Factors Affecting the Stability of the Trimer of 2'-deoxyuridine-5'-triphosphate Nucleotide Hydrolase from  Escherichia coli

A. V. Yudkina; Юдкина А. В.; E. A. Kovalenko; Коваленко Е. А.; A. V. Endutkin; Ендуткин А. В.; E. P. Panferova; Панфёрова Е. П.; A. A. Kirilenko; Кириленко А. А.; A. A. Kokhanenko; Коханенко А. А.; D. O. Zharkov; Жарков Д. О.

doi:10.31857/S0026898423020246

Факторы, влияющие на стабильность тримерной формы 2'-дезоксиуридин-5'-трифосфатнуклеотидгидролазы Escherichia coli

Авторы: Юдкина А.В.¹^,2, Коваленко Е.А.³, Ендуткин А.В.¹, Панфёрова Е.П.¹, Кириленко А.А.³, Коханенко А.А.³, Жарков Д.О.¹^,2
Учреждения:
1. Институт химической биологии и фундаментальной медицины Сибирского отделения Российской академии наук
2. Новосибирский государственный университет
3. Томский государственный университет
Выпуск: Том 57, № 2 (2023)
Страницы: 330-339
Раздел: СТРУКТУРНО-ФУНКЦИОНАЛЬНЫЙ АНАЛИЗ БИОПОЛИМЕРОВ И ИХ КОМПЛЕКСОВ
URL: https://journals.rcsi.science/0026-8984/article/view/138655
DOI: https://doi.org/10.31857/S0026898423020246
EDN: https://elibrary.ru/EEJRNT
ID: 138655

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ
Доступ закрыт

Доступ предоставлен
Доступ закрыт

Только для подписчиков

Аннотация
Об авторах
Список литературы
Дополнительные файлы
Статистика

Аннотация

Фермент 2'-дезоксиуридин-5′-трифосфатнуклеотидгидролаза (Dut), гидролизующий dUTP до dUMP и пирофосфата, предотвращает ошибочное включение dUMP в ДНК из метаболического пула dUTP и рассматривается как перспективная фармакологическая мишень для антиметаболитной терапии. Активный фермент Dut представляет собой тример, связывающий субстрат в межсубъединичной области. С использованием высокоскоростной наномасштабной дифференциальной сканирующей флуориметрии (nanoDSF) нами изучено влияние различных физико-химических факторов на стабильность тримера Dut Escherichia coli. В отличие от мономерных белков температурная денатурация Dut происходит в два этапа, первый из которых соответствует распаду тримера до мономерных субъединиц. Показано, что основной вклад в стабилизацию тримера вносят гидрофобные взаимодействия и водородные связи на интерфейсах взаимодействия между субъединицами. Тример Dut частично стабилизируется при связывании нуклеотидных лигандов. В целом метод nanoDSF удобен для скрининга низкомолекулярных соединений, способных дестабилизировать активный тример Dut.

Ключевые слова

dUTPаза, белок-белковые взаимодействия, олигомеризация, дифференциальная сканирующая флуориметрия

Список литературы

Lindahl T. (1993) Instability and decay of the primary structure of DNA. Nature. 362, 709–715.
Friedberg E.C., Walker G.C., Siede W., Wood R.D., Schultz R.A., Ellenberger T. (2006) DNA repair and mutagenesis.Washington, D.C.: ASM Press, 1118 pp.
Berger S.H., Pittman D.L., Wyatt M.D. (2008) Uracil in DNA: consequences for carcinogenesis and chemotherapy. Biochem. Pharmacol. 76, 697–706.
Kavli B., Slupphaug G., Krokan H.E. (2021) Genomic uracil in biology, immunity and cancer. In: DNA Damage, DNA Repair and Disease. Eds Dizdaroglu M., Lloyd R.S. London: Royal Soc. Chem., p. 220–248.
Persson R., Cedergren-Zeppezauer E.S., Wilson K.S. (2001) Homotrimeric dUTPases: structural solutions for specific recognition and hydrolysis of dUTP. Curr. Protein Pept. Sci. 2, 287–300.
Vértessy B.G., Tóth J. (2009) Keeping uracil out of DNA: physiological role, structure and catalytic mechanism of dUTPases. Acc. Chem. Res. 42, 97–106.
Kouzminova E.A., Kuzminov A. (2004) Chromosomal fragmentation in dUTPase-deficient mutants of Escherichia coli and its recombinational repair. Mol. Microbiol. 51, 1279–1295.
Kouzminova E.A., Kuzminov A. (2006) Fragmentation of replicating chromosomes triggered by uracil in DNA. J. Mol. Biol. 355, 20–33.
Ting H., Kouzminova E.A., Kuzminov A. (2008) Synthetic lethality with the dut defect in Escherichia coli reveals layers of DNA damage of increasing complexity due to uracil incorporation. J. Bacteriol. 190, 5841–5854.
Pálinkás H.L., Rácz G.A., Gál Z., Hoffmann O.I., Tihanyi G., Róna G., Gócza E., Hiripi L., Vértessy B.G. (2019) CRISPR/Cas9-mediated knock-out of dUTPase in mice leads to early embryonic lethality. Biomolecules. 9, 136.
Cedergren-Zeppezauer E.S., Larsson G., Nyman P.O., Dauter Z., Wilson K.S. (1992) Crystal structure of a dUTPase. Nature. 355, 740–743.
Larsson G., Svensson L.A., Nyman P.O. (1996) Crystal structure of the Escherichia coli dUTPase in complex with a substrate analogue (dUDP). Nat. Struct. Biol. 3, 532–538.
Mol C.D., Harris J.M., McIntosh E.M., Tainer J.A. (1996) Human dUTP pyrophosphatase: uracil recognition by a β hairpin and active sites formed by three separate subunits. Structure. 4, 1077–1092.
González A., Larsson G., Persson R., Cedergren-Zeppezauer E. (2001) Atomic resolution structure of Escherichia coli dUTPase determined ab initio. Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 57, 767–774.
Barabás O., Pongrácz V., Kovári J., Wilmanns M., Vértessy B.G. (2004) Structural insights into the catalytic mechanism of phosphate ester hydrolysis by dUTPase. J. Biol. Chem. 279, 42907–42915.
Varga B., Barabás O., Kovári J., Tóth J., Hunyadi-Gulyás É., Klement É., Medzihradszky K.F., Tölgyesi F., Fidy J., Vértessy B.G. (2007) Active site closure facilitates juxtaposition of reactant atoms for initiation of catalysis by human dUTPase. FEBS Lett. 581, 4783–4788.
Kovári J., Barabás O., Varga B., Békési A., Tölgyesi F., Fidy J., Nagy J., Vértessy B.G. (2008) Methylene substitution at the α–β bridging position within the phosphate chain of dUDP profoundly perturbs ligand accommodation into the dUTPase active site. Proteins. 71, 308–319.
Benedek A., Temesváry-Kis F., Khatanbaatar T., Leveles I., Surányi É.V., Szabó J.E., Wunderlich L., Vértessy B.G. (2019) The role of a key amino acid position in species-specific proteinaceous dUTPase inhibition. Biomolecules. 9, 221.
Larsson G., Nyman P.O., Kvassman J.-O. (1996) Kinetic characterization of dUTPase from Escherichia coli. J. Biol. Chem. 271, 24010–24016.
Mustafi D., Bekesi A., Vertessy B.G., Makinen M.W. (2003) Catalytic and structural role of the metal ion in dUTP pyrophosphatase. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 100, 5670–5675.
Fiser A., Vértessy B.G. (2000) Altered subunit communication in subfamilies of trimeric dUTPases. Biochem. Biophys. Res. Commun. 279, 534–542.
Arkin M.R., Wells J.A. (2004) Small-molecule inhibitors of protein–protein interactions: Progressing towards the dream. Nat. Rev. Drug Discov. 3, 301–317.
Petta I., Lievens S., Libert C., Tavernier J., De Bosscher K. (2016) Modulation of protein–protein interactions for the development of novel therapeutics. Mol. Ther. 24, 707–718.
Senisterra G., Chau I., Vedadi M. (2012) Thermal denaturation assays in chemical biology. Assay Drug Dev. Technol. 10, 128–136.
Magnusson A.O., Szekrenyi A., Joosten H.-J., Finnigan J., Charnock S., Fessner W.-D. (2019) nanoDSF as screening tool for enzyme libraries and biotechnology development. FEBS J. 286, 184–204.
Kotov V., Mlynek G., Vesper O., Pletzer M., Wald J., Teixeira-Duarte C.M., Celia H., Garcia-Alai M., Nussberger S., Buchanan S.K., Morais-Cabral J.H., Loew C., Djinovic-Carugo K., Marlovits T.C. (2021) In-depth interrogation of protein thermal unfolding data with MoltenProt. Protein Sci. 30, 201–217.
Eftink M.R. (1994) The use of fluorescence methods to monitor unfolding transitions in proteins. Biophys. J. 66, 482–501.
Krissinel E., Henrick K. (2007) Inference of macromolecular assemblies from crystalline state. J. Mol. Biol. 372, 774–797.
Fraczkiewicz R., Braun W. (1998) Exact and efficient analytical calculation of the accessible surface areas and their gradients for macromolecules. J. Comput. Chem. 19, 319–333.
Vivian J.T., Callis P.R. (2001) Mechanisms of tryptophan fluorescence shifts in proteins. Biophys. J. 80, 2093–2109.
Yoshikawa H., Hirano A., Arakawa T., Shiraki K. (2012) Effects of alcohol on the solubility and structure of native and disulfide-modified bovine serum albumin. Int. J. Biol. Macromol. 50, 1286–1291.