Остеогенная дифференцировка остеобластов человека in vitro ассоциирована со слабым изменением их протеомного профиля

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Заживление переломов представляет собой сложный процесс, при котором основными источниками клеток-предшественников остеобластов становятся надкостница и эндост. Однако клеточные механизмы и сигнальные каскады, лежащие в основе начальных стадий дифференцировки предшественников остеобластов во взрослой кости, до сих пор недостаточно изучены. Поэтому мы провели протеомный анализ первичной культуры изолированных остеобластов человека из бедренной кости взрослых доноров в недифференцированных условиях и на пятый день остеогенной дифференцировки in vitro. Это ранняя временная точка, при которой ещe не наблюдается минерализация внеклеточного матрикса. В протеомный анализ были включены 1612 белков, идентифицированных как минимум по двум пептидами. Данные доступны через ProteomeXchange с идентификатором PXD033697. Несмотря на то, что минерализация матрикса начинается только после индукции остеогенной дифференцировки, мы выявили неожиданно слабый физиологический сдвиг, связанный со снижением пролиферативной активности клеток и изменением белков, участвующих в секреции и организации внеклеточного матрикса. Мы показали, что при культивировании в стандартных условиях в остеобластах выявляются маркеры поздних стадий остеогенной дифференцировки, в том числе BMP-2/4, остеокальцин, остеопонтин и RUNX2. Следовательно, дальнейшая дифференцировка, необходимая для минерализации матрикса, требует минимальных физиологических изменений.

Об авторах

И. А. Хворова

Лаборатория регенеративной биомедицины, Институт цитологии Российской академии наук

Email: lobov@incras.ru
Россия, 194064, Санкт-Петербург

А. Б. Малашичева

Лаборатория регенеративной биомедицины, Институт цитологии Российской академии наук

Email: lobov@incras.ru
Россия, 194064, Санкт-Петербург

В. В. Карелкин

Национальный медицинский исследовательский центр травматологии и ортопедии им. Р.Р. Вредена

Email: lobov@incras.ru
Россия, 195427, Санкт-Петербург

А. П. Середа

Национальный медицинский исследовательский центр травматологии и ортопедии им. Р.Р. Вредена

Email: lobov@incras.ru
Россия, 195427, Санкт-Петербург

С. А. Божкова

Национальный медицинский исследовательский центр травматологии и ортопедии им. Р.Р. Вредена

Email: lobov@incras.ru
Россия, 195427, Санкт-Петербург

Р. М. Тихилов

Национальный медицинский исследовательский центр травматологии и ортопедии им. Р.Р. Вредена

Email: lobov@incras.ru
Россия, 195427, Санкт-Петербург

Е. С. Громова

Лаборатория регенеративной биомедицины, Институт цитологии Российской академии наук

Email: lobov@incras.ru
Россия, 194064, Санкт-Петербург

Е. А. Фефилова

Лаборатория регенеративной биомедицины, Институт цитологии Российской академии наук

Email: lobov@incras.ru
Россия, 194064, Санкт-Петербург

Б. Р. Зайнуллина

Ресурсный центр “Развитие молекулярных и клеточных технологий” Научного парка СПбГУ

Email: lobov@incras.ru
Россия, 199034, Санкт-Петербург

Д. А. Костина

Лаборатория регенеративной биомедицины, Институт цитологии Российской академии наук

