., 2020), Tyzzerella (пропионовокислое брожение; Isipato et al., 2020), Desulfovibrio (сульфатредукция; Lobo et al., 2012). Эти микроорганизмы могли быть симбионтами Terebillides sp. или попасть в его кишечник с частицами органического детрита, падающего из верхних слоев водной толщи, которыми эти кольчатые черви питаются (Nygren et al., 2018). Микроорганизмов, для которых известна способность к деградации хитина, среди компонентов микробиома Terebillides sp. не было выявлено.

В накопительной культуре TE, инокулированной гомогенатом Terebillides sp., доминировали хемоорганотрофы рода Endozoicomonas, являющиеся типичными симбионтами беспозвоночных животных (Neave et al., 2016), и сероокисляющие хемолитотрофы рода Thioalkalispira (Sorokin et al., 2005). Оригинальные описания бактерий рода Endozoicomonas не содержат хитин в списке используемых субстратов, однако упоминается, например, что типовые штаммы всех пяти видов этого рода были способны использовать мономер хитина, N-ацетилглюкозамин (Pike et al., 2013). Анализ баз данных показал, что в геномах 5 видов Endozoicomonas содержатся хитиназы (табл. 2), что объясняет доминирующее положение этого организма в нашей накопительной культуре, разлагающей хитин. Также хитинолитическая активность известна у нескольких видов рода Shewanella (Zou et al., 2020) и рода Serratia (Zheng et al., 2021), которые присутствовали в накопительной культуре, но, по-видимому, не смогли составить конкуренцию Endozoicomonas.

 

Таблица 2. Определение генов ферментов, относящихся к характерным семействам хитиназ и лизоцимов, в геномах представителей родов Endozoicomonas и Cobetia

Организм

Штамм

Ген

Семейство

Лучшее совпадение по SwissProt

Лучшее совпадение по организму

ID организма

Процент схожести

Значение e-value

Cobetia amphilecti

N-80

UBU48281.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase F

Chromohalobacter salexigens ATCC BAA-138

Q1QZB1

61.50

0

  

UBU49624.1

GH23

Soluble lytic murein transglycosylase

Escherichia coli K12

P0AGC3

33.40

1 × 10‒91

  

UBU50213.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

35.60

1.5 × 10‒68

  

UBU50211.1

GH23

Inner membrane ABC transporter permease protein YejB

Escherichia coli K12

P0AFU0

61

3.4 × 10‒159

  

UBU50212.1

GH23

Uncharacterized protein y4wM

Sinorhizobium fredii NBRC101917

P55691

42.30

1.3 × 10‒153

 

B2M13

MBU3007589.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

35.60

2.1 × 10‒69

  

MBU3009409.1

GH23

Bifunctional muramidase/lytic transglycosylase CwlQ

Bacillus subtilis 168

O31608

37.60

1 × 10‒8

  

MBU3009435.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase F

Chromohalobacter salexigens ATCC BAA-138

Q1QZB1

61.50

0

  

MBU3009573.1

GH23

Soluble lytic murein transglycosylase

Escherichia coli K12

P0AGC3

33.40

2.5 × 10‒91

Cobetia marina

JCM 21022

AOM00677.1

GH23

Bifunctional muramidase/lytic transglycosylase CwlQ

Bacillus subtilis 168

O31608

39.80

2.8 × 10‒9

  

AOM02757.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase F

Chromohalobacter salexigens ATCC BAA-138

Q1QZB1

61.80

0

  

AOM03018.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

34.50

3.6 × 10‒67

  

AOM03116.1

GH23

Soluble lytic murein transglycosylase

Escherichia coli K12

P0AGC3

34.40

8.1 × 10‒91

 

402

NUJ54759.1

GH23

Soluble lytic murein transglycosylase

Escherichia coli K12

P0AGC3

33.60

9.2 × 10‒92

  

NUJ55292.1

GH23

Bifunctional muramidase/lytic transglycosylase CwlQ

Bacillus subtilis 168

O31608

33.60

1.1 × 10‒8

  

NUJ57207.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

35.40

8.4 × 10‒68

  

NUJ55978.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase F

Chromohalobacter salexigens ATCC BAA-138

Q1QZB1

61.30

0

Cobetia litoralis

 

UTV86359.1

GH23

Bifunctional muramidase/lytic transglycosylase CwlQ

Bacillus subtilis 168

O31608

37.60

1 × 10‒8

  

UTV85999.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase F

Chromohalobacter salexigens ATCC BAA-138

Q1QZB1

61.50

0

  

UTV88606.1

GH23

Soluble lytic murein transglycosylase

Escherichia coli K12

P0AGC3

33.40

9.2 × 10‒92

  

UTV88663.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

35.60

3 × 10‒69

Cobetia crustatorum

 

TVU68172.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase F

Chromohalobacter salexigens ATCC BAA-138

Q1QZB1

62.70

0

  

TVU69129.1

GH23

Bifunctional muramidase/lytic transglycosylase CwlQ

Bacillus subtilis 168

O31608

38.70

4.5 × 10‒9

  

TVU70045.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

35.4

3.1 × 10‒66

  

TVU73674.1

GH23

Soluble lytic murein transglycosylase

Escherichia coli K12

P0AGC3

33%

4.7 × 10‒88

Endozoicomonas elysicola

DSM 22380

KEI70287.1

GH18

Chitinase

Enterococcus faecalis ATCC700802

Q838S2

52.90

9.5 × 10‒120

  

KEI71630.1

GH18

Chitodextrinase

Vibrio furnissii

P96156

50.70

0

  

KEI71224.1

GH24

Pre-baseplate central spike protein Gp5

Enterobacteria phage T4 Bacteriophage T4

P16009

33.30

4.3 × 10‒15

  

KEI71799.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

36.50

2 × 10‒88

  

KEI72434.1

GH23

SPbeta prophage-derived uncharacterized transglycosylase YomI

Bacillus subtilis 168

O31976

41.90

6.8 × 10‒10

  

KEI72476.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase C

Serratia proteamaculans 568

A8GJ50

45.10

2.8 × 10‒105

Endozoicomonas montiporae

CL-33

AMO55644.1

GH24

Endolysin

Enterobacteria phage T4 Bacteriophage T4

P00720

31

7.2 × 10‒14

  

AMO57116.1

GH23

Bifunctional muramidase/lytic transglycosylase CwlQ

Bacillus subtilis 168

O31608

36.60

8.8 × 10‒10

  

AMO57141.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase C

Serratia proteamaculans 568

A8GJ50

48.50

4.3 × 10‒109

  

AMO58127.1

GH24

Endolysin

Enterobacteria phage T4 Bacteriophage T4

P00720

31

7.2 × 10‒14

 

LMG 24815

KEQ11816.1

GH18

Chitinase 2

Yersinia entomophaga

B6A879

33.30

1.2 × 10‒32

  

KEQ12840.1

GH24

Endolysin

Enterobacteria phage T4 Bacteriophage T4

P00720

31

7.2 × 10‒14

  

KEQ13936.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase C

Serratia proteamaculans 568

A8GJ50

48.50

4.3 × 10‒109

  

KEQ14495.1

GH24

Endolysin

Enterobacteria phage T4 Bacteriophage T4

P00720

31

7.2 × 10‒14

  

KEQ15222.1

GH23

Bifunctional muramidase/lytic transglycosylase CwlQ

Bacillus subtilis 168

O31608

36.60

6.2 × 10‒10

Endozoicomonas numazuensis

 

KEQ16499.1

GH18

Chitinase A

Serratia marcescens

P07254

46.90

2.8 × 10‒161

  

KEQ16736.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase C

Yersinia enterocolitica serotype O:8 / biotype 1B NCTC13174

A1JPV7

47.00

6.3 ×10‒108

  

KEQ17552.1

GH24

Endolysin

Acyrthosiphon pisum secondary endosymbiont phage 1 Bacteriophage APSE-1

Q9T1T5

39.60

5.4 × 10‒23

  

KEQ18629.1

GH18

Chitodextrinase

Vibrio furnissii

P96156

50.70

0

Endozoicomonas acroporae

Acr-1

WP_163370893.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

37.60

5.3 × 10‒93

  

WP_163372021.1

GH23

Soluble lytic murein transglycosylase

Salmonella typhimurium LT2

P39434

29.40

2.3 × 10‒76

  

WP_163372437.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

39.20

2.5 × 10‒36

  

WP_163372863.1

GH24

Endolysin

Enterobacteria phage T4 Bacteriophage T4

P00720

32.30

7.4 × 10‒20

  

WP_174783924.1

GH18

Chitinase

Enterococcus faecalis ATCC700802

Q838S2

54.00

2.9 × 10‒118

  

WP_206679344.1

GH18

Chitinase A

Pseudoalteromonas piscicida

P32823

43.00

0

  

WP_241693397.1

GH23

Bifunctional muramidase/lytic transglycosylase CwlQ

Bacillus subtilis 168

O31608

40.40

1.3 × 10‒10

 

Acr-5

WP_163370893.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

37.60

5.3 × 10‒93

  

WP_163372021.1

GH23

Soluble lytic murein transglycosylase

Salmonella typhimurium LT2

P39434

29.40

2.3 × 10‒76

  

WP_163372437.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

39.20

2.5 × 10‒36

  

WP_206679344.1

GH18

Chitinase A

Pseudoalteromonas piscicida

P32823

43.00

0

  

WP_163372863.1

GH24

Endolysin

Enterobacteria phage T4 Bacteriophage T4

P00720

32.30

7.4 × 10‒20

  

WP_241693397.1

GH23

Bifunctional muramidase/lytic transglycosylase CwlQ

Bacillus subtilis 168

O31608

40.40

1.3 × 10‒10

 

Acr-14

WP_101745797.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

37.60

5.3 × 10‒93

  

WP_101748238.1

GH23

Soluble lytic murein transglycosylase

Salmonella typhimurium LT2

P39434

29.50

4.7 × 10‒78

  

WP_180966374.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

39.20

2.5 × 10‒36

  

WP_219622190.1

GH18

Chitinase A

Pseudoalteromonas piscicida

P32823

43.20

0

  

WP_241693397.1

GH23

Bifunctional muramidase/lytic transglycosylase CwlQ

Bacillus subtilis 168

O31608

40.40

1.3 × 10‒10

Endozoicomonas gorgoniicola

PS125

MCW7555334.1

GH18

Chitinase A

Serratia marcescens

P07254

25

1.8 × 10‒17

  

MCW7552530.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

35.30

3 × 10‒86

  

MCW7553530.1

GH23

Bifunctional muramidase/lytic transglycosylase CwlQ

Bacillus subtilis 168

O31608

38.70

5 × 10‒11

  

MCW7553547.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase C

Serratia proteamaculans 568

A8GJ50

48

8.1 × 10‒109

  

MCW7553889.1

GH19+ CBM73

Endochitinase 2

Solanum tuberosum (Potato)

P52404

34.50

1.1 × 10‒31

Endozoicomonas euniceicola

EF212

UYM15095.1

GH18

Chitinase A1

Niallia circulans (Bacillus circulans)

P20533

27

4.6 × 10‒16

  

UYM16391.1

GH18+CBM5

Chitinase A

Pseudoalteromonas piscicida

P32823

29.40

6 × 10‒67

  

UYM15277.1

GH19+CBM73

Chitinase 1

Oryza sativa subsp. japonica (Rice)

Q42993

34.60

1.4 × 10‒29

  

UYM15813.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

37

4.8 × 10‒85

  

UYM16823.1

GH23

Bifunctional muramidase/lytic transglycosylase CwlQ

Bacillus subtilis 168

O31608

38.70

5 × 10‒10

  

UYM16841.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase C

Serratia proteamaculans 568

A8GJ50

51

2.3 × 10‒108

Endozoicomonas arenosclerae

ab112

WP_172806666.1

AA1

Multicopper oxidase mco

Staphylococcus aureus

Q69HT9

23.50

5.1 × 10‒21

  

WP_079253672.1

AA10+CBM73

Chitin-binding protein CbpD

Pseudomonas aeruginosa UCBPP-PA14

Q02I11

31

5.8 × 10‒51

  

WP_172806729.1

AA10+CBM73

Chitin-binding protein CbpD

Pseudomonas aeruginosa UCBPP-PA14

Q02I11

33.10

1.4 × 10‒51

  

WP_062267898.1

GH18

Chitodextrinase

Vibrio furnissii

P96156

52

0

  

WP_216638509.1

GH18

Chitinase A

Serratia marcescens

P07254

46.60

1.6 × 10‒161

  

WP_062266646.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase C

Photorhabdus laumondii subsp. laumondii DSM 15139

Q7N7I2

46

2 × 10‒104

  

WP_062269920.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

38.40

8.3 × 10‒91

  

WP_245662904.1

GH23

Bifunctional muramidase/lytic transglycosylase CwlQ

Bacillus subtilis 168

O31608

41

2.2 × 10‒10

Endozoicomonas ascidiicola

KASP37

WP_067514804.1

CBM2

Exoglucanase A

Cellulomonas fimi ATCC484

P50401

25.90

2.3 × 10‒20

  

WP_067514806.1

GH5_1

Endoglucanase D

Cellulomonas fimi

P50400

45

0

  

WP_067584096.1

CBM2

Exoglucanase A

Cellulomonas fimi ATCC484

P50401

46.20

1.1 × 10‒121

  

WP_067520255.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

40

3.5 × 10‒33

  

WP_095210360.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

37.70

1.9 × 10‒91

  

WP_172807593.1

GH23

Soluble lytic murein transglycosylase

Escherichia coli K12

P0AGC3

30

1.9 × 10‒74

  

