Анализ времен жизни флуоресценции модельных соединений как подход к фотофизическоЙ инженерии флуоресцентных белков

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Изучение структурно-функциональных взаимосвязей между хромофором и его белковым окружением – ключевой аспект при фотофизической инженерии флуоресцентных белков (ФБ), в частности в направленном получении их новых вариантов с высоким квантовым выходом флуоресценции (КВФ). Описаны подходы к увеличению КВФ, основанные на подавлении безызлучательных процессов в возбужденном состоянии, однако не выработан инструментарий направленного изменения константы флуоресценции (kr), которая также выступает потенциально “настраиваемой” величиной. Мы предлагаем экспериментальный подход, в рамках которого синтетический хромофор ФБ моделирует “фиксацию” наиболее значимых безызлучательных констант и дает представление о пластичности времени жизни флуоресценции (как индикатора kr). Для подтверждения работоспособности данного подхода мы проанализировали времяразрешенное флуоресцентное поведение аналогов хромофора зеленого и синего ФБ в разнообразном химическом окружении. Конформационно-фиксированный аналог хромофора зеленого флуоресцентного белка (GFP) в большинстве случаев показывал монофазные кинетики затухания флуоресценции со временем жизни 2.7–3.0 нс, адекватно моделируя типичное поведение GFP с наиболее высокими КВФ. В условиях же принудительной ионизации этого хромофора мы наблюдали увеличенные (до 4.3–4.6 нс) времена жизни флуоресценции, которые могут быть интерпретированы в терминах увеличения константы флуоресценции (kr). Конформационно-фиксированный аналог хромофора Sirius показал биэкспоненциальные кинетики затухания флуоресценции, отчасти моделирующие свойства синих ФБ. В растворе уксусной кислоты это соединение проявило отличающиеся флуоресцентные свойства (интенсивную флуоресценцию с мажорной долгоживущей популяцией ~4 нс), которые можно интерпретировать как эмиссию необычной катионной формы хромофора.

Об авторах

Н. С. Балеева

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН

Email: noobissat@ya.ru
Россия, 117997, Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10

М. С. Баранов

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН; Российский национальный исследовательский медицинский университет имени Н.И. Пирогова

Email: noobissat@ya.ru
Россия, 117997, Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10; Россия, 117997, Москва, ул. Островитянова, 1

А. М. Богданов

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: noobissat@ya.ru
Россия, 117997, Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10

