Resistance assessment of natural populations of grain reserves pest to phosphine

Full Text

Потери зерна – большая проблема не только для России, но и для всего мира. В некоторых странах она достигает 50 %. Основная угроза для зерна – это насекомые-вредители, которые не только повреждают зе´рна, что приводит к потере массы и снижению качества и жизнеспособности, но и делают зерно ядовитым.

Одним из опасных насекомых-вредителей для зерна является булавоусый хрущак (Tribolium castaneum). По данным Г. А. Закладного [1, с. 162], после месячного обитания жука в зерне пшеницы с массой 1 тыс. зерен 39,8 г при температуре +27 °С потери зерна составили 10 %. В среднем на стадии имаго это 0,15±0,01 мг за сутки, а на стадии развития личинки – 3,32±0,11 мг. Подобные исследования были проведены в Бухарском инженерно-технологическом институте [2, с. 27], где изучали влияние булавоусого хрущака на массу зерна пшеницы четвертого типа с содержанием сорной и зерновой примесей 0,2 и 6,0 % соответственно при температуре воздуха +2 °С. В результате исследований установлено, что в процессе жизнедеятельности данного вредителя масса сырья снижается на 37 %. Дальнейшее увеличение времени хранения привело к повышению потерь зерна до 92 %. Следовательно, булавоусый хрущак способен уничтожить от 10 до 37 % зерна, а при увеличении сроков хранения эти цифры могут повышаться в несколько раз. Для уничтожения насекомых разрабатывают и используют различные средства.

При проведении исследований использовали все стадии развития булавоусого хрущака Tribolium castaneum. Имаго ростовской популяции были помещены в лаборатории на зерновые запасы влажностью 15 %, которые на протяжении двух месяцев содержались в термостате при температуре +25 °C в целях получения в нужном количестве всех стадий развития Tribolium castaneum для проведения опытов.

Имаго лабораторной популяции были взяты из лабораторной культуры, содержавшиеся в лаборатории без контакта с химическими веществами на протяжении свыше 55 лет.

Резистентность всех стадий развития булавоусого хрущака Tribolium castaneum к фосфину оценивали по экспресс-методу Detia Degesch. Внутрь пластиковой емкости объемом 5 л наливали воду в количестве 50 мл и помещали две пеллеты фосфида магния [3, с. 85] по 1 г каждая.

Яйца, личинки, куколки и имаго Tribolium castaneum фумигировали в стеклянных сосудах при различных концентрациях фосфина при температуре +25 °С и экспозиции 24 ч.

Температуру регулировали, помещая сосуды в термостаты. Необходимую относительную влажность воздуха (далее – ОВВ) создавали, наливая на дно сосудов растворы солей. После окончания экспозиции определяли количество погибших личинок.

Результаты оценки смертности для разных стадий развития лабораторной популяции после фумигации фосфином при различных концентрациях фосфина представлены в табл. 1.

Таблица 1. Смертность для разных стадий развития лабораторной популяции Tribolium castaneum после фумигации фосфином

Table 1. Mortality rates of different development stages of the laboratory population of Tribolium castaneum after phosphine fumigation

Из табл. 1 следует, что самой чувствительной стадией к фосфину лабораторной популяции Tribolium castaneum является стадия имаго. Их гибель отмечена при концентрации фосфина 15 мг/м³; гибель всех имаго произошла в диапазоне 15–35 мг/м³.

Для стадии яйца лабораторной популяции Tribolium castaneum характерна заметно выраженная повышенная устойчивость к фосфину. Самые чувствительные яйца начинают погибать при концентрации фосфина 300 мг/м³; гибель всех яиц лабораторной популяции Tribolium castaneum зафиксирована в диапазоне 300–650 мг/м³.

Самые чувствительные куколки и личинки лабораторной популяции Tribolium castaneum начинают погибать при концентрациях фосфина 26 и 33 мг/м³ соответственно. При этом гибель всех куколок происходит в более узком диапазоне (26–74 мг/м³), нежели гибель личинок (33–103 мг/м³). Отсюда можно заключить, что куколки менее устойчивы к фосфину, чем личинки.

Результаты оценки смертности для разных стадий развития ростовской популяции Tribolium castaneum после фумигации фосфином при различных концентрациях фосфина представлены в табл. 2.

Таблица 2. Смертность для разных стадий развития ростовской популяции Tribolium castaneum после фумигации фосфином

Table 2. Mortality rates of different development stages of the Rostov population of Tribolium castaneum after phosphine fumigation

Из табл. 2 следует, что самой чувствительной стадией к фосфину ростовской популяции Tribolium castaneum является стадия имаго, так же как и лабораторной популяции. Однако, если для лабораторной популяции имаго начинают погибать, как было сказано выше, при концентрации 15 мг/м³, то для ростовской популяции требуется большая концентрация фосфина – 20 мг/м³. Часть имаго ростовской популяции Tribolium castaneum демонстрируют свою стойкость при максимальной концентрации фосфина – 45 мг/м³ (при смертности всех имаго лабораторной популяции в диапазоне 15–35 мг/м³).

Так же, как и в случае с лабораторной популяцией, ростовская популяция стадии яйца наиболее устойчивая из всех стадий развития Tribolium castaneum после фумигации фосфином. Наименее устойчивые яйца ростовской Tribolium castaneum начинают погибать при концентрации фосфина 350 мг/м³; для лабораторной же популяции требуется концентрация фосфина на 50 мг/м³ меньше, чем для ростовской. Наиболее устойчивые яйца ростовской популяции Tribolium castaneum демонстрируют свою стойкость при максимальной концентрации фосфина 690 мг/м³, в то время как все яйца лабораторной популяции погибают в диапазоне 300–650 мг/м³.

Личинки ростовской популяции Tribolium castaneum начинают погибать при концентрации фосфина 43 мг/м³, а куколки – при концентрации 44 мг/м³ (для лабораторной популяции: личинки начинают гибнуть при концентрации 43 мг/м³, а куколки – при 26 мг/м³). Также следует отметить, что некоторые личинки ростовской популяции устойчиво переносят максимальную концентрацию фосфина (110 мг/м³) при смертности всех личинок лабораторной популяции в диапазоне 33–103 мг/м³. Наиболее устойчивые куколки ростовской популяции Tribolium castaneum демонстрируют свою стойкость при максимальной концентрации фосфина 80 мг/м³ при смертности всех куколок лабораторной популяции в диапазоне 26–74 мг/м³.

Чтобы определить взаимосвязь между концентрацией фосфина и гибелью Tribolium castaneum на разных стадиях его развития был использован пробит-анализ. Для его проведения понадобилось перевести значения концентраций фосфина в десятичные логарифмы, а значения смертности Tribolium castaneum – в значения пробитов. Преобразованные данные представлены в табл. 3 и 4 для лабораторной и ростовской популяций соответственно.

Таблица 3. Преобразованные данные концентраций фосфина и смертности разных стадий развития Tribolium castaneum лабораторной популяции

Table 3. Converted data on phosphine concentrations and mortality rates of different developmental stages of Tribolium castaneum laboratory population

Таблица 4. Преобразованные данные концентраций фосфина и смертности разных стадий развития Tribolium castaneum ростовской популяции

Table 4. Converted data on phosphine concentrations and mortality rates of different developmental stages of Tribolium castaneum Rostov population

Используя данные табл. 3 и 4, были построены уравнения регрессии резистентности к фосфину разных стадий развития Tribolium castaneum лабораторной и ростовской популяций, установлена сила связи между данными показателями и рассчитана смертельная концентрация фосфина, вызывающая гибель 99,9 % Tribolium castaneum на разных стадиях развития (СК-99,9) (табл. 5).

Таблица 5. Статистические показатели резистентности к фосфину лабораторной и ростовской популяций Tribolium castaneum на разных стадиях развития

Table 5. Statistical resistance indices to phosphine of laboratory and Rostov populations of Tribolium castaneum at different development stages

Согласно данным, приведенным в табл. 5, между смертностью Tribolium castaneum на разных стадиях развития и концентрацией фосфина выявлена очень тесная связь, поскольку коэффициент корреляции во всех случаях стремится к 1.

Что касается резистентности популяций к фосфину на разных стадиях развития, то о ней позволяет сделать вывод смертельная концентрация фосфина, вызывающая гибель 99,9 % Tribolium castaneum на разных стадиях развития (СК-99,9).

В ходе опытов установлено, что для стадии яйца Tribolium castaneum лабораторной популяции смертельная концентрация фосфина, вызывающая отмирание 99,9 % яиц, составила 651,48 мг/м³. Ростовская популяция оказалась более устойчивой к фосфину, для нее смертельная концентрация фосфина, вызывающая отмирание 99,9 % яиц, составила 841, мг/м³, что свидетельствует об устойчивости перед лабораторной популяцией в 1,3 раза.

Для стадии личинки Tribolium castaneum лабораторной популяции смертельная концентрация фосфина, вызывающая отмирание 99,9 % личинок, составила 103,28 мг/м³. Ростовская в 1,5 раз более устойчива к фосфину, чем лабораторная.

Те же выводы можно применить и относительно стадии «куколка», устойчивость ростовской популяции превосходит устойчивость лабораторной популяции в 1,5 раза (смертельная концентрация фосфина, вызывающая отмирание 99,9 % куколок лабораторной популяции, составила 74,99 мг/м³, а для ростовской – 111,38 мг/м³).

Смертельная концентрация фосфина, вызывающая отмирание 99,9 % имаго Tribolium castaneum лабораторной популяции, составила 40,11 мг/м³. Для имаго Tribolium castaneum ростовской популяции смертельная концентрация фосфина, вызывающая отмирание 99,9 %, превысила лабораторную популяцию в 1,7 раз и составила 68,25 мг/м³.

Таким образом, из вышесказанного можно сделать вывод, что и для лабораторной, и ростовской популяций Tribolium castaneum стадия яйца обладает повышенной устойчивостью к фосфину, чего нельзя сказать о стадии имаго.

Также следует отметить, что на всех стадиях развития Tribolium castaneum ростовская популяция более устойчива к фосфину, чем лабораторная.

Далее проведено исследование устойчивости личинок капрового жука (Trogoderma granarium Ev.) – самого опасного из вредителей зернохранилищ, включенного в Перечень карантинных вредителей в нашей стране в 1935 г., к фосфину.

Капровый жук чрезвычайно многояден. Вредят личинки, а жуки всю свою короткую жизнь не питаются. Вредоносность личинок зарегистрирована более чем на 60 видах различных растительных продуктов. Наиболее сильные повреждения они причиняют хранящемуся зерну и зернопродуктам, семенам кукурузы, зернобобовых, масличных, бахчевых и других культур.

Капровый жук способен давать вспышки массового размножения, нередко вызывающие потери в 25 % хранящегося зерна. Известны случаи уничтожения личинками и до 70 % всей продукции [4, с. 74].

Вредоносность капрового жука обусловлена целым рядом его биологических особенностей. Он очень вынослив, способен переносить температуру выше 44,2 °С и выживать при минус 10 °С. При полном отсутствии пищи личинки могут длительное время голодать [5, с. 38].

Развитие капрового жука зависит от количества и качества пищи и температурного режима. При неблагоприятных условиях личинки впадают в состояние покоя (диапаузу), которое может длиться годами. Диапаузирующие личинки особенно устойчивы к различным фумигантам [6, с. 82].

Последний случай обнаружения капрового жука в России приходится на октябрь 2023 г., когда в Санкт-Петербурге в морском порту при проведении карантинного фитосанитарного контроля 260 т риса Россельхознадзором выявлен капровый жук [7].

Для эффективной борьбы с личинками Trogoderma granarium Ev. в случае их обнаружения важно установить зависимость смертности активных личинок природной и лабораторной популяций от химических веществ, а именно от фосфина в различных концентрациях.

Для проведения исследований использовали активные личинки Trogoderma granarium Ev., собранные в морском порту г. Санкт-Петербурга.

Личинки лабораторной популяции были взяты из лабораторной культуры, содержащиеся в лаборатории без контакта с химическими веществами на протяжении свыше 55 лет.

Активные личинки Trogoderma granarium Ev. фумигировали в стеклянных сосудах при различных концентрациях фосфина и разных экспозициях.

Температуру регулировали, помещая сосуды в термостаты. Необходимую ОВВ создавали, наливая на дно сосудов растворы солей. После окончания экспозиции определяли количество погибших личинок.

Результаты оценки смертности личинок лабораторной и петербургской популяций Trogoderma granarium Ev. при температуре +26 °C после фумигации фосфином представлены в табл. 6 и 7 соответственно.

Таблица 6. Смертность личинок лабораторной популяции Trogoderma granarium Ev. при температуре +26 °C после фумигации фосфином

Table 6. Mortality of larvae of Trogoderma granarium Ev. laboratory population at 26 °C after phosphine fumigation

Таблица 7. Смертность личинок петербургской популяции Trogoderma granarium Ev. при температуре +26 °C после фумигации фосфином

Table 7. Mortality of larvae of Trogoderma granarium Ev. Petersburg population at 26 °C after phosphine fumigation

Из табл. 6 видно, что при увеличении концентрации фосфина наблюдалось сокращение экспозиции, при которой отмечалась массовая гибель личинок лабораторной популяции. Следует отметить, что при концентрации фосфина 10 мг/м³ при экспозиции пять суток смертность личинок лабораторной популяции Trogoderma granarium Ev. составила лишь 14 %.

Увеличение концентрации фосфина до 15 мг/м³ способствовало росту гибели личинок лабораторной популяции до 48 % на пятые сутки экспозиции. При применении концентрации фосфина 20–30 мг/м³ и увеличении экспозиции газации отмечается гибель большей доли личинок лабораторной популяции Trogoderma granarium Ev., однако 100%-ной гибели личинок на пятые сутки достичь не удалось. Для полной гибели личинок лабораторной популяции при фумигации фосфином в концентрации 40 мг/м³ потребовалось пять суток. Увеличение концентрации фосфина до 60 мг/м³ обеспечило 100%-ную гибель личинок в течение четырех суток; до 80 – в течение трех; до 100 и 120 мг/м³ – в течение двух суток.

Согласно данным табл. 7, можно заключить, что гибель личинок петербургской популяции так же, как и в случае личинок лабораторной популяции Trogoderma granarium Ev., возрастает при увеличении концентрации фосфина и сокращении экспозиции. Однако 100%-ной гибели личинок петербургской популяции Trogoderma granarium Ev. при увеличении концентрации фосфина до максимума (120 мг/м³) и сокращении экспозиции достичь не удалось, это говорит о том, что личинки петербургской популяции более устойчивы к фосфину по сравнению с лабораторной популяцией.

Для определения силы взаимосвязи между концентрацией фосфина и гибелью личинок Trogoderma granarium Ev. был проведен пробит-анализ. Для этого значения концентраций фосфина, представленные в табл. 6 и 7, были переведены в десятичные логарифмы, а значения смертности личинок Trogoderma granarium Ev. – в соответствующие значения пробитов. Преобразованные данные представлены в табл. 8, на основании которой построены уравнения регрессии.

Таблица 8. Значения концентраций фосфина, переведенные в десятичные логарифмы, и значения смертности личинок Trogoderma granarium Ev., переведенные в соответствующие значения пробитов

Table 8. Phosphine concentration values converted to decimal logarithms and Trogoderma granarium Ev. larval mortality values converted to the corresponding probit values

Используя преобразованные данные концентраций фосфина и смертности личинок Trogoderma granarium Ev. в программе Microsoft Excel были построены уравнения регрессии резистентности к фосфину личинок лабораторной и петербургской популяций Trogoderma granarium Ev. и произведен расчет смертельной концентрации фосфина, вызывающей гибель 99,9 % личинок в популяции (СК-99,9) (табл. 9).

Таблица 9. Статистические показатели резистентности к фосфину лабораторной и петербургской популяций личинок Trogoderma granarium Ev. в зависимости от времени экспозиции газации

Table 9. Statistical resistance indices to phosphine of laboratory and Petersburg populations of Trogoderma granarium Ev. larvae depending on the fumigation exposure time

Из табл. 9 видно, что связь между смертностью личинок Trogoderma granarium Ev. и концентрацией фосфина очень сильная, о чем свидетельствуют значения коэффициентов корреляции.

О резистентности популяций к фосфину позволяет сделать вывод смертельная концентрация фосфина, вызывающая гибель 99,9 % личинок в популяции (СК-99,9).

Следует отметить, что для лабораторной популяции смертельная концентрация фосфина, вызывающая отмирание 99,9 % личинок Trogoderma granarium Ev., ниже, чем для петербургской популяции. Причем с увеличением времени экспозиции устойчивость петербургской популяции личинок Trogoderma granarium Ev. к фосфину снижается: в первые и вторые сутки экспозиции устойчивость петербургской популяции личинок к фосфину в 1,9 раз превышала устойчивость лабораторной популяции; третьи – в 1,8; четвертые – в 1,7; в пятые – в 1,6 раз.

Таким образом, следует отметить, что чем выше концентрация фосфина, тем короче эффективная экспозиция газации.

Далее проведено исследование устойчивости имаго четырех популяций амбарных долгоносиков Sitophilus granaries l. (лабораторной, ставропольской, краснодарской и тамбовской) к фосфину.

Имаго ставропольской, краснодарской и тамбовской популяций были собраны на агрофирмах Ставропольского и Краснодарского краев, Тамбовской области, помещены в лаборатории на зерновые запасы влажностью 15 %, которые на протяжении двух месяцев содержали в термостате при температуре выше 25 °C в целях получения в нужном количестве имаго-потомков первой популяции для проведения опытов.

Имаго лабораторной популяции были взяты из лабораторной культуры, содержащиеся в лаборатории без контакта с химическими веществами на протяжении свыше 55 лет.

Отбор имаго для опыта осуществлялся без разделения по полу и возрасту. После чего имаго Sitophilus granaries l. помещали в стеклянные капсулы, наполненные небольшим количеством зерна.

Резистентность имаго к фосфину оценивали по экспресс-методу Detia Degesch. Внутрь пластиковой емкости объемом 5 л наливали воду в количестве 50 мл и помещали две пеллеты фосфида магния по 1 г каждая.

После полного разложения препарата приступали к измерению концентрации фосфина, используя индикаторную трубку. Внутрь герметичного шприца объемом 100 мл помещали 30 взрослых имаго Sitophilus granaries l.

Шприцем с находящимися внутри имаго путем прокола гибкой трубочкой отбирали необходимый объем газа и переносили в стеклянные банки через резиновые трубочки на их крышках. До того, как ввести газ, в банках создавали небольшое разрежение, после чего выравнивали в них давление с атмосферным.

Количество вводимого в фумигационную камеру газа обеспечивало его необходимую концентрацию. Опыт предполагал исследование смертности имаго при 11 концентрациях фосфина: 25, 30, 35, 40, 50, 70, 90, 110, 120, 125, 130 мг/м³ в трех повторностях, в каждой из которых использовалось по 30 имаго Sitophilus granaries l.

Фумигационные камеры содержали в термостатах при температуре +25 °C. Температуру регулировали, помещая сосуды в термостаты. Необходимую ОВВ создавали, наливая на дно сосудов растворы солей.

Спустя 24 ч экспозиции, осуществляли дегерметизацию и дегазирование банок с имаго. После чего через сутки в опытных и контрольных вариантах проводили оценку состояния имаго, определяя процент живых и мертвых насекомых. Следующим необходимым этапом явилась статистическая обработка результатов исследований. Для этого была рассчитана средняя смертность имаго из трех повторностей опыта в процентах, которые были переведены в пробиты смертности; концентрация фосфина – в десятичные логарифмы. С помощью пробит-анализа установлена зависимость смертности лабораторной и природной популяций имаго Sitophilus granaries l. от концентрации фосфина. На основе построенного уравнения регрессии произведен расчет СК-99,9 – концентрации, при которой погибает 99,9 % популяции имаго в течение 24 ч экспозиции при температуре +25 °C и ОВВ 75 %.

Результаты оценки смертности лабораторной, ставропольской, краснодарской и тамбовской популяций амбарного долгоносика Sitophilus granaries l. после фумигации фосфином при 11 концентрациях фосфина представлены в табл. 10.

Таблица 10. Смертность имаго лабораторной и природной популяций Sitophilus granaries L. после фумигации фосфином

Table 10. Mortality of adults of laboratory and natural populations of Sitophilus granaries L. after phosphine fumigation

Из табл. 10 следует, что гибель самых чувствительных имаго лабораторной популяции отмечена при концентрации фосфина 40 мг/м³; гибель всех имаго – в диапазоне 40–120 мг/м³.

Следует отметить, что наиболее чувствительные имаго Sitophilus granaries l. природной популяции начинают погибать при концентрации фосфина 50 мг/м³, т. е. для данной популяции требуется более высокая концентрация фосфина, чем для лабораторной. Наиболее устойчивые имаго ставропольской, краснодарской и тамбовской популяций показали свою стойкость при максимальной концентрации фосфина (130 мг/м³).

Для наглядности представим данные в виде табл. 11, где переведем значения концентраций фосфина в десятичные логарифмы и обозначим Х, а значения смертности имаго – в соответствующие значения пробитов и обозначим Y.

Таблица 11. Значения десятичных логарифмов для исследованных концентраций фосфина и пробитное значение от экспериментально установленного процента гибели имаго природной и лабораторной популяций Sitophilus granaries L.

Table 11. Decimal logarithm values for the tested phosphine concentrations and probit values from the experimentally determined adult mortality percent of Sitophilus granaries L. natural and laboratory populations

На основании данных табл. 11 в программе Microsoft Excel построим уравнение регрессии резистентности к фосфину лабораторной, ставропольской, краснодарской и тамбовской популяций Sitophilus granaries l.

В табл. 12 приведены статистические показатели резистентности к фосфину лабораторной, ставропольской, краснодарской и тамбовской популяций Sitophilus granaries l.

Таблица 12. Статистические показатели резистентности к фосфину лабораторной и природной популяций Sitophilus granaries l.

Table 12. Statistical indices of resistance to phosphine in laboratory and natural populations of Sitophilus granaries L.

С помощью полученных уравнений регрессии, представленных в табл. 12, можно определить концентрацию фосфина в мг/м³, которая вызывает отмирание любой доли популяции имаго в процентах, или определить смертность имаго в популяции для любой концентрации фосфина [8, с. 538].

Связь между смертностью имаго и концентрацией фосфина характеризуют коэффициенты корреляции, которые близки к максимуму – 1, что говорит об очень сильной связи.

Наибольший интерес представляет смертельная концентрация фосфина, вызывающая гибель 99,9 % имаго в популяции (СК-99,9), на основе которой можно сделать вывод о резистентности популяций к фосфину.

Из табл. 12 видно, что для лабораторной популяции смертельная концентрация фосфина, вызывающая отмирание 99,9 % особей имаго, составила 120,25 мг/м³. Наиболее устойчивыми к фосфину оказались имаго тамбовской популяции – в 1,6 раз больше, чем имаго лабораторной популяции; смертельная концентрация фосфина, вызывающая отмирание 99,9 % особей имаго тамбовской популяции, составила 194 мг/м³.

Также в ходе опытов установлено, что для имаго ставропольской и краснодарской популяций смертельная концентрация фосфина, вызывающая отмирание 99,9 % имаго, составила 180,47 и 172,94 мг/м³ соответственно. Это свидетельствует о превышении устойчивости имаго ставропольской и краснодарской популяций над устойчивостью имаго лабораторной популяции в 1,5 и в 1,4 раза соответственно.

Режимы фумигации фосфином зерна, включенные в нормативные документы, были установлены нами на основании изучения устойчивости к фосфину лабораторных популяций насекомых [9, с. 92], использованных в опыте в качестве эталона.

В государственном каталоге пестицидов и агрохимикатов, разрешенных к применению на территории Российской Федерации в 2020 г. [10], установлена нормативная величина произведения концентрации на время экспозиции (ПКЭ-99,9), равная 25 г·ч/ м³, достигнув которую фумигируемый объект обеззараживается.

Специалисты, осуществляющие фумигацию зерновых запасов, должны контролировать концентрацию фосфина и производить расчет ПКЭ и по достижению нормативного значения 25 г·ч/м³ прекратить экспозицию и провести дегазацию зерновых запасов.

Поскольку ставропольская, краснодарская и тамбовская популяции имаго Sitophilus granaries l. оказались более устойчивы к воздействию фосфина в 1,5, 1,4 и 1,6 раза, нежели лабораторная популяция, для уничтожения насекомых данных популяций необходимо чтобы ПКЭ в 1,5, 1,4 и 1,6 раза превышал нормативное значение. То есть при ПКЭ, равным 37,5 г·ч/м³ (25 × 1,5), 35 г·ч/м³ (25 × 1,4) и 40 г·ч/м³ (25 × 1,6), можно уничтожить имаго Sitophilus granaries l. ставропольской, краснодарской и тамбовской популяций.

Согласно исследованиям Г. А. Закладного, А. Л. Догадина [11, с. 39], в которых ученые отмечают удручающее состояние отечественных зерноскладов, мельзаводов и хлебоприемных предприятий по уровню герметичности, что не позволит достичь величины ПКЭ, равной 35, 37,5 и 40 г·ч/м³. Отсюда можно заключить бесполезность и опасность фумигации фосфином на агрофирмах в Ставропольском, Краснодарском краях и Тамбовской области, где были отобраны образцы имаго Sitophilus granaries l. для оценки их резистентности к фосфину.

Ее бесполезность объясняется неэффективностью любой фумигации фосфином зерна по причине недостаточной герметичности зернохранилищ, что приведет к большим утечкам фосфина, вследствие чего уничтожить насекомых в зерне не получится.

Опасность состоит в том, что каждая фумигация сделает насекомых более устойчивыми к фосфину. Это объясняется тем, что выжившие самые устойчивые насекомые-родители, вследствие недостаточной концентрации фосфина по причине его утечки в последующих поколениях, дадут более резистентное к фосфину потомство.

Таким образом, в ходе исследований установлена сильная связь между смертностью различных популяций вредителей зерновых запасов и концентрацией фосфина. Также было доказано, что скорость воздействия фосфина зависит от реальной концентрации газа, времени экспозиции, вида зернового вредителя и стадии его развития.

Автор заявляет об отсутствии конфликта интересов.

About the authors

Vitaly V. Malikov

Author for correspondence.
Email: malikoff@inbox.ru

Postgraduate Student

References

Supplementary files