WP_245673385.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase C

Serratia proteamaculans 568

A8GJ50

50

7.7 × 10‒106

Endozoicomonas atrinae

WP70

WP_066016728.1

AA10

Spheroidin-like protein

Autographa californica nuclear polyhedrosis virus (AcMNPV)

P23058

32

6 × 10‒33

  

WP_083232831.1

AA10+CBM73

Chitin-binding protein CbpD

Pseudomonas aeruginosa UCBPP-PA14

Q02I11

31

6.8 × 10‒47

  

WP_066016521.1

GH18

Chitodextrinase

Vibrio furnissii

P96156

50

0

  

WP_274520497.1

GH18

Chitinase

Enterococcus faecalis ATCC700802

Q838S2

54

7.9 × 10‒62

  

WP_066013931.1

GH23

Soluble lytic murein transglycosylase

Salmonella typhimurium LT2

P39434

29

1.2 × 10‒76

  

WP_066015696.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

40

3.2 × 10‒90

  

WP_083232699.1

GH23

Bifunctional muramidase/lytic transglycosylase CwlQ

Bacillus subtilis 168

O31608

40

2.5 × 10‒10

  

WP_139117412.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase D

Escherichia coli K12

P0AEZ7

36

1.3 × 10‒31

  

WP_238593657.1

GH23

Membrane-bound lytic murein transglycosylase C

Photorhabdus laumondii subsp. laumondii DSM 15139

Q7N7I2

46

5.9 × 10‒106

 

Удивляет присутствие литоавтотрофных бактерий рода Thioalkalispira в органотрофном микробном сообществе, однако, учитывая присутствие в исходном образце сульфатредуцирующих бактерий рода Desulfovibrio, можно предположить, что в аэробной накопительной культуре шло окисление присутствовавшего в инокуляте сульфида.

Проведенный ранее анализ микробных сообществ воды Кандалакшского залива Белого моря показал, что в них доминируют представители родов Pseudomonas и Serratia, в меньшем количестве встречаются представители родов Acinetobacter, Arthrobacter, Bacillus, Enterobacter, Exiguobacterium, Flavobacterium, Pantoea, Rhodococcus, Shewanella и др. (Pesciaroli et al., 2012). Все эти организмы являются аэробными органотрофами, способными использовать широкий спектр субстратов, в том числе полимерных.

Состав накопительной культуры ME, полученной из воды Кандалакшского залива и разлагающей хитин, существенно отличался от опубликованного микробиома этой воды (Pesciaroli et al., 2012), хотя, конечно, сравнивать их следует с большой осторожностью из-за большой временной разницы и, возможно, различных точек отбора проб. В накопительной культуре доминировали бактерии рода Pseudoalteromonas, многие представители которого способны к разложению хитина (Paulsen et al., 2016; Wang, 2021).

Представители второго по представленности рода Cobetia способны разлагать альгинат, однако не способны к деградации хитина (Matsumoto et al., 2022). Анализ доступных в базах данных геномов бактерий рода Cobetia не выявил у этих микроорганизмов генов, кодирующих хитиназы. Известно, однако, что ряд видов рода Cobetia способен использовать мономер хитина N-ацетилгюкозамин, что объясняет их присутствие в сообществе, где идет активное разложение хитина.

Стоит заметить, что большинство полученных накопительных культур были способны расти на агаризованной среде, помещенной в чашки Петри, однако не образовывали зон гидролиза хитина. Предположительно эти культуры обладали способностью к гидролизу агара, входящего в состав твердой среды. Из этих накопительных культур штамм P1 (инокулят — гомогенат червя Phyllodoce maculate) при пересеве показал способность к гидролизу хитина и был определен как чистая культура Pseudoalteromonas undina.

Все три организма, выделенные в чистые культуры в рамках этой работы, оказались принадлежащими к видам, известным своей гидролитической активностью, — Pseudoalteromonas undina и Vibrio alginolyticus. Эти организмы способны расти с хитином как единственным источником углерода и энергии, вызывая его быстрый лизис.

Способность использования в качестве источника углерода и энергии двух и трех структурных полисахаридов одним и тем же штаммом встречается довольно редко (32.9 и 9.4% проанализированных штаммов, разлагающих полисахариды, соответственно) (Berlemont, Martiny, 2015). Однако среди хитинолитических бактерий такая способность встречается довольно часто — 74.8% из них способно разлагать растительные полисахариды (Berlemont, Martiny, 2015). У выделенных нами штаммов также была выявлена способность к разложению ряда полисахаридов, в том числе альгината и агара, что показывает их важную роль в деструкции биополимеров в воде и осадках Белого моря.

Таким образом, в результате проделанной работы удалось определить прокариотический состав природных сообществ акватории Кандалакшского залива Белого моря, оценить родовой состав накопительных культур и сделать вывод об их хитинолитической активности, а также выделить чистые культуры активных хитинолитиков.

ФИНАНСИРОВАНИЕ РАБОТЫ

Работа поддержана Министерством науки и высшего образования Российской Федерации (соглашение 075–15–2021–1396).

СОБЛЮДЕНИЕ ЭТИЧЕСКИХ СТАНДАРТОВ

Настоящая статья не содержит результатов каких-либо исследований с использованием животных в качестве объектов.

КОНФЛИКТ ИНТЕРЕСОВ

Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.

×

About the authors

A. M. Dukat

Moscow State University

Email: nycterix@mail.ru
Russian Federation, Moscow

A. M. Kuznetsova

Moscow State University

Author for correspondence.
Email: nycterix@mail.ru
Russian Federation, Moscow

S. D. Klyagin

Moscow State University

Email: nycterix@mail.ru
Russian Federation, Moscow

V. O. Trushin

Moscow State University

Email: nycterix@mail.ru
Russian Federation, Moscow

A. A. Klyukina

Winogradsky Institute of Microbiology, FRC Fundamentals of Biotechnology, Russian Academy of Sciences

Email: nycterix@mail.ru
Russian Federation, Moscow

A. G. Elcheninov

Winogradsky Institute of Microbiology, FRC Fundamentals of Biotechnology, Russian Academy of Sciences

Email: nycterix@mail.ru
Russian Federation, Moscow

I. V. Danilova

Moscow State University

Email: nycterix@mail.ru
Russian Federation, Moscow

References

  1. Варламов В. П., Ильина А. В., Шагдарова Б. Ц., Луньков А. П., Мысякина И. С. Хитин/хитозан и его производные: фундаментальные и прикладные аспекты // Успехи биологической химии. 2020. Т. 60. С. 317‒368.
  2. Varlamov V. P., Il’ina A.V., Shagdarova B. Ts., Lunkov A. P., Mysyakina I. S. Chitin/chitosan and its derivatives: fundamental problems and practical approaches // Biochemistry (Moscow). 2020. V. 85. Suppl. 1. P. S154‒S176. https://doi.org/10.1134/S0006297920140084
  3. Azizi A., Mohd Hanafi N., Basiran M. N., Teo C. H. Evaluation of disease resistance and tolerance to elevated temperature stress of the selected tissue-cultured Kappaphycus alvarezii Doty 1985 under optimized laboratory conditions // 3 Biotech. 2018. V. 8. P. 321. https://doi.org/10.1007/s13205-018-1354-4
  4. Barbieri E., Falzano L., Fiorentini C., Pianetti A., Baffone W., Fabbri A., Matarrese P., Casiere A., Katouli M., Kühn I., Möllby R., Bruscolini F., Donelli G. Occurrence, diversity, and pathogenicity of halophilic Vibrio spp. and non-O1 Vibrio cholerae from estuarine waters along the Italian Adriatic coast // Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. P. 2748‒2753.
  5. Berlemont R., Martiny A. C. Genomic potential for polysaccharide deconstruction in bacteria //Appl. Environ. Microbiol. 2015. V. 81. P. 1516‒1517.
  6. Boliang G., Min J., Li L., Wu Q., Runying Z. Genome sequencing reveals the complex polysaccharide-degrading ability of novel deep-sea bacterium Flammeovirga pacifica WPAGA1 // Front. Microbiol. 2017. V. 8. P. 6–9.
  7. Bolyen E., Rideout J. R., Dillon M. R., Bokulich N. A., Abnet C. C., Al-Ghalith G.A., Alexander H., Alm E. J., Arumugam M., Asnicar F. et al. Reproducible, interactive, scalable and extensible microbiome data science using QIIME2 // Nat. Biotechnol. 2019. V. 37. P. 852–857.
  8. Chan K., Baumann L., Garza M., Baumann P. Two new species of Alteromonas: Alteromonas espejiana and Alteromonas undina // Int. J. Syst. Bacteriol. 1978. V. 28. P. 217–222.
  9. Cho H. A. Isolation and characterization of alginate-degrading Pseudoalteromonas sp. Y-4: diss. — 부경대학교, 2011. P. 34‒48.
  10. Drula E., Garron M. L., Dogan S., Lombard V., Henrissat B., Terrapon N. The carbohydrate-active enzyme database: functions and literature // Nucl. Acids Res. 2022. V. 50 (D1). P. D571‒D577.
  11. Foster A. B., Webber J. M. Chitin // Adv. Carbohydr. Chem. 1961. V. 15. P. 371‒393.
  12. Gavrilov S. N., Korzhenkov A. A., Kublanov I. V., Bargiela R., Zamana L. V., Popova A. A., Peter S. V., Golyshin N., Golyshina O. V. Microbial communities of polymetallic deposits’ acidic ecosystems of continental climatic zone with high temperature contrasts // Front. Microbiol. 2019. V. 10. Art. 1573.
  13. https://doi.org/10.3389/fmicb.2019.01573
  14. González J. M., Mayer F., Moran M. A., Hodson R. E., Whitman W. B. Microbulbifer hydrolyticus gen. nov., sp. nov., and Marinobacterium georgiense gen. nov., sp. nov., two marine bacteria from a lignin-rich pulp mill waste enrichment community // Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. V. 47. P. 369–376.
  15. Hackbusch S., Wichels A., Gimenez L., Döpke H., Gerdts G. Potentially human pathogenic Vibrio spp. in a coastal transect: occurrence and multiple virulence factors // Sci. Total Environ. 2020. V. 707. P. 113–136.
  16. Han F., Zhang M., Shang H., Liu Z., Zhou W. Microbial community succession, species interactions and metabolic pathways of sulfur-based autotrophic denitrification system in organic-limited nitrate wastewater // Bioresour. Technol. 2020. V. 315. Art. 123826. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2020.123826
  17. Huq A., West P. A., Smal E. B., Huq M. I., Colwell R. R. Influence of water temperature, salinity, and pH on survival and growth of toxigenic Vibrio cholerae serovar 01 associated with live copepods in laboratory microcosms // Appl. Environ. Microbiol. 1984. V. 48. P. 420‒424.
  18. Imran M., Ghadi S. C. Role of carbohydrate active enzymes (CAZymes) in production of marine bioactive oligosaccharides and their pharmacological applications // Enzymatic technologies for marine polysaccharides / Ed. A. Trincone. Boca Raton: CRC Press, 2019. P. 357‒374.
  19. Imran M., Poduval P. B., Ghadi S. C. Bacterial degradation of algal polysaccharides in marine ecosystem // Marine pollution and microbial remediation / Eds. M. Naik, S. Dubey. Singapore: Springer, 2017. P. 189‒203.
  20. Isipato M., Dessì P., Sánchez C., Mills S., Ijaz U. Z., Asunis F., Spiga D., De Gioannis G., Mascia M., Collins G., Muntoni A., Lens P. N.L. Propionate production by bioelectrochemicaly-assisted lactate fermentation and simultaneous CO2 recycling // Front. Microbiol. 2020. V. 11. Art. 599438. https://doi.org/10.3389/fmicb.2020.599438