Список литературы

  1. Chudakov D.M., Matz M.V., Lukyanov S., Lukyanov K.A. // Physiol. Rev. 2010. V. 90. P. 1103–1163. https://doi.org/10.1152/physrev.00038.2009
  2. Lukyanov K.A. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2022. V. 633. P. 29–32. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2022.08.089
  3. Zimmer M. // Chem. Rev. 2002. V. 102. P. 759–781. https://doi.org/10.1021/cr010142r
  4. Maddalo S.L., Zimmer M. // Photochem. Photobiol. 2006. V. 82. P. 367–372. https://doi.org/10.1562/2005-04-11-RA-485
  5. Mukherjee S., Jimenez R. // J. Phys. Chem. B. 2022. V. 126. P. 735–750. https://doi.org/10.1021/acs.jpcb.1c05629
  6. Dong J., Solntsev K.M., Poizat O., Tolbert L.M. // J. Am. Chem. Soc. 2007. V. 129. P. 10084–10085. https://doi.org/10.1021/ja073622u
  7. Wu L., Burgess K. // J. Am. Chem. Soc. 2008. V. 130. P. 4089–4096. https://doi.org/10.1021/ja710388h
  8. Drobizhev M., Callis P.R., Nifosì R., Wicks G., Stoltzfus C., Barnett L., Hughes T.E., Sullivan P., Rebane A. // Sci. Rep. 2015. V. 5. P. 13223. https://doi.org/10.1038/srep13223
  9. Lin C.-Y., Romei M.G., Oltrogge L.M., Mathews I.I., Boxer S.G. // J. Am. Chem. Soc. 2019. V. 141. P. 15250–15265. https://doi.org/10.1021/jacs.9b07152
  10. Lin C.-Y., Boxer S.G. // J. Am. Chem. Soc. 2020. V. 142. P. 11032–11041. https://doi.org/10.1021/jacs.0c02796
  11. Bajar B.T., Wang E.S., Lam A.J., Kim B.B., Jacobs C.L., Howe E.S., Davidson M.W., Lin M.Z., Chu J. // Sci. Rep. 2016. V. 6. P. 20889. https://doi.org/10.1038/srep20889
  12. Duwé S., Dedecker P. // Curr. Opin. Biotechnol. 2019. V. 58. P. 183–191. https://doi.org/10.1016/j.copbio.2019.04.006
  13. Olsen S., Smith S.C. // J. Am. Chem. Soc. 2007. V. 129. P. 2054–2065. https://doi.org/10.1021/ja066430s
  14. Faraji S., Krylov A.I. // J. Phys. Chem. B. 2015. V. 119. P. 13052–13062. https://doi.org/10.1021/acs.jpcb.5b07724
  15. Park J.W., Rhee Y.M. // J. Am. Chem. Soc. 2016. V. 138. P. 13619–13629. https://doi.org/10.1021/jacs.6b06833
  16. Simine L., Lammert H., Sun L., Onuchic J.N., Rossky P.J. // J. Am. Chem. Soc. 2018. V. 140. P. 1203–1206. https://doi.org/10.1021/jacs.7b10851
  17. Goedhart J., von Stetten D., Noirclerc-Savoye M., Lelimousin M., Joosen L., Hink M.A., van Weeren L., Gadella T.W.J., Jr., Royant A. // Nat. Commun. 2012. V. 3. P. 751. https://doi.org/10.1038/ncomms1738
  18. Bourgeois D. // Int. J. Mol. Sci. 2017. V. 18. P. 1187. https://doi.org/10.3390/ijms18061187
  19. Prangsma J.C., Molenaar R., van Weeren L., Bindels D.S., Haarbosch L., Stouthamer J., Gadella T.W.J.J., Subramaniam V., Vos W.L., Blum C. // J. Phys. Chem. B. 2020. V. 124. P. 1383–1391. https://doi.org/10.1021/acs.jpcb.9b10396
  20. Manna P., Hung S.-T., Mukherjee S., Friis P., Simpson D.M., Lo M.N., Palmer A.E., Jimenez R. // Integr. Biol. (Camb.). 2018. V. 10. P. 516–526. https://doi.org/10.1039/c8ib00103k
  21. Mukherjee S., Manna P., Hung S.-T., Vietmeyer F., Friis P., Palmer A.E., Jimenez R. // J. Phys. Chem. B. 2022. V. 126. P. 4659–4668. https://doi.org/10.1021/acs.jpcb.2c01956
  22. Yan W., Zhang L., Xie D., Zeng J. // J. Phys. Chem. B. 2007. V. 111. P. 14055–14063. https://doi.org/10.1021/jp0756202
  23. Baranov M.S., Lukyanov K.A., Borissova A.O., Shamir J., Kosenkov D., Slipchenko L.V., Tolbert L.M., Yampolsky I.V., Solntsev K.M. // J. Am. Chem. Soc. 2012. V. 134. P. 6025–6032. https://doi.org/10.1021/ja3010144
  24. Mo G.C.H., Posner C., Rodriguez E.A., Sun T., Zhang J. // Nat. Commun. 2020. V. 11. P. 1848. https://doi.org/10.1038/s41467-020-15687-x
  25. Conyard J., Heisler I.A., Chan Y., Bulman Page P.C., Meech S.R., Blancafort L. // Chem. Sci. 2018. V. 9. P. 1803–1812. https://doi.org/10.1039/c7sc04091a
  26. Mamontova A.V., Solovyev I.D., Savitsky A.P., Shakhov A.M., Lukyanov K.A., Bogdanov A.M. // Sci. Rep. 2018. V. 8. P. 13224. https://doi.org/10.1038/s41598-018-31687-w
  27. Sen T., Mamontova A.V., Titelmayer A.V., Shakhov A.M., Astafiev A.A., Acharya A., Lukyanov K.A., Krylov A.I., Bogdanov A.M. // Int. J. Mol. Sci. 2019. V. 20. P. 5229. https://doi.org/10.3390/ijms20205229
  28. Mamontova A.V., Shakhov A.M., Lukyanov K.A., Bogdanov A.M. // Biomolecules. 2020. V. 10. P. 1547. https://doi.org/10.3390/biom10111547
  29. Bindels D.S., Haarbosch L., van Weeren L., Postma M., Wiese K.E., Mastop M., Aumonier S., Gotthard G., Royant A., Hink M.A., Gadella T.W.J., Jr. // Nat. Methods. 2017. V. 14. P. 53–56. https://doi.org/10.1038/nmeth.4074
  30. Bindels D.S., Postma M., Haarbosch L., van Weeren L., Gadella T.W.J., Jr. // Nat. Protoc. 2020. V. 15. P. 450–478. https://doi.org/10.1038/s41596-019-0250-7
  31. Mukherjee S., Hung S.-T., Douglas N., Manna P., Thomas C., Ekrem A., Palmer A.E., Jimenez R. // Biochemistry. 2020. V. 59. P. 3669–3682. https://doi.org/10.1021/acs.biochem.0c00484
  32. Heim R., Cubitt A.B., Tsien R.Y. // Nature. 1995. V. 373. P. 663–664. https://doi.org/10.1038/373663b0
  33. Ormö M., Cubitt A.B., Kallio K., Gross L.A., Tsien R.Y., Remington S.J. // Science. 1996. V. 273. P. 1392–1395. https://doi.org/10.1126/science.273.5280.1392
  34. Tomosugi W., Matsuda T., Tani T., Nemoto T., Kotera I., Saito K., Horikawa K., Nagai T. // Nat. Methods. 2009. V. 6. P. 351–353. https://doi.org/10.1038/nmeth.1317
  35. Baleeva N.S., Tsarkova A.S., Baranov M.S. // Tet. Lett. 2016. V. 57. P. 3043–3045. https://doi.org/10.1016/j.tetlet.2016.06.006
  36. Богданов А.М., Горбачев Д.А., Зайцева Э.Р., Смирнов А.Ю., Балеева Н.С. // Биоорг. химия. 2021. Т. 47. С. 413–416. [Bogdanov A.M., Gorbachev D.A., Zaitseva E.R., Smirnov A.Y., Baleeva N.S., Baranov M.S. // Russ. J. Bioorg. Chem. 2021. V. 47. P. 784–787.] https://doi.org/10.31857/S0132342321030040
  37. Borst J.W., Hink M.A., van Hoek A., Visser A.J.W.G. // J. Fluoresc. 2005. V. 15. P. 153–160. https://doi.org/10.1007/s10895-005-2523-5
  38. van Manen H.-J., Verkuijlen P., Wittendorp P., Subramaniam V., van den Berg T.K., Roos D., Otto C. // Biophys. J. 2008. V. 94. P. L67–L69. https://doi.org/10.1529/biophysj.107.127837
  39. Suhling K., Siegel J., Phillips D., French P.M.W., Lévêque-Fort S., Webb S.E.D., Davis D.M. // Biophys. J. 2002. V. 83. P. 3589–3595. https://doi.org/10.1016/S0006-3495(02)75359-9
  40. Strickler S.J., Berg R.A. // J. Chem. Phys. 1962. V. 37. P. 814–822. https://doi.org/10.1063/1.1733166
  41. Seifert M.H.J., Ksiazek D., Azim M.K., Smialowski P., Budisa N., Holak T.A. // J. Am. Chem. Soc. 2002. V. 124. P. 7932–7942. https://doi.org/10.1021/ja0257725
  42. Liu C.C., Schultz P.G. // Annu. Rev. Biochem. 2010. V. 79. P. 413–444. https://doi.org/10.1146/annurev.biochem.052308.105824
  43. Lambert T.J. // Nat. Methods. 2019. V. 16. P. 277–278. https://doi.org/10.1038/s41592-019-0352-8
  44. Lam A.J., St-Pierre F., Gong Y., Marshall J.D., Cranfill P.J., Baird M.A., McKeown M.R., Wiedenmann J., Davidson M.W., Schnitzer M.J., Tsien R.Y., Lin M.Z. // Nat. Methods. 2012. V. 9. P. 1005–1012. https://doi.org/10.1038/nmeth.2171
  45. Shaner N.C., Lambert G.G., Chammas A., Ni Y., Cranfill P.J., Baird M.A., Sell B.R., Allen J.R., Day R.N., Israelsson M., Davidson M.W., Wang J. // Nat. Methods. 2013. V. 10. P. 407–409. https://doi.org/10.1038/nmeth.2413
  46. Yandell M.A., King S.B., Neumark D.M. // J. Chem. Phys. 2014. V. 140. P. 184317. https://doi.org/10.1063/1.4875021
  47. Chattoraj M., King B.A., Bublitz G.U., Boxer S.G. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 8362–8367. https://doi.org/10.1073/pnas.93.16.8362
  48. Subach O.M., Gundorov I.S., Yoshimura M., Subach F.V., Zhang J., Grüenwald D., Souslova E.A., Chudakov D.M., Verkhusha V.V. // Chem. Biol. 2008. V. 15. P. 1116–1124. https://doi.org/10.1016/j.chembiol.2008.08.006
  49. Grigorenko B.L., Polyakov I.V., Savitsky A.P., Nemukhin A.V. // J. Phys. Chem B. 2013. V. 117. P. 7228–7234. https://doi.org/10.1021/jp402149q
  50. Yang L., Nian S., Zhang G., Sharman E., Miao H., Zhang X., Chen X., Luo Y., Jiang J. // Sci. Rep. 2019. V. 9. P. 11640. https://doi.org/10.1038/s41598-019-47660-0

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2.

Скачать (51KB)
Метаданные

© Н.С. Балеева, М.С. Баранов, А.М. Богданов, 2023

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах