Rhizosphere Effect and Bacterial Community Structure in Horizons of Podzolic Soil under Spruce Plants ( Picea abies  L.)

I. V. Yevdokimov; Евдокимов И. В.; M. V. Semenov; Семенов М. В.; S. S. Bykhovets; Быховец С. С.

doi:10.31857/S0032180X22700010

Ризосферный эффект и структура бактериального сообщества в горизонтах подзолистой почвы под растениями ели обыкновенной (Picea abies L.)

Авторы: Евдокимов И.В.¹, Семенов М.В.², Быховец С.С.¹
Учреждения:
1. Институт физико-химических и биологических проблем почвоведения РАН
2. Почвенный институт им. В.В. Докучаева
Выпуск: № 1 (2023)
Страницы: 35-45
Раздел: БИОЛОГИЯ ПОЧВ
URL: https://journals.rcsi.science/0032-180X/article/view/137823
DOI: https://doi.org/10.31857/S0032180X22700010
EDN: https://elibrary.ru/JKRNSZ
ID: 137823

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ
Доступ закрыт

Доступ предоставлен
Доступ закрыт

Только для подписчиков

Аннотация
Об авторах
Список литературы
Дополнительные файлы
Статистика

Аннотация

На экспериментальных площадках Центрального лесного государственного заповедника (Тверская область, Россия) исследовали взаимосвязь между величинами ризосферного фактора R_f для ряда индикаторов биологической активности в почве, принадлежностью ризосферы ели (Picea abies L.) к почвенному горизонту и структурой микробного сообщества ризосферы ели и внекорневой почвы. Объектами исследования стали гумусовый AEL (3–15 см) и элювиальный EL (15–46 см) горизонты подзолистой почвы (Retisol) под ельником. Наиболее выраженный ризосферный эффект (R_f > 1.6) был выявлен для углерода микробной биомассы, дыхания почвенных микроорганизмов и скорости оборачиваемости почвенного органического вещества (ПОВ). Величина R_f для скорости оборачиваемости ПОВ в гумусовом горизонте AEL оказалась примерно равной 1.5, в то время как в горизонте EL она достигала 6. В ризосфере было выявлено значительно большее микробное разнообразие, с высоким вкладом как грамположительных, так и грамотрицательных бактерий, включая представителей Acidobacteria, Alphaproteobacteria, Betaproteobacteria, Gammaproteobacteria, Solibacteres и Spartobacteria. В неризосферной почве доминировали грамположительные порядки Bacillales и Clostridiales с общим вкладом более чем 80 и 50% для горизонтов AEL и EL соответственно. Судя по количеству показателей микробной активности с высокими величинами R_f (3 для нижнего почвенного горизонта EL и только 1 – для верхнего гумусового горизонта AEL), ризосферу нижнего горизонта можно считать более ярко выраженной “горячей точкой” (“hot spot”) биологической активности, чем ризосферу верхнего горизонта.

Ключевые слова

микробная биомасса, кинетические константы дыхания, биоразнообразие, структура почвенного микробного сообщества

Список литературы

Бабьева И.П., Зенова Г.М. Биология почв. М.: Изд-во Моск. ун-та, 1989. 336 с.
Благодатская Е.В., Семенов М.В., Якушев А.В. Активность и биомасса почвенных микроорганизмов в изменяющихся условиях окружающей среды. М.: Товарищество научных изданий КМК, 2016. 243 с.
Евдокимов И.В. Динамика ризосферного эффекта в почве // Почвоведение. 2013. № 6. С. 715–724.
Евдокимов И.В., Юсупов И.А., Ларионова А.А., Быховец С.С., Глаголев М.В., Шавнин С.А. Тепловое воздействие факела попутного газа на биологическую активность почвы // Почвоведение. 2017. № 12. С. 1485–1493.
Семенов М.В., Манучарова Н.А., Краснов Г.С., Никитин Д.А., Степанов А.Л. Биомасса и таксономическая структура микробных сообществ в почвах правобережья р. Оки // Почвоведение. 2019. № 8. С. 974–985.
Семенов М.В., Манучарова Н.А., Степанов А.Л. Распределение метаболически активных представителей прокариот (архей и бактерий) по профилям чернозема и бурой полупустынной почвы // Почвоведение. 2016. № 2. С. 239–248.
Семенов М.В., Никитин Д.А., Степанов А.Л., Семенов В.М. Структура бактериальных и грибных сообществ ризосферного и внекорневого локусов серой лесной почвы // Почвоведение. 2019. № 3. С. 355–369.
Соколова Т.А., Толпешта И.И., Лысак Л.В., Завгородняя Ю.А., Чалова Т.С., Карпухин М.М., Изосимова Ю.Г. Биологические характеристики и содержание подвижных соединений Fe, Al и Si в ризосфере ели в подзолистой почве // Почвоведение. 2018. № 11. С. 1330–1339.
Anderson J.P.E., Domsch K.H. A physiological method for the quantitative measurement of microbial biomass in soils // Soil Biology & Biochemistry. 1978. V. 10. P. 215–221.
Angst G., Messinger J., Greiner M., Häusler W., Hertel D., Kirfel K., Kögel-Knabner I., Leuschner C., Rethemeyer J.C.W. Soil organic carbon stocks in topsoil and subsoil controlled by parent material, carbon input in the rhizosphere, and microbial-derived compounds // Soil Biology & Biochemistry. 2018. V. 122. P. 19–30.
Bhattacharyya P.N., Jha D.K. Plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR): emergence in agriculture // World J. Microbiology Biotechnology. 2012. V. 28. P. 1327–1350.
Blagodatsky S.A., Heinemeyer O., Richter J. Estimating the active and total soil microbial biomass by kinetic respiration analysis // Biology and Fertility of Soils. 2000. V. 32. P. 73–81.
Brinton W.F. Phospholipid fatty acid (PLFA) analysis: a robust indicator for soil health? // Agricultural Research & Technology: Open Access J. 2020. V. 24. P. 00018–00020.
Brookes P.C., Landman A., Pruden G., Jenkinson D.S. Chloroform fumigation andrelease of soil nitrogen: a rapid direct extraction method to measure microbial biomass nitrogen in soil // Soil Biology & Biochemistry. 1985. V. 17. P. 837–843.
Caporaso J.G., Kuczynski J., Stombaugh J., Bittinger K., Bushman F.D., Costello E.K., Fierer N., Peña A.G., Goodrich J.K., Gordon J.I., Huttley G.A. QIIME allows analysis of high-throughput community sequencing data // Nature Methods. 2010. V. 7. P. 335–336.
Chen Y.M., Wang M.K., Zhuang S.Y., Chiang P.N. Chemical and physical properties of rhizosphere and bulk soils of three tea plants cultivated in Ultisols // Geoderma. 2006. V. 136. P. 378–387.
Colin Y., Nicolitch O., Van Nostrand J.D., Zhou J.Z., Turpault M.P., Uroz S. Taxonomic and functional shifts in the beech rhizosphere microbiome across a natural soil toposequence // Scientific Reports. 2017. V. 7. P. 1–17.
Fierer N., Schimel J.P., Holden P.A. Variations in microbial community composition through two soil depth profiles // Soil Biology & Biochemistry. 2003. V. 35. P. 167–176.
Hartmann A., Rothballer M., Schmid M. Lorenz Hiltner, a pioneer in rhizosphere microbial ecology and soil bacteriology research // Plant and Soil. 2008. V. 312. P. 7–14.
Klindworth A., Pruesse E., Schweer T., Peplies J., Quast C., Horn M., Glöckner F.O. Evaluation of general 16S ribosomal RNA gene PCR primers for classical and next-generation sequencing-based diversity studies // Nucleic Acids Research. 2013. V. 41.
Kuzyakov Y., Blagodatskaya E. Microbial hotspots and hot moments in soil: Concept & review // Soil Biology & Biochemistry. 2015. V. 83. P. 184–199.
Kuzyakov Y., Razavi B.S. Rhizosphere size and shape: temporal dynamics and spatial stationarity // Soil Biology & Biochemistry. 2019. V. 135. P. 343–360.
Li H., Yang S., Semenov M.V., Yao F., Ye J., Bu R., Ma R., Lin J., Kurganova I., Wang X., Deng Y., Kravchenko I., Jiang Y., Kuzyakov Y. Temperature sensitivity of SOM decomposition is linked with a K-selected microbial community. Global Change Biology. 2021. V. 27. P. 2763–2779.
Li J., Zhou M., Alaei S., Bengtson P. Rhizosphere priming effects differ between Norway spruce (Picea abies) and Scots pine seedlings cultivated under two levels of light intensity // Soil Biology and Biochemistry. 2020. V. 145. P. 107788.
Malik A.A., Martiny J.B., Brodie E.L., Martiny A.C., Treseder K.K., Allison S.D. Defining trait-based microbial strategies with consequences for soil carbon cycling under climate change // ISME J. 2020. V. 14. P. 1–9.
Peixoto L., Elsgaard L., Rasmussen J., Kuzyakov Y., Banfield C.C., Dippold M.A., Olesen J.E. Decreased rhizodeposition, but increased microbial carbon stabilization with soil depth down to 3.6 m // Soil Biology & Biochemistry. 2020. V. 150. P. 108008.
Philippot L., Raaijmakers J.M., Lemanceau P., Van Der Putten W.H. Going back to the roots: the microbial ecology of the rhizosphere // Nature Reviews Microbiology. 2013. V. 11. P. 789–799.
Raynaud X. Soil properties are key determinants for the development of exudate gradients in a rhizosphere simulation model // Soil Biology & Biochemistry. 2010. V. 42. P. 210–219.
Semenov M.V., Chernov T.I., Tkhakakhova A.K., Zhelezova A.D., Ivanova E.A., Kolganova T.V., Kutovaya O.V. Distribution of prokaryotic communities throughout the Chernozem profiles under different land uses for over a century // Applied Soil Ecology. 2018. V. 127. P. 8–18.
Semenov M.V., Krasnov G.S., Semenov V.M., van Bruggen A.H. Long-term fertilization rather than plant species shapes rhizosphere and bulk soil prokaryotic communities in agroecosystems // Applied Soil Ecology. 2020. V. 154. P. 103641.
Semenov M.V., Krasnov G.S., Semenov V.M., van Bruggen A.H. Mineral and Organic Fertilizers Distinctly Affect Fungal Communities in the Crop Rhizosphere // J. Fungi. 2022. V. 8. P. 251.
Uroz S., Oger P., Tisserand E., Cébron A., Turpault M.P., Buée M., De Boer W., Leveau J.H.J., Frey-Klett P. Specific impacts of beech and Norway spruce on the structure and diversity of the rhizosphere and soil microbial communities // Scientific Reports. 2016. V. 6. P. 1–11.
Vance E.D., Brookes P.C., Jenkinson D.S. An extraction method for measuring soil microbial biomass C // Soil Biology & Biochemistry. 1987. V. 19. P. 703–707.
Yang S., Wu X., Wang Z., Semenov M.V., Ye J., Yin L., Wang X., Kravchenko I., Semenov V., Kuzyakov Y., Jiang Y., Li H. Temperature sensitivity of SOM decomposition is linked with a K-selected microbial community // Soil Biology & Biochemistry. 2022. V. 172. P. 108758.
Yevdokimov I.V., Ruser R., Buegger F., Marx M., Munch J.C. Microbial immobilisation of 13C rhizodeposits in rhizosphere and root-free soil under continuous 13C labelling of oats // Soil Biology & Biochemistry. 2006. V. 38. P. 1202–1211.