  21. Ohishi K., Yamagishi M., Ohta T., Suzuki M., Izumida H., Sano H., Nishijima M., Miwa T. Purification and properties of two chitinases from Vibrio alginolyticus H-8 // J. Ferment. Bioengin. 1996. V. 82. P. 598‒600.
  22. Kelbrick M., Abed R. M.M., Antunes A. Motilimonas cestriensis sp. nov., isolated from an inland brine spring in Northern England // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2019. V. 71. Art. 004763. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.004763
  23. Liu G., Wu S., Jin W., Sun C. Amy63, a novel type of marine bacterial multifunctional enzyme possessing amylase, agarase and carrageenase activities // Sci. Rep. 2016. V. 6. Art. 18726. P. 1–12.
  24. https://doi.org/10.1038/srep18726
  25. Lobo S. A., Warren M. J., Saraiva L. M. Sulfate-reducing bacteria reveal a new branch of tetrapyrrole metabolism // Adv. Microb. Physiol. 2012. V. 61. P. 267‒295.
  26. Ma C., Lu X., Shi C., Li J., Gu Y., Ma Y., Chu Y., Han F., Gong Q., Yu W. Molecular cloning and characterization of a novel β-agarase, AgaB, from marine Pseudoalteromonas sp. CY24 // J. Biol. Chem. 2007. V. 282. P. 3747‒3754.
  27. Malecki P. H., Raczynska J. E., Vorgias C. E., Rypniewski W. Structure of a complete four-domain chitinase from Moritella marina, a marine psychrophilic bacterium // Acta Crystalogr. D Biol. Crystalogr. 2013. V. 69. P. 821‒829.
  28. Mancuso M., Costanzo M. T., Maricchiolo G., Gristina M., Zaccone R., Cuccu D., Genovese L. Characterization of chitinolytic bacteria and histological aspects of Shell Disease Syndrome in European spiny lobsters (Palinurus elephas) (Fabricius 1787) // J. Invertebr. Pathol. 2010. V. 104. P. 242‒244.
  29. Masselin A., Rousseau A., Pradeau S., Fort L., Gueret R., Buon L., Armand S., Cottaz S., Choisnard L., Fort S. Optimizing chitin depolymerization by lysozyme to long-chain oligosaccharides // Mar. Drugs. 2021. V. 19. Art. 320. https://doi.org/10.3390/md19060320
  30. Matsumoto A., Kawai S. J., Yamada M. Utilization of various carbon sources for poly(3-hydroxybutyrate) [P(3HB)] production by Cobetia sp. IU180733JP01 (5–11–6–3) which is capable of producing P(3HB) from alginate and waste seaweed // J. Gen. Appl. Microbiol. 2022. V. 68. P. 207‒211.
  31. Médigue C., Krin E., Pascal G., Barbe V., Bernsel A., Bertin P. N., Cheung F., Cruveiller S., D’Amico S., Duilio A., Fang G., Feller G., Ho C., Mangenot S., Marino G., Nilsson J., Parrilli E., Rocha E. P., Rouy Z., Sekowska A., Tutino M. L., Vallenet D., von Heijne G., Danchin A. Coping with cold: the genome of the versatile marine Antarctica bacterium Pseudoalteromonas haloplanktis TAC125 // Genome Res. 2005. V. 15. P. 1325–1335.
  32. Mouchka M. E., Hewson I., Harvell C. D. Coral-associated bacterial assemblages: current knowledge and the potential for climate-driven impacts // Integr. Comp. Biol. 2010. V. 50. P. 662‒674.
  33. Muñoz G., Zuluaga F. Biological activities and application of marine polysaccharides / Ed. E. A. Shalaby. InTech, 2017. 328 p. Ch. 5. P. 87‒106. https://doi.org/10.5772/66527
  34. Neave M. J., Apprill A., Ferrier-Pagès C., Voolstra C. R. Diversity and function of prevalent symbiotic marine bacteria in the genus Endozoicomonas // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2016. V. 100. P. 8315‒8324.
  35. Nygren A., Parapar J., Pons J., Meißner K., Bakken T., Kongsrud J. A., Oug E., Gaeva D., Sikorski A., Johansen R. A., Hutchings P. A., Lavesque N., Capa M. A mega-cryptic species complex hidden among one of the most common annelids in the North East Atlantic // PLoS One. 2018. V. 13. e0198356. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0198356
  36. Paulsen S. S., Andersen B., Gram L., Machado H. Biological potential of chitinolytic marine bacteria // Mar. Drugs. 2016. V. 14. Art. 230. https://doi.org/10.3390/md14120230
  37. Paulsen S. S., Strube M. L., Bech P. K., Gram L., Sonnenschein E. C. Marine chitinolytic Pseudoalteromonas represents an untapped reservoir of bioactive potential // mSystems. 2019. V. 4. e00060–19. https://doi.org/10.1128/mSystems.00060-19
  38. Pesciaroli C., Cupini F., Selbmann L., Barghini P., Fenice M. Temperature preferences of bacteria isolated from seawater collected in Kandalaksha Bay, White Sea, Russia // Polar Biol. 2012. V. 35. P. 435–445.
  39. Pike R. E., Haltli B., Kerr R. G. Description of Endozoicomonas euniceicola sp. nov. and Endozoicomonas gorgoniicola sp. nov., bacteria isolated from the octocorals Eunicea fusca and Plexaura sp., and an emended description of the genus Endozoicomonas // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2013. V. 63. P. 4294‒4302.
  40. Ringø E., Hoseinifar S. H., Ghosh K., Doan H. V., Beck B. R., Song S. K. Lactic acid bacteria in finfish-an update // Front. Microbiol. 2018. V. 9. Art. 1818. https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.01818
  41. Seki H. Microbiological studies on the decomposition of chitin in marine environment-IX // J. Oceanogr. Soc. Japan. 1965. V. 21. № 6. P. 253‒260.
  42. Skåne A., Minniti G., Loose J. S.M., Mekasha S., Bissaro B., Mathiesen G., Arntzen M. Ø., Vaaje-Kolstad G. The fish pathogen Aliivibrio salmonicida LFI1238 can degrade and metabolize chitin despite gene disruption in the chitinolytic pathway // Appl. Environ. Microbiol. 2021. V. 87. e0052921. https://doi.org/10.1128/AEM.00529-21
  43. Sorensen T. A. A method of establishing groups of equal amplitude in plant sociology based on similarity of species content and its application to analyses of the vegetation on Danish commons // Biol. Skar. 1948. V. 5. P. 1‒34.
  44. Sorokin D. Y., Kuenen J. G. Chemolithotrophic haloalkaliphiles from soda lakes // FEMS Microbiol Ecol. 2005. V. 52. P. 287‒295.
  45. Tarsi R., Pruzzo C. Role of surface proteins in Vibrio cholerae attachment to chitin // Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. P. 1348–1351.
  46. Teramoto M., Suzuki M., Okazaki F., Hatmanti A., Harayama S. Oceanobacter-related bacteria are important for the degradation of petroleum aliphatic hydrocarbons in the tropical marine environment // Microbiology (SGM). 2009. V. 155. P. 3362‒3370.
  47. Tomco P. L., Duddleston K. N., Driskill A., Hatton J. J., Grond K., Wrenn T., Tarr M. A., Podgorski D. C., Zito P. Dissolved organic matter production from herder application and in-situ burning of crude oil at high latitudes: Bioavailable molecular composition patterns and microbial community diversity effects // J. Hazard Mater. 2022. V. 424. Pt. C. Art. 127598. https://doi.org/10.1016/j.jhazmat.2021.127598
  48. Vortsepneva E., Chevaldonné P., Klyukina A., Naduvaeva E., Todt C., Zhadan A., Tzetlin A., Kublanov I. Microbial associations of shalow-water mediterranean marine cave Solenogastres (Mollusca) // PeerJ. 2021. V. 9. P. e12655. https://doi.org/10.7717/peerj.12655
  49. Wang X., Zhao Y., Tan H., Chi N., Zhang Q., Du Y., Yin H. Characterisation of a chitinase from Pseudoalteromonas sp. DL-6, a marine psychrophilic bacterium // Int. J. Biol. Macromol. 2014. V. 70. P. 455‒462.
  50. Wang X., Isbrandt T., Strube M. L., Paulsen S. S., Nielsen M. W., Buijs Y., Schoof E. M., Larsen T. O., Gram L., Zhang S. D. Chitin degradation machinery and secondary metabolite profiles in the marine bacterium Pseudoalteromonas rubra S4059 // Mar. Drugs. 2021. V. 19. Art. 108. https://doi.org/10.3390/md19020108
  51. Wang X., Li Y., Xue C. X., Li B., Zhou S., Liu L., Zhang X. H. Photobacterium chitinilyticum sp. nov., a marine bacterium isolated from seawater at the bottom of the East China Sea // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2019. V. 69. P. 1477‒1483.
  52. Wenzel M. A., Douglas A., Piertney S. B. Microbiome composition within a sympatric species complex of intertidal isopods (Jaera albifrons) // PLoS One. 2018. V. 13. Art. 0202212.
  53. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0202212
  54. Zheng J., Ge Q., Yan Y., Zhang X., Huang L., Yin Y. dbCAN3: automated carbohydrate-active enzyme and substrate annotation // Nucl. Acids Res. 2023. V. 51. P. W115–W121. https://doi.org/10.1093/nar/gkad328
  55. Zheng Q., Meng X., Cheng M., Li Y., Liu Y., Chen X. Cloning and characterization of a new chitosanase from a deep-sea bacterium Serratia sp. QD07 // Front. Microbiol. 2021. V. 12. Art. 619731. https://doi.org/10.3389/fmicb.2021.619731
  56. Zobell C. E., Rittenberg S. C. The occurrence and characteristics of chitinoclastic bacteria in the sea // J. Bacteriol. 1938. V. 35. P. 275‒287.
  57. Zou Y., Robbens J., Heyndrickx M., Debode J., Raes K. quantification of extracellular proteases and chitinases from marine bacteria // Curr. Microbiol. 2020. V. 77. P. 3927‒3936.

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Fig. 1. Composition of the microbial community associated with Copepoda sp. CN (a) and the resulting CE storage culture utilizing chitin as the sole source of carbon and energy (b)

Download (221KB)
Indexing metadata
3. Fig. 2. Composition of the microbial community associated with Terebillides sp. TN (a) and the resulting accumulative TE culture utilizing chitin as the sole source of carbon and energy (b)

Download (253KB)
Indexing metadata
4. Fig. 3. Composition of the microbial community of an accumulation culture of ME obtained from a water sample of the Kandalaksha Bay and utilizing chitin as the only source of carbon and energy

Download (110KB)
Indexing metadata
5. Fig. 4. Chitin hydrolysis zones on Petri dishes with pure cultures of Pseudoalteromonas undina P1 (a) and Vibrio alginolyticus C1 (b)

Download (306KB)
Indexing metadata
6. Fig. 5. Sets of putative chitinases and peptidoglycan-hydrolyzing enzymes encoded in the genomes of Cobetia and Endozoicomonas representatives

Download (409KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2024 Russian Academy of Sciences

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».