Email: lobov@incras.ru
Россия, 194064, Санкт-Петербург

А. А. Лобов

Лаборатория регенеративной биомедицины, Институт цитологии Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: lobov@incras.ru
Россия, 194064, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Bahney C., Zondervan R., Allison P., Theologis A., Ashley J., Ahn J., Miclau T., Marcucio R., Hankenson K. 2019. Cellular biology of fracture healing. J. Orthop. Res. V. 37. P. 35. https://doi.org/10.1002/jor.24170
  2. Blighe K., Sharmila R., Myles L. 2022. EnhancedVcano: publication-ready Vcano plots with enhanced colouring and labeling. https://bioconductor.org/packages/devel/bioc/vignettes/EnhancedVcano/inst/doc/EnhancedVcano.html
  3. Bragdon B., Bahney C. 2018. Origin of reparative stem cells in fracture healing, Curr. Osteoporos. Rep. V. 16. P. 490. https://doi.org/10.1007/s11914-018-0458-4
  4. Cleland T., Vashishth D. 2015. Bone protein extraction without demineralization utilizing principles from hydroxyapatite chromatography. Anal. Biochem. V. 472. P. 62. https://doi.org/10.1016/j.ab.2014.12.006
  5. Cleland T., Voegele K., Schweitzer M. 2012. Empirical evaluation of bone extraction protocols. PLoS One. V. 7. P. e31443. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0031443
  6. Florencio-Silva R., Sasso G., Sasso-Cerri E., Simões M., Cerri P. 2015. Biology of bone tissue: structure, function, and factors that influence bone cells. Biomed. Res. Int. V. 2015. P. e421746. https://doi.org/10.1155/2015/421746
  7. Hastie T., Tibshirani R., Narasimhan B., Chu G. 2022. Impute: imputation for microarray data. Bioconductor version: Release (3.14). https://www.bioconductor.org/packages/release/bioc/html/impute.html
  8. Jiang X., Ye M., Jiang X., Liu G., Feng S., Cui L., Zou H. 2007. Method development of efficient protein extraction in bone tissue for proteome analysis. J. Proteome Res. V. 6. P. 2287. https://doi.org/10.1021/pr070056t
  9. Lobov A., Malashicheva A. 2022. Osteogenic differentiation: a universal cell program of heterogeneous mesenchymal cells or a similar extracellular matrix mineralizing phenotype? Bio. Comm. V. 67. P. 32. https://doi.org/10.21638/spbu03.2022.104
  10. Matthews B., Novak S., Sbrana F., Funnell J., Cao Y., Buckels E., Grcevic D., Kalajzic I. 2021. Heterogeneity of murine periosteum progenitors inVved in fracture healing. Elife. V. 10. P. e58534. https://doi.org/10.7554/eLife.58534
  11. Perez-Riverol Y., Bai J.; Bandla C., García-Seisdedos D., Hewapathirana S., Kamatchinathan S., Kundu D.J., Prakash A., Frericks-Zipper A., Eisenacher M., Walzer M., Wang S., Brazma A., Vizcaíno J.A. 2022. The PRIDE database resources in 2022: A hub for mass spectrometry-based proteomics evidences. Nucleic Acids Res. V. 50. D543–D552. https://doi.org/10.1093/nar/gkab1038
  12. Pitkänen S. 2020. In vitro and in vivo osteogenesis and vasculogenesis in synthetic bone grafts. Doctoral dissertation: Tampere University.
  13. Raouf A., Ganss B., McMahon C., Vary C., Roughley P., Seth A. 2002. Lumican is a major proteoglycan component of the bone matrix. Matrix Biol. V. 21. P 361. https://doi.org/10.1016/s0945-053x(02)00027-6
  14. Ritchie M.E., Phipson B., Wu D., Hu Y., Law C.W., Shi W., Smyth G.K. 2015. Limma powers differential expression analyses for RNA-sequencing and microarray studies. Nucleic Acids Res. V. 43. P. e47. https://doi.org/10.1093/nar/gkv007
  15. Rohart F., Gautier B., Singh A., Cao K. 2017. mixOmics: an R package for ‘omics’ feature selection and multiple data integration. PLoS Comput. Biol. V. 13. P. e1005752. https://doi.org/10.1371/journal.pcbi.1005752
  16. Rutkovskiy A., Stensløkken K., Vaage I. 2016. Osteoblast differentiation at a glance. Med. Sci. Monit. Basic Res. V. 22. P. 95. https://doi.org/10.12659/MSMBR.901142
  17. Wickham H. 2016. ggplot2. Cham: Springer Int. Publishing.
  18. Yan L. 2021. ggvenn: Draw Venn Diagram by “ggplot2”. https://cran.r-project.org/web/packages/ggvenn/

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
2.

3.

Скачать (342KB)

© И.А. Хворова, Д.А. Костина, Б.Р. Зайнуллина, Е.А. Фефилова, Е.С. Громова, Р.М. Тихилов, С.А. Божкова, А.П. Середа, В.В. Карелкин, А.Б. Малашичева, А.А. Лобов, 2023

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах