Осмолиты и липиды конидий ксерогалофильного микромицета Aspergillus penicillioides
- Авторы: Данилова О.А.1, Януцевич Е.А.1, Антропова А.Б.2, Терёшина В.М.1
-
Учреждения:
- Институт микробиологии им. С.Н. Виноградского, ФИЦ “Фундаментальные основы биотехнологии” Российской академии наук
- Научно-исследовательский институт вакцин и сывороток им. И.И. Мечникова
- Выпуск: Том 92, № 6 (2023)
- Страницы: 617-624
- Раздел: ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
- URL: https://journals.rcsi.science/0026-3656/article/view/231914
- DOI: https://doi.org/10.31857/S0026365623600402
- EDN: https://elibrary.ru/BWOGDU
- ID: 231914
Цитировать
Аннотация
Исследование состава липидов и осмолитов конидий ксерогалофила Aspergillus penicilloides, выращенного на средах с высоким содержанием NaCl и глицерина, важно для понимания функций этих соединений в адаптации экстремофила. В конидиях гриба, полученных на среде с глицерином, наблюдалось до 15% от сухой массы углеводов и полиолов цитозоля (УиП) и преобладание глицерина в их составе (60% от суммы), тогда как на среде с NaCl доля глицерина на превышала 20%, а количество УиП составляло 10%. На обеих средах доля (20%) и количество (2.5%) трегалозы было одинаково, т.е. на долю полиолов приходилось около 80%, однако их состав различался, что указывает на возможную синергию между трегалозой и полиолами в адаптации. Для обоих вариантов конидий характерно низкое содержание как мембранных, так и запасных липидов, представленных, в основном триацилглицеринами. В составе мембранных липидов конидий гриба, независимо от состава среды, доминируют фосфатидилхолины и стерины, что свидетельствует о высокой стабилизации и консервативности липидного бислоя. Постоянство состава мембранных и запасных липидов и их низкое количество, высокий уровень УиП и существенные различия в их составе указывают на ключевую роль осмолитов в адаптации конидий гриба к различным условиям среды.
Ключевые слова
Об авторах
О. А. Данилова
Институт микробиологии им. С.Н. Виноградского, ФИЦ “Фундаментальные основы биотехнологии”Российской академии наук
Автор, ответственный за переписку.
Email: noitcelfer@mail.ru
Россия, 119071, Москва
Е. А. Януцевич
Институт микробиологии им. С.Н. Виноградского, ФИЦ “Фундаментальные основы биотехнологии”Российской академии наук
Email: noitcelfer@mail.ru
Россия, 119071, Москва
А. Б. Антропова
Научно-исследовательский институт вакцин и сывороток им. И.И. Мечникова
Email: noitcelfer@mail.ru
Россия, 105064, Москва
В. М. Терёшина
Институт микробиологии им. С.Н. Виноградского, ФИЦ “Фундаментальные основы биотехнологии”Российской академии наук
Email: noitcelfer@mail.ru
Россия, 119071, Москва
Список литературы
- Белов А.П., Зинченко Г.А., Ефременко А.А. Изучение путей обмена жирными кислотами между фосфолипидами и триацилглицеринами у термотолерантных дрожжей Candida rugosa // Микробиология. 1990. V. 59. P. 976–981.
- Терешина В.М., Меморская A.C., Кочкина Г.А., Феофилова Е.П. Покоящиеся клетки в цикле развития Blakeslea trispora: отличия в липидном и углеводном составе // Микробиология. 2002. Т. 71. С. 794–800.
- Tereshina V.M., Memorskaia A.S., Kochkina G.A., Feofilova E.P. Dormant cells in the developmental cycle of Blakeslea trispora: distinct patterns of the lipid and carbohydrate composition // Microbiology. 2002. V. 71. P. 684–689. https://doi.org/10.1023/A:1021432007070
- Терёшина В.М. Термоустойчивость у грибов: роль белков теплового шока и трегалозы // Микробиология. 2005. Т. 74. С. 293–304.
- Tereshina V.M. Thermotolerance in fungi: the role of heat shock proteins and trehalose // Microbiology (Moscow). 2005. V. 74. P. 247–257. https://doi.org/10.1007/s11021-005-0059-y
- Феофилова Е.П., Ивашечкин А.А., Алёхин А.И., Сергеева Я.Э. Споры грибов: покой, прорастание, химический состав (обзор) // Прикл. биохимия и микробиология. 2012. V. 48. P. 5–17.
- Feofilova E.P., Ivashechkin A.A., Alekhin A.I., Sergeeva Y.E. Fungal spores: dormancy, germination, chemical composition, and role in biotechnology (review) // Appl. Biochem. Microbiol. 2012. V. 48. P. 1–11. https://doi.org/10.1134/S0003683812010048
- Argüelles J.-C., Guirao-Abad J.P., Sánchez-Fresneda R. Trehalose: A crucial molecule in the physiology of fungi // Reference module in life sciences. Elsevier, 2017. P. 1–9. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-809633-8.12084-9
- Barrera C.R. Formation and germination of fungal arthroconidia // Crit. Rev. Microbiol. 1986. V. 12. P. 271–292. https://doi.org/10.3109/10408418509104431
- Crowe J.H. Trehalose as a “chemical chaperone”: fact and fantasy // Adv. Exp. Med. Biol. 2007. V. 594. P. 143–158. https://doi.org/10.1007/978-0-387-39975-1_13
- Danilova O.A., Ianutsevich E.A., Bondarenko S.A., Antropova A.B., Tereshina V.M. Membrane lipids and osmolytes composition of xerohalophilic fungus Aspergillus penicillioides during growth on high NaCl and glycerol Media // Microbiology (Moscow). 2022. V. 91. P. 503–513. https://doi.org/10.1134/S0026261722601373
- Elbein A.D., Pan Y.T., Pastuszak I., Carroll D. New insights on trehalose: a multifunctional molecule // Glycobiology. 2003. V. 13. P. 17R‒27R. https://doi.org/10.1093/glycob/cwg047
- Glatz A., Pilbat A., Németh G.L., Vince-Kontár K., Jósvay K., Hunya Á., Udvardy A., Gombos I., Péter M., Balogh G., Horváth I., Vígh L., Török Z. Involvement of small heat shock proteins, trehalose, and lipids in the thermal stress management in Schizosaccharomyces pombe // Cell Stress Chaperones. 2016. V. 21. P. 327–338. https://doi.org/10.1007/s12192-015-0662-4
- Hazel J.R. Thermal adaptation in biological membranes: is homeoviscous adaptation the explanation? // Annu. Rev. Physiol. 1995. V. 57. P. 19–42. https://doi.org/10.1146/annurev.ph.57.030195.000315
- Ianutsevich E.A., Danilova O.A., Groza N.V., Kotlova E.R., Tereshina V.M. Heat shock response of thermophilic fungi: membrane lipids and soluble carbohydrates under elevated temperatures // Microbiology (SGM). 2016. V. 162. P. 989–999. https://doi.org/10.1099/mic.0.000279
- Ianutsevich E.A., Danilova O.A., Antropova A.B., Tereshina V.M. Acquired thermotolerance, membrane lipids and osmolytes profiles of xerohalophilic fungus Aspergillus penicillioides under heat shock // Fungal Biol. 2023. V. 127. P. 909–917. https://doi.org/10.1016/j.funbio.2023.01.002
- Iturriaga G., Suárez R., Nova-Franco B. Trehalose metabolism: from osmoprotection to signaling // Int. J. Mol. Sci. 2009. V. 10. P. 3793–3810. https://doi.org/10.3390/ijms10093793
- Kahraman M., Sevim G., Bor M. The role of proline, glycinebetaine, and trehalose in stress-responsive gene expression // Osmoprotectant-mediated abiotic stress tolerance in plants / Ed. Hossain M. et al. Cham: Springer Int. Publishing, 2019. P. 241–256. https://doi.org/10.1007/978-3-030-27423-8_11
- Kogej T., Stein M., Volkmann M., Gorbushina A.A., Galinski E.A., Gunde-Cimerman N. Osmotic adaptation of the halophilic fungus Hortaea werneckii: role of osmolytes and melanization // Microbiology (SGM). 2007. V. 153. P. 4261–4273. https://doi.org/10.1099/mic.0.2007/010751-0
- Kosar F., Akram N.A., Sadiq M., Al-Qurainy F., Ashraf M. Trehalose: a key organic osmolyte effectively involved in plant abiotic stress tolerance // J. Plant Growth Regul. 2019. V. 38. P. 606–618. https://doi.org/10.1007/s00344-018-9876-x
- Kozlova M.V. Life cycle in a haloalkalitolerant ascomycete Heleococcum alkalinum Bilanenko et Ivanova // Автореф. дисс. … канд. биол. наук. М.: МГУ, 2006. https://doi.org/10.13140/2.1.2702.8800
- Kozlova M.V., Ianutsevich E.A., Danilova O.A., Kamzolkina O.V., Tereshina V.M. Lipids and soluble carbohydrates in the mycelium and ascomata of alkaliphilic fungus Sodiomyces alkalinus // Extremophiles. 2019. V. 23. P. 487–494. https://doi.org/10.1007/s00792-019-01100-z
- Mendoza D. de, Pilon M. Control of membrane lipid homeostasis by lipid-bilayer associated sensors: a mechanism conserved from bacteria to humans // Prog. Lipid Res. 2019. V. 76. P. 100996. https://doi.org/10.1016/j.plipres.2019.100996
- Osherov N., May G.S. The molecular mechanisms of conidial germination // FEMS Microbiol. Lett. 2001. V. 199. P. 153–60. https://doi.org/10.1111/j.1574-6968.2001.tb10667.x
- Patel T.K., Williamson J.D. Mannitol in plants, fungi, and plant–fungal interactions // Trends Plant Sci. 2016. V. 21. P. 486–497. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2016.01.006
- Petrova-Nikitina A.D., Antropova A.B., Mokeeva V.L., Chekunova L.N., Bilanenko E.N., Bulgakova T.A., Zheltikova T.M. To the study of biocenotic relationships between house dust mites (Acariformes: Pyroglyphidae) and mould fungi // Acarina. 2005. V. 13. P. 75–84.
- Prista C., Loureiro-Dias M.C., Montiel V., García R., Ramos J. Mechanisms underlying the halotolerant way of Debaryomyces hansenii // FEMS Yeast Res. 2005. V. 5. P. 693–701. https://doi.org/10.1016/j.femsyr.2004.12.009
- Rubio-Texeira M., Zeebroeck G. Van, Thevelein J.M. Trehalose metabolism: enzymatic pathways and physiological functions // The Mycota: A Treatise on the Biology of Fungi with Emphasis on Systems for Fundamental and Applied Research / Ed. Hoffmeister D. Cham: Springer International Publishing, 2016. P. 191–277. https://doi.org/10.1007/978-3-319-27790-5_10
- Siderius M., Wuytswinkel O. Van, Reijenga K.A., Kelders M., Mager W.H. The control of intracellular glycerol in Saccharomyces cerevisiae influences osmotic stress response and resistance to increased temperature // Mol. Microbiol. 2000. V. 36. P. 1381–1390.https://doi.org/10.1046/j.1365-2958.2000.01955.x
- Stevenson A., Hamill P.G., Medina Á., Kminek G., Rummel J.D., Dijksterhuis J., Timson D.J., Magan N., Leong S.L.L., Hallsworth J.E. Glycerol enhances fungal germination at the water-activity limit for life // Environ. Microbiol. 2017. V. 19. P. 947–967. https://doi.org/10.1111/1462-2920.13530
- Sussman A.S., Halvorson H.O. Spores their dormancy and germination. New York: Harper & Row, 1966. 354 p.
- Tapia H., Koshland D.E. Trehalose is a versatile and long-lived chaperone for desiccation tolerance // Curr. Biol. 2014. V. 24. P. 2758–2766.https://doi.org/10.1016/j.cub.2014.10.005
- Wang F., Sethiya P., Hu X., Guo S., Chen Y., Li A., Tan K., Wong K.H. Transcription in fungal conidia before dormancy produces phenotypically variable conidia that maximize survival in different environments // Nat. Microbiol. 2021. V. 6. P. 1066–1081. https://doi.org/10.1038/s41564-021-00922-y
- Yancey P.H. Organic osmolytes as compatible, metabolic and counteracting cytoprotectants in high osmolarity and other stresses // J. Exp. Biol. 2005. V. 208. P. 2819–2830. https://doi.org/10.1242/jeb.01730
- Yu R.K., Koerne, T.A.W., Scarsdale J.N., Prestegard J.H. Elucidation of glycolipid structure by proton nuclear magnetic resonance spectroscopy // Chem. Phys. Lipids. 1986. V. 42. P. 27–48.https://doi.org/10.1016/0009-3084(86)90041-1
- Zajc J., Kogej T., Galinski E.A., Ramos J., Gunde-Cimerman N. Osmoadaptation strategy of the most halophilic fungus, Wallemia ichthyophaga, growing optimally at salinities above 15% NaCl // Appl. Environ. Microbiol. 2014. V. 80. P. 247–256. https://doi.org/10.1128/AEM.02702-13