Влияние нокаутов генов полифосфатазы PPN1 и полифосфатсинтетазы VTC4 на особенности роста на этаноле и полифосфаты митохондрий у Saccharomyces cerevisiae

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Одной из функций неорганических полифосфатов (полиР), как соединений с фосфоэфирными связями, является участие в энергетическом обмене. Митохондрии дрожжей содержат собственный пул полифосфатов, однако пути участия этих полимеров в функционировании митохондрий у этих микроорганизмов изучены недостаточно. Целью данной работы было выявление влияния нокаут-мутаций генов полифосфатсинтетазы VTC4 и одной из полифосфатаз PPN1 на содержание полифосфатов и полифосфатазную активность в митохондриях S. cerevisiae и особенности роста мутантных штаммов на этаноле. Показано, что нокаут гена VTC4 приводил к значительному снижению содержания полиР в митохондриях. Нокаут гена PPN1 приводил к исчезновению полифосфатазной активности, но только к небольшому увеличению содержания полифосфатов в митохондриях при росте на глюкозе. При росте на этаноле содержание полиР в митохондриях у данного штамма и родительского штамма совпадало и было примерно в два раза меньше, чем при росте на глюкозе. Оба мутанта способны расти на среде с этанолом в качестве источника углерода, однако характеризуются удлинением лагфазы при переходе от потребления глюкозы к потреблению этанола. Сделано предположение, что полифосфаты митохондрий могут представлять собой энергетический резерв этих органелл, необходимый для формирования полноценных митохондрий при переходе от гликолиза к окислительному фосфорилированию.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

А. А. Томашевский

ФИЦ “Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук”, Институт биохимии и физиологии микроорганизмов им. Г. К. Скрябина РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: tomashevskialexandr25@gmail.com
Россия, Пущино

Т. В. Кулаковская

ФИЦ “Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук”, Институт биохимии и физиологии микроорганизмов им. Г. К. Скрябина РАН

Email: tomashevskialexandr25@gmail.com
Россия, Пущино

Список литературы

  1. Кулаковская Т. В., Трилисенко Л. В., Личко Л. П., Вагабов В. М., Кулаев И. С. Влияние инактивации генов экзополифосфатазы РРХ1 и PPN1 на содержание полифосфатов различных фракций у Saccharomyces cerevisiae // Микробиология. 2006. Т. 75. С. 35–39.
  2. Kulakovskaya T. V., Trilisenko L. V., Lichko L. P., Vagabov V. M., Kulaev I. S. The effect of inactivation of the exo- and endopolyphosphatase genes PPX1 and PPN1 on the level of different polyphosphates in the yeast Saccharomyces cerevisiae // Microbiology (Moscow). 2006. V. 75. P. 25‒28.
  3. Abramov A., Fraley C., Diao C., Winkfein R., Colicos M., Duchen M., French R., Pavlov E. Targeted polyphosphatase expression alters mitochondrial metabolism and inhibits calcium-dependent cell death // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007. V. 104. P. 18091–18096.
  4. Andreeva N., Trilisenko L., Eldarov M., Kulakovskaya T. Polyphosphatase PPN1 of Saccharomyces cerevisiae: switching of exopolyphosphatase and endopolyphosphatase activities // PLoS One. 2015. V. 10. P. e0119594. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0119594
  5. Andreeva N., Ledova L., Ryazanova L., Tomashevsky A., Kulakovskaya T., Eldarov M. Ppn2 endopolyphosphatase overexpressed in Saccharomyces cerevisiae: comparison with Ppn1, Ppx1, and Ddp1 polyphosphatases // Biochimie. 2019. V. 163. P. 101–107.
  6. Azevedo C., Livermore T., Saiardi A. Protein polyphosphorylation of lysine residues by inorganic polyphosphate // Molecular Cell. 2015. V. 58. P. 71–82.
  7. Azevedo C., Desfougères Y., Jiramongkol Y., Partington H., Trakansuebkul S., Singh J., Steck N., Jessen H. J., Saiardi A. Development of a yeast model to study the contribution of vacuolar polyphosphate metabolism to lysine polyphosphorylation // J. Biol. Chem. 2020. V. 295. P. 1439–1451.
  8. Baev A. Y., Angelova P. R., Abramov A. Y. Inorganic polyphosphate is produced and hydrolyzed in F0F1-ATP synthase of mammalian mitochondria // Biochem. J. 2020. V. 477. P. 1515‒1524.
  9. Boyce K. J., Kretschmer M., Kronstad J. W. The vtc4 gene influences polyphosphate storage, morphogenesis, and virulence in the maize pathogen Ustilago maydis // Eucar. Cell. 2006. V. 5. P. 1399–1409.
  10. Denoncourt A., Downey M. Model systems for studying polyphosphate biology: a focus on microorganisms // Curr. Genet. 2021. V. 67. P. 331‒346.
  11. Gerasimaitė R., Mayer A. Enzymes of yeast polyphosphate metabolism: structure, enzymology and biological roles // Biochem. Soc. Trans. 2016. V. 44. P. 234–239.
  12. Gerasimaite R., Pavlovic I., Capolicchio S., Hofer, A., Schmidt A., Jessen H. J., Mayer A. Inositol pyrophosphate specificity of the SPX-dependent polyphosphate polymerase VTC // ACS Chem. Biol. 2017. V. 12. P. 648–653.
  13. Guitart-Mampel M., Urquiza P., Carnevale Neto F., Anderson J. R., Hambardikar V., Scoma E. R., Merrihew G. E., Wang L., MacCoss M.J., Raftery D., Peffers M. J., Solesio M. E. Mitochondrial inorganic polyphosphate (polyP) is a potent regulator of mammalian bioenergetics in SH-SY5Y cells: a proteomics and metabolomics study // Front. Cell Dev. Biol. 2022. V. 10. P. 833127. https://doi.org/10.3389/fcell.2022.833127
  14. Hothorn M., Neumann H., Lenherr E. D., Wehner M., Rybin V., Hassa P. O., Uttenweiler A., Reinhardt M., Schmidt A., Seiler J., Ladurner A. G., Herrmann C., Scheffzek K., Mayer A. Catalytic core of a membrane-associated eucaryotic polyphosphate polymerase // Science. 2009. V. 324. P. 513–516.
  15. Kulaev I. S., Vagabov V. M., Kulakovskaya T. V. The biochemistry of inorganic polyphosphates. Chichester: Wiley, 2004.
  16. Kulakovskaya T. V., Andreeva N. A., Karpov A. V., Sidorov I. A. Kulaev I. S. Hydrolysis of tripolyphosphate by purified exopolyphosphatase from Saccharomyces cerevisiae cytosol: kinetic model // Biochemistry (Moscow). 1999. V. 64. P. 1180‒1184.
  17. Lichko L., Kulakovskaya T., Pestov N., Kulaev I. Inorganic polyphosphates and exopolyphosphatases in cell compartments of the yeast Saccharomyces cerevisiae under inactivation of PPX1 and PPN1 genes // Biosci. Rep. 2006. V. 26. P. 45‒54.
  18. Muller O., Bayer M. J., Peters C., Andersen J. S., Mann M., Mayer A. The Vtc proteins in vacuole fusion: coupling NSF activity to V(0) trans-complex formation // EMBO J. 2002. V. 21. P. 259–269.
  19. Muller O., Neumann H., Bayer M. J. Mayer A. Role of Vtc proteins in V-ATPase stability and membrane trafficking // J. Cell Sci. 2003. V. 116. P. 1107–1115.
  20. Orell A., Navarro C. A., Rivero M., Aguilar J. S., Jerez C. A. Inorganic polyphosphates in extremophiles and their possible functions // Extremophiles. 2012. V. 16. P. 573–583.
  21. Pavlov E., Zakharian E., Bladen C., Diao C. T., Grimbly C., Reusch R. N., French R. J. A large, voltage-dependent channel, isolated from mitochondria by water-free chloroform extraction // Biophys J. 2005. V. 88. P. 2614–2625.
  22. Pestov N. A., Kulakovskaya T. V., Kulaev I. S. Inorganic polyphosphate in mitochondria of Saccharomyces cerevisiae at phosphate limitation and phosphate excess // FEMS Yeast Res. 2004. V. 4. P. 643‒648.
  23. Pestov N. A., Kulakovskaya T. V., Kulaev I. S. Effects of inactivation of the PPN1 gene on exopolyphosphatases, inorganic polyphosphates and function of mitochondria in the yeast Saccharomyces cerevisiae // FEMS Yeast Res. 2005. V. 5. P. 823–828.
  24. Rao N. N., Gómez-García M.R., Kornberg A. Inorganic polyphosphate: essential for growth and survival // Ann. Rev. Biochem. 2009. V. 78. P. 605–647.
  25. Sethuraman A., Rao N. N., Kornberg A. The endopolyphosphatase gene: essential in Saccharomyces cerevisiae // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. V. 98. P. 8542‒8547.
  26. Solesio M. E., Xie L., McIntyre B., Ellenberger M., Mitaishvili E., Bhadra-Lobo S., Bettcher L. F., Bazil J. N., Raftery D., Jakob U. Depletion of mitochondrial inorganic polyphosphate (polyP) in mammalian cells causes metabolic shift from oxidative phosphorylation to glycolysis // Biochem. J. 2021. V. 478. P. 1631–1646.
  27. Tomashevsky A., Kulakovskaya E., Trilisenkob L., Kulakovskiy I., Kulakovskaya T., Fedorov A., Eldarov M. VTC4 polyphosphate polymerase knockout increases stress resistance of Saccharomyces cerevisiae // Cells. Biol. 2021. V. 10. Art. 487. https://doi.org/10.3390/biology10060487
  28. Wozny M. R., Di Luca A., Morado D. R., Picco A., Khaddaj R., Campomanes P., Ivanović L., Hoffmann P. C., Miller E. A., Vanni S., Kukulski W. In situ architecture of the ER-mitochondria encounter structure // Nature. 2023. V. 618. P. 188‒192. https://doi.org/10.1038/s41586-023-06050-3

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Кривые роста на среде YPD и YPEth: 1 — родительский штамм на YPD; 2 — штамм с нокаутом гена PPN1 на YPD; 3 — штамм с нокаутом гена VTC4 на YPD; 4 — родительский штамм на YPEth; 5 — штамм с нокаутом гена PPN1 на YPEth; 6 — штамм с нокаутом гена VTC4 на YPEth

Скачать (140KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Содержание полиР в митохондриях из клеток, выращенных на глюкозе, мкмоль Pi/мг белка: 1 — родительский штамм; 2 — штамм с нокаутом гена PPN1; 3 — штамм с нокаутом гена VTC4

Скачать (130KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Содержание полиР в митохондриях из клеток, выращенных на этаноле, мкмоль Pi/мг белка: 1 — родительский штамм; 2 — штамм с нокаутом гена PPN1

Скачать (121KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Возобновление роста штаммов после пересева на среду YPEth: 1 — родительский штамм; 2 — штамм с нокаутом гена PPN1; 3 — штамм с нокаутом гена VTC4

Скачать (110KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах