Effect of culture medium and physiological state of the explant on callus formation and development in winter and spring wheat (Triticum aestivum L.)

Capa

Citar

Texto integral

Resumo

Callus cultures have long been used in many works to study physiological processes and the effects of environmental factors on plant organisms. Of great importance, including for agriculture, are the callus cultures of cereals, specifically Triticum aestivum L. (wheat). However, callus induction and its effective growth are complicated by the genetic and physiological characteristics of a particular species or cultivar. In this connection, the study was aimed at examining the growth of callus cultures of winter and spring wheat on different growth media, as well as identifying the optimal medium for callus induction and effective callus growth. As explants, the study used the germs of imbibed and dry seeds. The germ was isolated from the seed and incubated on Murashige and Skoog medium, Gamborg medium, and Chu medium (modified with the microsalts of Blaydes medium) under aseptic conditions. As a growth regulator, the study used 2,4-dichlorophenoxyacetic acid at a concentration of 2.5 mg/L. The germs were cultivated for three weeks at 26 °С in the dark. In order to evaluate the effectiveness of culture media, the callus formation rate and callus biomass growth were recorded. Active callus induction was observed in the culture of dry winter and spring wheat germs on all of the used media. In the case of imbibed germs, the maximum callus formation rate in winter wheat was observed on Murashige and Skoog medium, whereas in spring wheat, it was observed on Gamborg medium. In terms of the callus growth rate, Murashige and Skoog medium and Chu medium were found to be more appropriate for cultivating winter wheat explants, while Gamborg medium showed better results for cultivating spring wheat explants.

Sobre autores

P. Fedotov

Irkutsk State University

Autor responsável pela correspondência
Email: pavel.fedotov.17@mail.ru
ORCID ID: 0009-0009-9521-6616

