COMPARISON OF METHODS FOR ASSESSING THE CONCENTRATION OF EXTRACELLULAR VESICLES ISOLATED FROM DIFFERENT BIOLOGICAL FLUIDS

G. O Skryabin; Скрябин Г. О; A. D Enikeev; Еникеев А. Д; A. A Beliaeva; Беляева А. А; K. I Zhordania; Жорданиа К. И; S. A Galetsky; Галецкий С. А; D. V Bagrov; Багров Д. В; O. T Imaraliev; Имаралиев О. Т; I. A Karasev; Карасев И. А; E. M Tchevkina; Чевкина Е. М

doi:10.31857/S0320972525100056

СРАВНЕНИЕ МЕТОДИК ОЦЕНКИ КОНЦЕНТРАЦИИ ВНЕКЛЕТОЧНЫХ ВЕЗИКУЛ, ВЫДЕЛЕННЫХ ИЗ РАЗНЫХ БИОЛОГИЧЕСКИХ ЖИДКОСТЕЙ

Авторы: Скрябин Г.О¹, Еникеев А.Д¹, Беляева А.А¹, Жорданиа К.И¹, Галецкий С.А¹, Багров Д.В¹^,2, Имаралиев О.Т¹, Карасев И.А¹, Чевкина Е.М¹
Учреждения:
1. ФГБУ «НМИЦ онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России
2. Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, биологический факультет
Выпуск: Том 90, № 10 (2025)
Страницы: 1474-1486
Раздел: Статьи
URL: https://journals.rcsi.science/0320-9725/article/view/355113
DOI: https://doi.org/10.31857/S0320972525100056
ID: 355113

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ
Доступ закрыт

Доступ предоставлен
Доступ закрыт

Только для подписчиков

Аннотация
Об авторах
Список литературы
Дополнительные файлы
Статистика

Аннотация

Одним из ключевых этапов в исследовании внеклеточных везикул (ВВ), включая экзосомы и микровезикулы, является количественная оценка изолированных частиц. Несмотря на наличие различных подходов, ни один из них не даёт однозначного решения данной задачи, особенно при работе с биологическими жидкостями организма, обогащёнными наночастицами невезикулярного происхождения. Более того, для ряда источников ВВ, таких как маточные аспираты и желудочный сок, количественного анализа везикул практически не проводилось. Цель исследования заключалась в проведении сравнения трёх методов количественного анализа ВВ – оценки концентрации белка в препаратах ВВ, анализа траекторий движения наночастиц (NTA) и анализа эстеразной активности с помощью коммерческого набора для подсчёта экзосом FluoroCet – в образцах ВВ, выделенных из различных биологических жидкостей: плазмы крови, асцитической жидкости, маточных аспиратов, желудочного сока (ЖС) и кондиционированной среды (КС) клеточных линий рака яичника и немелкоклеточного рака лёгкого. Результаты показали, что для ВВ, выделенных из КС опухолевых клеток, все методы продемонстрировали высокую корреляцию, что свидетельствует о валидности применения каждого из методов для определения концентрации ВВ, полученных in vitro при высоком уровне чистоты образцов. В образцах плазмы крови, асцитической жидкости и маточных аспиратов зафиксированы расхождения между методами, обусловленные присутствием невезикулярных наночастиц. В отличие от ВВ из других жидкостей организма, в образцах ВВ ЖС обнаружена выраженная корреляция между содержанием белка и активностью ацетилхолинестеразы, что указывает на минимальную контаминацию образцов ВВ ЖС невезикулярными белковыми частицами и потенциально уникальный состав ВВ этой среды. Результаты подчёркивают необходимость многофакторной оценки количества ВВ с учётом источника образца. Полученные данные могут стать основой для разработки стандартизированных протоколов количественного анализа ВВ, что особенно актуально при работе с клиническими образцами.

Ключевые слова

экзосомы, внеклеточные везикулы, концентрация везикул, NTA, FluoroCet

Список литературы

Kalluri, R., and LeBleu, V. S. (2020) The biology, function, and biomedical applications of exosomes, Science, 367, eaau6977, https://doi.org/10.1126/science.aau6977.
Hu, C., Jiang, W., Lv, M., Fan, S., Lu, Y., Wu, Q., and Pi, J. (2022) Potentiality of exosomal proteins as novel cancer biomarkers for liquid biopsy, Front. Immunol., 13, 792046, https://doi.org/10.3389/fimmu.2022.792046.
Han, Q.-F., Li, W.-J., Hu, K.-S., Gao, J., Zhai, W.-L., Yang, J.-H., and Zhang, S.-J. (2022) Exosome biogenesis: machinery, regulation, and therapeutic implications in cancer, Mol. Cancer, 21, 207, https://doi.org/10.1186/s12943-022-01671-0.
Welsh, J. A., Goberdhan, D. C. I., O'Driscoll, L., Buzas, E. I., Blenkiron, C., Bussolati, B., Cai, H., Di Vizio, D., Driedonks, T. A. P., and Erdbrugger, U. (2024) Minimal information for studies of extracellular vesicles (MISEY2023): from basic to advanced approaches, J. Extracell. Vesicle, 13, e12404, https://doi.org/10.1002/jev2.12404.
Vogel, R., Coumans, F. A. W., Maltesen, R.G., Böing, A. N., Bonnington, K. E., Broekman, M.L., Broom, M. F., Buzas, E. I., Christiansen, G., Haiji, N., Kristensen, S. R., Kuehn, M. J., Lund, S. M., Maas, S. L., Nieuwland, R., Ostelkoetxea, X., Schnoor, R., Scicluna, B. J., Shambrook, M., de Vrij, J., and Pedersen, S. (2016) A standardized method to determine the concentration of extracellular vesicles using tunable resistive pulse sensing, J. Extracell. Vesicles, 5, 31242, https://doi.org/10.3402/jev.v5.31242.
Hartjes, T. A., Mytnyk, S., Jenster, G. W., van Steijn, V., and van Royen, M. E. (2019) Extracellular vesicle quantification and characterization: common methods and emerging approaches, Bioengineering, 6, 7, https://doi.org/10.3390/bioengineering6010007.
Jeppesen, D. K., Zhang, Q., Franklin, J. L., and Coffey, R. J. (2023) Extracellular vesicles and nanoparticles: emerging complexities, Trends Cell Biol., 33, 667-681, https://doi.org/10.1016/j.tcb.2023.01.002.
Willms, E., Cabafias, C., Mäger, I., Wood, M. J., and Vader, P. (2018) Extracellular vesicle heterogeneity: subpopulations, isolation techniques, and diverse functions in cancer progression, Front. Immunol., 9, 738, https://doi.org/10.3389/fimmu.2018.00738.
Brennan, K., Martin, K., FitzGerald, S. P., O'Sullivan, J., Wu, Y., Blanco, A., Richardson, C., and Mc Gee, M. M. (2020) A comparison of methods for the isolation and separation of extracellular vesicles from protein and lipid particles in human serum, Sci. Rep., 10, 1039, https://doi.org/10.1038/s41598-020-57497-7.
Xu, R., Rai, A., Chen, M., Suwakulsiri, W., Greening, D. W., and Simpson, R. J. (2018) Extracellular vesicles in cancer – implications for future improvements in cancer care, Nat. Rev. Clin. Oncol., 15, 617-638, https://doi.org/10.1038/s41571-018-0036-9.
Comfort, N., Cai, K., Bloomquist, T. R., Strait, M. D., Ferrante, A. W. Jr, and Baccarelli, A.A. (2021) Nanoparticle tracking analysis for the quantification and size determination of extracellular vesicles, J. Vis. Exp., 169, e62447, https://doi.org/10.3791/62447.
Maas, S. L. N., Breakefield, X. O., and Weaver, A. M. (2017) Extracellular vesicles: unique intercellular delivery vehicles, Trends Cell Biol., 3, 172-188, https://doi.org/10.1016/j.tcb.2016.11.003.
Tian, Y., Ma, L., Gong, M., Su, G., Zhu, S., Zhang, W., Wang, S., Li, Z., Chen, C., Li, L., Wu, L., and Yan, X. (2018) Protein profiling and sizing of extracellular vesicles from colorectal cancer patients via flow cytometry, ACS Nano, 12, 671-680, https://doi.org/10.1021/acsnano.7b07782.
Skryabin, G. O., Beliaeva, A. A., Enikeev, A. D., Bagrov, D. V., Keremet, A. M., Komelkov, A. V., Elkin, D. S., Sylantieva, D. M., and Tchevkina, E. M. (2024) Analysis of miRNAs miR-125a-Sp, -27a-Sp, -193a-Sp, -135b-Sp, -451a, -495-Sp and -136-Sp in parental ovarian cancer cells and secreted extracellular vesicles, Adv. Mol. Oncol., 11, 113-123, https://doi.org/10.17650/2313-805X-2024-11-1-113-123.
Skryabin, G. O., Komelkov, A. V., Zhordania, K. I., Bagrov, D. V., Enikeev, A. D., Galetsky, S.A., Beliaeva, A. A., Kopnin, P. B., Moiseenko, A. V., Senkovenko, A. M., and Tchevkina E. M. (2024) Integrated miRNA profiling of extracellular vesicles from uterine aspirates, malignant ascites and primary-cultured ascites cells for ovarian cancer screening, Pharmaceautics, 16, 902, https://doi.org/10.3390/pharmaceutics16070902.
Skryabin, G. O., Vinokurova, S. V., Galetsky, S. A., Elkin, D. S., Senkovenko, A. M., Denisova, D. A., Komelkov, A. V., Stillid, I. S., Peregorodiev, I. N., Malikhova, O. A., Imaraliev, O. T., Enikeev, A. D., and Tchevkina, E. M. (2022) Isolation and characterization of extracellular vesicles from gastric juice, Cancers (Basel), 14, 3314, https://doi.org/10.3390/cancers14143314.
Thery, C., Amigorena, S., Raposo, G., and Clayton, A. (2006) Isolation and characterization of exosomes from cell culture supernatants and biological fluids, Curr. Protoc. Cell Biol., 30, 3.22.1-3.22.29, https://doi.org/10.1002/0471143030.cb0322830.
Skryabin, G. O., Komelkov, A. V., Galetsky, S. A., Bagrov, D. V., Evtushenko, E. G., Nikishin, I. I., Zhordania, K. I., Savelyeva, E. E., Akselrod, M. E., Paianidi, I. G., and Tchevkina E. M. (2021) Stomatin is highly expressed in exosomes of different origin and is a promising candidate as an exosomal marker, J. Cell Biochem., 122, 100-115, https://doi.org/10.1002/jcb.29834.
Beauregard, G., and Roufogalis, B. D. (1979) Characterization of lipid-protein interactions in acetylcholinesterase lipoprotein extracted from bovine erythrocytes, Biochem. J., 179, 109-117, https://doi.org/10.1042/bj1790109.
Escudero-Cernuda, S., Eiro, N., Fraile, M., Vizoso, F. J., Fernández-Colomer, B., and Fernández-Sánchez, M. L. (2025) Limitations and challenges in the characterization of extracellular vesicles from stem cells and serum, Mikrochim. Acta, 192, 311, https://doi.org/10.1007/s00604-025-07147-4.
Tkach, M., and Thery, C. (2016) Communication by extracellular vesicles: where we are and where we need to go, Cell, 164, 1226-1232, https://doi.org/10.1016/j.cell.2016.01.043.
Liao, Z., Jaular, L. M., Soueidi, E., Jouve, M., Muth, D. C., Schøyen, T. H., Seale, T., Haughey, N. J., Ostrowski, M., Thery, C., and Witwer, K. W. (2019) Acetylcholinesterase is not a generic marker of extracellular vesicles, J. Extracell. Vesicles, 8, 1628592, https://doi.org/10.1080/20013078.2019.1628592.
Grigor'eva, A. E., Dyrkheeva, N. S., Bryzgunova, O. E., Tamkovich, S. N., Chelobanov, B. P., and Ryabchikova, E. I. (2017) Contamination of exosome preparations, isolated from biological fluids, Biomed. Khim., 63, 91-96, https://doi.org/10.18097/PBMC20176301991.
Skryabin, G., Enikeev, A., Beliaeva, A., Galetsky, S., Bagrov, D., Moiseenko, A., Vnukova, A., Imaraliev, O., Karasev, I., and Tchevkina, E. (2025) Distinctive features of extracellular vesicles present in the gastric juice of patients with gastric cancer and healthy subjects, Int. J. Mol. Sci., 26, 5857, https://doi.org/10.3390/ijms26125857.
Webber, J., and Clayton, A. (2013) How pure are your vesicles? J. Extracell. Vesicles, 2, 19861, https://doi.org/10.3402/jew.v20i.19861.
Nelson, B. C., Maragh, S., Ghiran, I. C., Jones, J. C., DeRose, P. C., Elsheikh, E., Vreeland, W. N., and Wang, L. (2020) Measurement and standardization challenges for extracellular vesicle therapeutic delivery vectors, Nanomedicine (Lond), 15, 2149-2170, https://doi.org/10.2217/nnm-2020-0206.
Erdbrügger, U., and Lannigan, J. (2016) Analytical challenges of extracellular vesicle detection: a comparison of different techniques, Cytometry A, 89, 123-134, https://doi.org/10.1002/cyto.a.22795.
Zhou, E., Li, Y., Wu, F., Guo, M., Xu, J., Wang, S., et al. (2021) Circulating extracellular vesicles are effective biomarkers for predicting response to cancer therapy, eBioMedicine, 67, 103365, https://doi.org/10.1016/j.ebiom.2021.103365.
Pink, R.C., Beaman, E.-M., Samuel, P., Brooks, S.A., and Carter, D.R.F. (2022) Utilising extracellular vesicles for early cancer diagnostics: benefits, challenges and recommendations for the future, Br. J. Cancer, 126, 323-330, https://doi.org/10.1038/s41416-021-01668-4.
Stevic, I., Buescher, G., and Ricklefs, F. L. (2020) Monitoring therapy efficiency in cancer through extracellular vesicles, Cells, 9, 130, https://doi.org/10.3390/cells9010130.

Дополнительные файлы

Доп. файлы

Действие

1. JATS XML

Скачать

2. Асцитическая жидкость_1

Скачать (54KB)

Имя пользователя
Пароль
Запомнить меня

Забыли пароль?	Регистрация