Hematological and Genotoxic Indicators of the Freshwater Beam Abramis brama and Prussian Carp Carassius gibelio (Cyprinidae) in the Volga Delta

Cover Page

Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription Access

Abstract

The occurrence of erythrocytes with micronuclei and DNA damage was detected by the comet assay in freshwater bream, Abramis brama, of age 3–4, and prussian carp, Carassius gibelio, of age 4–5 from Volga delta in September 2021. The average frequency of erythrocytes with micronuclei in the studied fish es was within the normal range for cells formed during spontaneous mutagenesis (0.5–1.0‰). Further, 25% freshwater bream and 26.6% Prussian carp exceeded this limit. The genetic damage index (GDI), which reflects primary DNA damage, was 0.21 ± 0.03 and 0.26 ± 0.02 in freshwater bream and Prussian carp, respectively. Further, it correlated (r = 0.71, p < 0.05) in Prussian carp with the occurrence of erythrocytes with micronuclei. Hematological and biochemical parameters of the mentioned species were within typical limits for fishes residing in water bodies with a weak anthropogenic load. The results allow considering the existing conditions of the freshwater bream and Prussian carp in the Volga delta as quite favorable in relation to the genotoxic situation.

About the authors

A. V. Konkova

Astrakhan State University, Astrakhan, Russia

Email: avkonkova@yandex.ru
Россия, Астрахань

D. R. Faizulina

Astrakhan State University, Astrakhan, Russia

Email: avkonkova@yandex.ru
Россия, Астрахань

Yu. M. Shirina

Astrakhan State University, Astrakhan, Russia

Email: avkonkova@yandex.ru
Россия, Астрахань

I. A. Bogatov

Astrakhan State University, Astrakhan, Russia

Email: avkonkova@yandex.ru
Россия, Астрахань

S. S. Astafieva

Astrakhan State University, Astrakhan, Russia

Email: avkonkova@yandex.ru
Россия, Астрахань

K. A. Zhukova

Shenzhen MSU-BIT University, Shenzhen, China; Lomonosov Moscow State University, Moscow, Russia

Author for correspondence.
Email: avkonkova@yandex.ru
Китай, Шэньчжен; Россия, Москва

References

  1. Барабанов В.В. 2020. Оценка состояния пресноводной ихтиофауны Волго-Ахтубинской поймы на современном этапе (в 2018–2019 гг.) // Вестн. АГТУ. Сер. Рыб. хоз-во. № 2. С. 52–58. https://doi.org/10.24143/2073-5529-2020-2-52-58
  2. Бреховских В.Ф., Волкова З.В., Перекальский В.М. 2009. Современное состояние качества воды и донных отложений Нижней Волги: моделирование и оценка последствий экстремальных ситуаций // Матер. Всерос. науч. конф. “Водные проблемы крупных речных бассейнов и пути их решения”. Барнаул: Изд-во ИВЭП СО РАН. С. 242–251.
  3. Виноградов Г.Д. 2011. Физиолого-биохимическое состояние промысловой ихтиофауны в условиях диссеминации ксенобиотиков в бассейне р. Белая: Автореф. … дис. канд. биол. наук. М.: МСХА, 23 с.
  4. Герман А.В., Законнов В.В., Мамонтов А.А. 2010. Хлорорганические соединения в донных отложениях, бентосе и рыбе Волжского плеса Рыбинского водохранилища // Вод. ресурсы. Т. 37. № 1. С. 84–88.
  5. Ермилова Л.С. 2018. Биология и промысел серебряного карася (Carassius auratus Linnaeus, 1758) в Волго-Каспийском и Северо-Каспийском рыбохозяйственных подрайонах (Астраханская область) // Рыб. хоз-во. № 4. С. 64–66.
  6. Заботкина Е.А., Середняков В.Е. 2020. Сезонная динамика некоторых показателей крови переславской ряпушки (Coregonus albula) // Тр. ИБВВ РАН. № 90 (93). С. 91–97. https://doi.org/10.24411/0320-3557-2020-10014
  7. Заботкина Е.А., Лапирова Т.Б., Флерова Е.А. и др. 2017. Влияние экологической изоляции на иммунофизиологические показатели леща Abramis brama на примере озера Чашницкое и Рыбинского водохранилища // Вопр. рыболовства. Т. 18. № 1. С. 77–84.
  8. Израэль Ю.А. 2009. Проблемы антропогенной экологии. Научные аспекты экологических проблем России. Т. 1. М.: Наука, 221 с.
  9. Ильинских Н.Н., Ксенц А.С., Ильинских Е.Н. и др. 2011. Микроядерный анализ в оценке цитогенетической нестабильности. Томск: Изд-во ТГПУ, 234 с.
  10. Камшилова Т.Б., Микряков В.Р., Микряков Д.В. 2013. Влияние аналога кортизола и транспортного стресса на частоту встречаемости микроядер в эритроцитах периферической крови стерляди Acipenser ruthenus L. // Биология внутр. вод. № 2. С. 94–96.
  11. Карыгина Н.В., Попова Э.С., Львова О.А. и др. 2020. О нефтяном и пестицидном загрязнении низовьев Волги и северной части Каспийского моря // Матер. Междунар. науч.-практ. конф. “Экология и природопользование”. Магас: ООО “КЕП”. С. 250–257.
  12. Кравченко Е.В. 2012а. Сравнительная характеристика питания взрослого леща в западной и восточных частях Северного Каспия // Рыб. хоз-во. № 4. С. 45–46.
  13. Кравченко Е.В. 2012б. Характеристика питания леща (Abramis brama) и карася (Cyprinus carpio) в разных районах дельты Волги // Рыбохозяйственные исследования в низовьях реки Волги и Каспийском море. Астрахань: Изд-во КаспНИРХ. С. 107–113.
  14. Крысанов Е.Ю., Орджоникидзе К.Г., Симановский С.А. 2018. Цитогенетические индикаторы при оценке состояния окружающей среды // Онтогенез. Т. 49. № 1. С. 41–46. https://doi.org/10.7868/S0475145018010056
  15. Курамшина Н.Г., Нуртдинова Э.Э., Матвеева А.Ю. 2015. Эколого-физиологическое состояние ихтиофауны малых рек Южного Урала // Вестн. ОмГАУ. № 3 (19). С. 20–24.
  16. Левашина Н.В., Иванов В.П. 2018. Плодовитость леща (Abramis brama Linnaeus, 1758) дельты Волги // Вестн. АГТУ. Сер. Рыб. хоз-во. № 2. С. 49–61. https://doi.org/10.24143/2073-5529-2018-2-49-61
  17. Машкова К.А., Шарамок Т.С. 2020. Деякі цитометричні та біохімічні показники крові карася сріблястого (Carassius gibelio Bloch, 1782) р. Самара Дніпропетровської області // Рибогоспод. наука Укр. № 3 (53). С. 109–124. https://doi.org/10.15407/fsu2020.03.109
  18. Методические указания по проведению гематологического обследования рыб. 1999 // Сборник инструкций по борьбе с болезнями рыб. Ч. 2. М.: Отд. маркет. АМБ-агро. С. 69–97.
  19. Микряков Д.В., Ревякин А.О., Пронина Г.И. и др. 2020. Биохимические показатели сыворотки крови краснухоустойчивой породы карпа в конце нагульного периода // Тр. ИБВВ РАН. № 92 (95). С. 113–119. https://doi.org/10.47021/0320-3557-2021-113-119
  20. Немова Н.Н., Высоцкая Р.У. 2004. Биохимическая индикация рыб. М.: Наука, 215 с.
  21. Оганесян Г.Г., Симонян А.Э., Габриелян Б.К. и др. 2012. Оценка повреждений ДНК эритроцитов рыб из разных водоемов Армении методом ДНК-комет // Биол. журн. Армении. № 4 (64). С. 64–70.
  22. Орджоникидзе К.Г., Демидова Т.Б., Крысанов Е.Ю. 2014. Способы оценки цитогенетического гомеостаза в природных популяциях животных на разных этапах онтогенеза // Онтогенез. Т. 45. № 3. С. 170–179. https://doi.org/10.7868/S0475145014030033
  23. Петреченкова В.Г., Радованова И.Г. 2020. Загрязнение устьевой области р. Волги // Вод. ресурсы. Т. 47. № 2. С. 208–217. https://doi.org/10.31857/S0321059620020121
  24. Плисецкая Э.М. 1975. Гормональная регуляция углеводного обмена у низших позвоночных. Л.: Наука, 215 с.
  25. Пронина Г.И., Корягина Н.Ю. 2015. Референсные значения физиолого-иммунологических показателей гидробионтов разных видов // Вестн. АГТУ. Сер. Рыб. хоз-во. № 4. С. 103–108.
  26. Basu A. 2018. DNA damage, mutagenesis and cancer // Int. J. Mol. Sci. V. 19. № 4. Article 970. https://doi.org/10.3390/ijms19040970
  27. Bombail V., Aw D., Gordon E., Batty J. 2001. Application of the comet and micronucleus assays to butterfish (Pholis gunnellus) erythrocytes from the Firth of Forth, Scotland // Chemosphere. V. 44. № 3. P. 383–392. https://doi.org/10.1016/s0045-6535(00)00300-3
  28. Çavaş T., Serpil K. 2007. Detection of cytogenetic and DNA damage in peripheral erythrocytes of goldfish (Carassius auratus) exposed to a glyphosate formulation using the micronucleus test and the comet assay // Mutagenesis. V. 22. № 4. P. 263–268. https://doi.org/10.1093/mutage/gem012
  29. Chakarov S., Petkova R., Russev G.Ch., Zhelev N. 2014. DNA damage and mutation. Types of DNA damage // Biodiscovery. V. 11. Article e8957. https://doi.org/10.7750/BioDiscovery.2014.11.1
  30. Collins A.R., Ma A.G., Duthie S.J. 1995. The kinetics of repair of oxidative DNA damage (strand breaks and oxidised pyrimidines) in human cells // Mutat. Res. DNA Repair. V. 336. № 1. P. 69–77. https://doi.org/10.1016/0921-8777(94)00043-6
  31. Gornall A.G., Bardawill C.J., David M.M. 1949. Determination of serum proteins by means of the biuret reaction // J. Biol. Chem. V. 177. № 2. P. 751–766. https://doi.org/10.1016/S0021-9258(18)57021-6
  32. Hoofman R.N., Raat W.K. 1982. Induction of nuclear anomalies (micronuclei) in the peripheral blood erythrocytes of the eastern mud minnow Umbra pigmaea by ethyl methanesulphonate // Mutat. Res. Lett. V. 104. № 1–3. P. 147–152. https://doi.org/10.1016/0165-7992(82)90136-1
  33. Hussain B., Sultana T., Sultana S. et al. 2018. Comet and micronucleus assay in fish erythrocytes as in situ biomarker of freshwater pollution // Saudi J. Biol. Sci. V. 25. № 2. P. 393–398. https://doi.org/10.1016/j.sjbs.2017.11.048
  34. Jha A.N. 2008. Ecotoxicological application and significance of the comet assay // Mutagenesis. V. 23. № 3. P. 207–221. https://doi.org/10.1093/mutage/gen014
  35. John P.J. 2007. Alteration of certain blood parameters of freshwater teleost Mystus vittatus after chronic exposure to Metasystox and Sevin // Fish Physiol. Biochem. V. 33. № 1. P. 15–20. https://doi.org/10.1007/s10695-006-9112-7
  36. Kostić J, Kolarević S, Kračun-Kolarević M. et al. 2016. Genotoxicity assessment of the Danube River using tissues of freshwater bream (Abramis brama) // Environ. Sci. Pollut. Res. V. 23. № 20. P. 20783–20795. https://doi.org/10.1007/s11356-016-7213-0
  37. Kurchenko V., Sharamok T. 2020. Hematological indices of the Prussian carp (Carassius gibelio (Bloch, 1782)) from the Zaporizhian (Dnipro) reservoir // Turk. J. Fish. Aquat. Sci. V. 20. № 11. P. 807–812. https://doi.org/10.4194/1303-2712-v20_11_04
  38. Lecklin T., Nikinmaa M. 1998. Erythropoiesis in Arctic charr is not stimulated by anaemia // J. Fish Biol. V. 53. № 6. P. 1169–1177. https://doi.org/10.1111/j.1095-8649.1998.tb00240.x
  39. Obiakor M.O., Tighe M., Pereg L. et al. 2021. A pilot in vivo evaluation of Sb(III) and Sb(V) genotoxicity using comet assay and micronucleus test on the freshwater fish, silver perch Bidyanus bidyanus (Mitchell, 1838) // Environ. Adv. V. 5. Article 100109. https://doi.org/10.1016/j.envadv.2021.100109
  40. Olive P., Banáth J. 2006. The comet assay: a method to measure DNA damage in individual cells // Nat. Protoc. V. 1. № 1. P. 23–29. https://doi.org/10.1038/nprot.2006.5
  41. Pankhurst N.W. 2011. The endocrinology of stress in fish: An environmental perspective // Gen. Comp. Endocrinol. V. 170. № 2. P. 265–275.https://doi.org/10.1016/j.ygcen.2010.07.017
  42. Pawar D.H. 2012. River water pollution, an environmental crisis a case study of Panchaganga river of Kolhapur city // Int. J. Ecol. Dev. Sum. V. 9. № 1. P. 131–133.
  43. Rahmati F., Falahatkar B., Khara H. 2019. Effects of various feeding and starvation strategies on growth, hematological and biochemical parameters, and body composition of Caspian brown trout (Salmo caspius Kessler 1877) parr // Iran. J. Fish. Sci. V. 18. № 3. P. 418–427. https://doi.org/10.22092/ijfs.2019.118343
  44. Rydberg B, Johanson K.J. 1978. Estimation of DNA strand breaks in single mammalian cells // DNA Repair Mechanisms. N.Y.: Acad. Press. P. 465–468. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-322650-1.50090-4
  45. Schmidt W. 1975. The micronucleus test // Mutat. Res. Environ. Mutagen. Relat. Subj. V. 31. № 1. P. 9–15. https://doi.org/10.1016/0165-1161(75)90058-8
  46. Šimková A., Vojtek L., Halačka K. et al. 2015. The effect of hybridization on fish physiology, immunity and blood biochemistry: A case study in hybridizing Cyprinus carpio and Carassius gibelio (Cyprinidae) // Aquaculture. V. 435. P. 381–389. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2014.10.021
  47. Simonyan A., Gabrielyan B., Minasyan S. et al. 2016. Genotoxicity of water contaminants from the basin of Lake Sevan, Armenia evaluated by the comet assay in Gibel carp (Carassius auratus gibelio) and Tradescantia bioassays // Bull. Environ. Contam. Toxicol. V. 96. № 3. P. 309–313. https://doi.org/10.1007/s00128-015-1720-4
  48. Singh N.P., McCoy M.T., Tice R.R., Schneider E.L. 1988. A simple technique for quantitation of low levels of DNA damage in individual cells // Exp. Cell Res. V. 175. № 1. P. 184–191. https://doi.org/10.1016/0014-4827(88)90265-0
  49. Struwe M., Greulich K.O., Suter W., Plappert-Helbig U. 2007. The photo comet assay-A fast screening assay for the determination of photogenotoxicity in vitro // Mutat. Res. Genet. Toxicol. Environ. Mutagen. V. 632. № 1–2. P. 44–57. https://doi.org/10.1016/j.mrgentox.2007.04.014
  50. Trinder P. 1969a. Determination of glucose in blood using glucose oxidase with an alternative oxygen acceptor // Ann. Clin. Biochem. V. 6. № 1. P. 24–27. https://doi.org/10.1177/000456326900600108
  51. Trinder P. 1969b. A simple turbidimetric method for the determination of serum cholesterol // Ibid. V. 6. № 5. P. 165–166. https://doi.org/10.1177/000456326900600505
  52. Tsangaris C., Vergolyas M., Fountoulaki E., Goncharuk V.V. 2011. Genotoxicity and oxidative stress biomarkers in Carassius gibelio as endpoints for toxicity testing of Ukrainian polluted river waters // Ecotoxicol. Environ. Saf. V. 74. № 8. P. 2240–2244. https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2011.08.010
  53. Vijg J. 2021. From DNA damage to mutations: all roads lead to aging // Ageing Res. Rev. V. 68. Article 101316. https://doi.org/10.1016/j.arr.2021.101316
  54. Villella I.V., de Oliveira I.M., da Silva J., Henriques J.A.P. 2006. DNA damage and repair in haemolymph cells of golden mussel (Limnoperna fortunei) exposed to environmental contaminants // Mutat. Res. Genet. Toxicol. Environ. Mutagen. V. 605. № 1–2. P. 78–86. https://doi.org/10.1016/j.mrgentox.2006.02.006
  55. Wagner T., Congleton J.L. 2004. Blood chemistry correlates of nutritional condition, tissue damage, and stress in migrating juvenile chinook salmon (Oncorhynchus tshawytscha) // Can. J. Fish. Aquat. Sci. V. 61. № 7. P. 1066–1074. https://doi.org/10.1139/f04-050
  56. Wang J. 2001. DNA damage and apoptosis // Cell Death Differ. V. 8. № 11. P. 1047–1048. https://doi.org/10.1038/sj.cdd.4400938
  57. Witeska M., Kondera E., Ługowska K., Bojarski B. 2022. Hematological methods in fish – Not only for beginners // Aquaculture. V. 547. Article 737498. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2021.737498
  58. Zhelev Z., Mollova D., Boyadziev P. 2016. Morphological and hematological parameters of Carassius gibelio (Pisces: Cyprinidae) in conditions of anthropogenic pollution in Southern Bulgaria. Use of hematological parameters as biomarkers // Trakia J. Sci. V. 14. № 1. P. 1–15. https://doi.org/10.15547/tjs.2016.01.001

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2.

Download (1MB)
Indexing metadata
3.

Download (1MB)
Indexing metadata
4.

Download (868KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2023 А.В. Конькова, Д.Р. Файзулина, Ю.М. Ширина, И.А. Богатов, С.С. Астафьева, К.А. Жукова

This website uses cookies

You consent to our cookies if you continue to use our website.

About Cookies