I. Lyubushkina

Siberian Institute of Plant Physiology and Biochemistry SB RAS

Email: ostrov1873@yandex.ru
ORCID ID: 0000-0001-6692-4482

Bibliografia

  1. Ikeuchi M., Sugimoto K., Iwase A., Plant callus: mechanisms of induction and repression // The Plant Cell. 2013. Vol. 25, no. 9. P. 3159–3173. doi: 10.1105/tpc.113.116053.Efferth T. Biotechnology applications of plant callus cultures // Engineering. 2019. Vol. 5, no. 1. P. 50–59. doi: 10.1016/j.eng.2018.11.006.Круглова Н.Н., Сельдимирова О.А., Зинатуллина А.Е. Каллус in vitro как модельная система для изучения органогенеза растений // Известия Уфимского научного центра Российской академии наук. 2019. N 2. C. 44–54. doi: 10.31040/2222-8349-2019-0-2-44-54. EDN: QYQONZ.Зинатуллина А.Е. Модельная система «зародыш – зародышевый каллус» в экспресс-оценке стрессовых и антистрессовых воздействий (на примере злаков) // Экобиотех. 2020. Т. 3. N 1. C. 38–50. doi: 10.31163/2618-964X-2020-3-1-38-50. EDN: DBPBWZ.Rebrov A. Improvement of the copy-book of nutrient medium for input of meristems of grapes in the culture of in vitro // E3S Web of Conferences. 2020. Vol. 210. P. 05015. doi: 10.1051/e3sconf/202021005015.Иванова Н.Н., Цюпка В.А., Корзина Н.В. Влияние состава питательной среды на сохранение жизнеспособности и генетической стабильности эксплантов хризантемы садовой при депонировании in vitro // Известия вузов. Прикладная химия и биотехнология. 2023. Т. 13. N 4. С. 483–493. doi: 10.21285/2227-2925-2023-13-4-483-493. EDN: RSMMRT.Семенова Д.А., Молканова О.И., Ахметова Л.Р., Митрофанова И.В. Влияние состава питательной среды на регенерацию in vitro некоторых сортов Clematis L. // Вестник КрасГАУ. 2023. N 4. C. 66–73. doi: 10.36718/1819-4036-2023-4-66-73. EDN: NVJKFC.Sagharyan M., Ganjeali A., Cheniany M., Mousavi Kouhi S.M. Optimization of callus induction with enhancing production of phenolic compounds production and antioxidants activity in callus cultures of Nepeta binaloudensis Jamzad (Lamiaceae) // Iranian Journal of Biotechnology. 2020. Vol. 18, no. 4. P. 47–55. doi: 10.30498/IJB.2020.2621.Тихомирова Л.И., Базарнова Н.Г., Бондарев А.А., Пономарёва Я.В., Миронова С.О. Выбор оптимальных условий накопления и извлечения фенольных соединений из биотехнологического сырья представителей Iris L. // Химия растительного сырья. 2020. N 2. C. 249–260. doi: 10.14258/jcprm.2020026333. EDN: JMGELH.Есичев А.О., Бессчетнова Н.Н., Бессчетнов В.П. Видоспецифичность пигментного состава хвои представителей рода лиственница // Хвойные бореальной зоны. 2021. Т. 39. N 4. С. 313–321. EDN: OOCCHU.Бессчетнов В.П., Бессчетнова Н.Н., Бессчетнов П.В. Наследственная обусловленность видоспецифичности тополей по содержанию крахмала в тканях побегов // Лесной вестник. 2021. Т. 25. N 1. C. 22–31. doi: 10.18698/2542-1468-2021-1-22-31. EDN: YPBBZN.Новиков О.О., Романова М.С., Леонова Н.И., Хаксар Е.В. Чудинова Ю.В. Изучение влияния различного состава питательных сред на растения картофеля сортов Памяти Рогачева и Кетский в культуре in vitro // Инновации и продовольственная безопасность. 2018. N. 4. C. 39–45. doi: 10.31677/2311-0651-2018-0-4-39-45. EDN: YQHEGT.Abdelsalam N.R., Grad W.E., Ghura N.S.A., Khalid A.E., Ghareeb R.Y., Desoky E.-S.M., et al. Callus induction and regeneration in sugarcane under drought stress // Saudi Journal of Biological Sciences. 2021. Vol. 28, no. 12. P. 7432–7442. doi: 10.1016/j.sjbs.2021.08.047.Mamdouh D., Smetanska I. Optimization of callus and cell suspension cultures of Lycium schweinfurthii for improved production of phenolics, flavonoids, and antioxidant activity // Horticulturae. 2022. Vol. 8, no. 5. P. 394. doi: 10.3390/horticulturae8050394.Ghosh A., Ugamberdiev A.U., Debnath S.C. Tissue culture-induced DNA methylation in crop plants: a review // Molecular Biology Reports. 2021. Vol. 48. P. 823–841. doi: 10.1007/s11033-020-06062-6.Kaeppler S.M., Phillips R.L. Tissue culture-induced DNA methylation variation in maize // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1993. Vol. 90, no. 19. P. 8773–8776. doi: 10.1073/pnas.90.19.8773.Mohammed A.H., Baldwin B.S. Investigation of media for wheat (Triticum aestivum L.) immature embryo culture // Journal of Crop Science and Biotechnology. 2024. Vol. 27. P. 331–337. doi: 10.1007/s12892-023-00233-0.Tamimi S.M., Othman H. Callus induction and regeneration from germinating mature embryos of wheat (Triticum aestivum L.) // Sains Malaysiana. 2021. Vol. 50, no. 4. P. 889–896. doi: 10.17576/jsm-2021-5004-01.Miroshnichenko D.N., Filipov M.V., Dolgov S.V. Medium optimization for efficient somatic embryogenesis and in vitro plant regeneration of spring common wheat varieties // Russian Agricultural Sciences. 2013. Vol. 39. P. 24–28. doi: 10.3103/S1068367413010175.Blaydes D.F. Interaction of kinetin and various inhibitors in the growth of soybean tissue // Physiologia Plantarum. 1966. Vol. 19, no. 3. P. 748–753. doi: 10.1111/j.1399-3054.1966.tb07060.x.Patial M., Chaudhary H.K., Sharma N., Sundaresha S., Kapoor R., Pal D., et al. Effect of different in vitro and in vivo variables on the efficiency of doubled haploid production in Triticum aestivum L. using Imperata cylindrica-mediated chromosome elimination technique // Cereal Research Communications. 2021. Vol. 49. P. 133–140. doi: 10.1007/s42976-020-00069-2.Uranbey S., Akdoğan G., Ahmed H.A.A., Çalişkan M. The effects of different basal medium, combinations of auxin and cytokinin, solidification types and pre-cold treatments on embryonic callus and shoot development in bread wheat (Triticum aestivum L.) cultivars // Mustafa Kemal University Journal of Agricultural Sciences. 2020. Vol. 25, no. 2. P. 127–137. doi: 10.37908/mkutbd.686209.Фоменко Н.Г., Жолобова О.О. Индукция каллусогенеза и непрямого морфогенеза гибрида Populus deltoides Marshall × Populus alba L. в условиях in vitro // Научно-агрономический журнал. 2024. N 2. C. 76–81. doi: 10.34736/FNC.2024.125.2.011.76-81. EDN: VWPZNU.Klimek-Chodacka M., Kadluczka D., Lukasiewicz A., Malec-Pala A., Baranski R., Grzebelus E. Effective callus induction and plant regeneration in callus and protoplast cultures of Nigella damascena L. // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 2020. Vol. 143. P. 693–707. doi: 10.1007/s11240-020-01953-9.Адонина И.Г., Зорина М.В., Мехдиева С.П., Леонова И.Н., Комышев Е.Г., Тимонова Е.М.. Характеристика синтетической линии пшеницы – потенциального источника хозяйственно ценных признаков // Письма в Вавиловский журнал генетики и селекции. 2023. Т. 9. N 3. C. 117–125. doi: 10.18699/LettersVJ-2023-9-15. EDN: KIZMRF.Гумерова Г.Р., Галимова А.А., Кулуев Б.Р. Каллусообразование и органогенез мягкой пшеницы с использованием зрелых зародышей в качестве эксплантов // Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. 2023. Т. 184. N 2. C. 19–28. doi: 10.30901/2227-8834-2023-2-19-28. EDN: MDONSA.Трушина Н.А., Печёрина А.А., Воденеев В.А., Брилкина А.А. Анализ регенерационного потенциала нескольких сортов мягкой яровой пшеницы Triticum aestivum L. в культуре in vitro // Биомика. 2023. Т. 15. N 4. C. 263–271. doi: 10.31301/2221-6197.bmcs.2023-23. EDN: QFOTRE.Fatine M., Houda E.Y., Younes E.G., Atmane R. Efficient callogenesis and plant regeneration in bread wheat (Triticum aestivum L.) varieties // Acta fytotechnica et zootechnica. 2023. Vol. 26, no. 3. P. 273–284. doi: 10.15414/afz.2023.26.03.273-284.Türkoğlu A., Haliloğlu K., Demirel F., Aydin M., Çiçek S., Yiğider E., et al. Machine learning analysis of the impact of silver nitrate and silver nanoparticles on wheat (Triticum aestivum L.): callus induction, plant regeneration, and DNA methylation // Plants. 2023. Vol. 12, no. 24. P. 4151. doi: 10.3390/plants12244151.Sarıgül K., Haliloğlu K., Türkoğlu A., Nadaroğlu H., Alaylı A. Ce2O3 nanoparticle synthesis, characterization, and application to callus formation and plant regeneration from mature embryo culture of wheat (Triticum aestivum L.) // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 2024. Vol. 158. P. 49. doi: 10.1007/s11240-024-02842-1.Муратова С.А., Хорошкова Ю.В. Индукция каллуса in vitro и регенерация адвентивных побегов из листовых эксплантов гейхеры гибридной // Тимирязевский биологический журнал. 2023. N 2. C. 28–36. doi: 10.26897/2949-4710-2023-2-28-36. EDN: KMCNDK.Zulueta-Rodríguez R., Hernandez-Montiel L.G., Murillo-Amador B., Rueda-Puente E.O., Capistrán L.L., Troyo-Diguez E., et al. Effect of hydropriming and biopriming on seed germination and growth of two Mexican fir tree species in danger of extinction // Forests. 2015. Vol. 6, no. 9. P. 3109–3122. doi: 10.3390/f6093109.Bareke T. Biology of seed development and germination physiology // Advances in Plants & Agricultural Research. 2018. Vol. 8, no. 4. P. 336–346. doi: 10.15406/apar.2018.08.00335.Marthandan V., Geetha R., Kumutha K., Renganathan V.G., Karthikeyan A., Ramalingam J. Seed priming: a feasible strategy to enhance drought tolerance in crop plants // International Journal of Molecular Sciences. 2020. Vol. 21, no. 21. P. 8258. doi: 10.3390/ijms21218258.Afzal I., Rauf S., Basra S.M.A., Murtaza G. Halopriming improves vigor, metabolism of reserves and ionic contents in wheat seedlings under salt stress // Plant, Soil and Environment. 2008. Vol. 54, no. 9. P. 382–388. doi: 10.17221/408-PSE.Jafar M.Z., Farooq M., Cheema M.A., Afzal I., Basra S.M.A., Wahid M.A., et al. Improving the performance of wheat by seed priming under saline conditions // Journal of Agronomy and Crop Sciences. 2012. Vol. 198, no. 1. P. 38–45. doi: 10.1111/j.1439-037X.2011.00485.x.

Arquivos suplementares

Arquivos suplementares
Ação
1. JATS XML


Creative Commons License
Este artigo é disponível sob a Licença Creative Commons Atribuição 4.0 Internacional.

Согласие на обработку персональных данных

 

Используя сайт https://journals.rcsi.science, я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных») даю согласие на обработку персональных данных на этом сайте (текст Согласия) и на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика» (текст Согласия).