Microalgae from eroded soils in the northern Fergana valley, Uzbekistan

Cover Page

Cite item

Full Text

Abstract

For the first time, the cultivated diversity of microalgae in eroded soils in the northern part of the Fergana Valley in Uzbekistan has been studied based on both morphological and molecular genetic analysis. Ten strains of green microalgae (Chlorophyta) and one Charophyta strain were revealed. Only seven strains could be identified at the species level: Chlorella vulgaris, Chromochloris zofingiensis, Deuterostichococcus epilithicus, Pseudomuriella schumacherensis, and Pseudostichococcus monallantoides. Another four strains were identified only at the genus level and require further study: Bracteacoccus sp., Chlorosarcinopsis sp., Klebsormidium sp., and Tetratostichococcus sp. The low species diversity in the microalgae is likely due to both the low fertility of the eroded soils on the slopes, and the limitations of the culture-based approach that only reveals a fraction of the overall microbial diversity. Microalgal colonization of eroded soils in the arid foothill zone can be facilitated by various adaptations, such as small cell size and the production of extracellular polysaccharides, mycosporine-like aminoacids, and secondary carotenoids. The present work may contribute to the further development of highly functional microalgae-based consortia, which can lead to improvements and sustainable development of low-productivity, arid, and degraded terrestrial ecosystems.

Full Text

Эрозия представляет собой деградацию почвенного покрова под действием поверхностного стока и (или) ветра с последующим перемещением и переотложением почвенного материала. Проблема охраны почв от эрозии актуальна для многих стран аридной зоны мира. Так, в Центральной Азии общая площадь, затронутая водной эрозией, составляет более 30 млн. гектаров, а ветровой эрозией – около 67 млн. гектаров; в частности, в Узбекистане до 80% сельскохозяйственных земель затронуты водной эрозией (ФАО ООН, 2015). При этом темпы, масштабы и интенсивность эрозии возрастают из-за некачественного управления почвенными ресурсами. Учитывая, что за последние 50 лет население Центральной Азии выросло в 3 раза, а водные ресурсы в сложных климатических условиях сокращаются, страны региона сталкиваются с серьезными вызовами в сфере продовольственной безопасности (ФАО ООН, 2015). Известно, что почвенные биокорочки образуют наиболее продуктивную микробную биомассу во многих засушливых и нарушенных территориях, включая эродированные почвы, где высшая растительность редка, а ключевым компонентом биокорочек являются микроводоросли и цианобактерии (Glaser et al., 2018). Их можно охарактеризовать как “экосистемных инженеров”, которые играют важную экологическую роль в первичной продукции углерода, круговороте азота, минерализации, удержании воды, образовании водоустойчивых агрегатов и стабилизации почв в целом (Evans, Johansen, 1999; Castillo-Monroy et al., 2010). Многие микроводоросли и цианобактерии выделяют высокогидратированные полимеры ‒ экзополисахариды (ЭПС) в окружающую среду (Xiao, Zheng, 2016). Они имеют основополагающее значение для микробной жизни и обеспечивают идеальную среду для химических реакций, адсорбцию питательных веществ, защиту от стрессов окружающей среды, таких как засоление и засуха, усиливая агрегацию почвенных частиц и поддерживая влажность окружающей среды (Costa et al., 2018). Таким образом, водоросли защищают нарушенные территории от эрозии (Metting, 1981), улучшают почвенные условия для колонизации более поздних сукцессионных видов, в том числе, способствуя успешному возобновлению роста сосудистых растений (Seitz et al., 2017). В связи с этим были предложены природоподобные технологии по восстановлению деградированных почв с помощью инокуляции микроводорослей и цианобактерий (Perera et al., 2018; Lu et al., 2022; Rabiei et al., 2023).

Цель данной работы ‒ изучить культивируемое разнообразие микроводорослей эродированных почв северной части Ферганской долины (Узбекистан) с использованием методов световой микроскопии и ДНК-анализа. Молекулярно-генетическая идентификация почвенных микроводорослей Узбекистана проведена впервые.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Описание районов исследования. Ферганская долина представляет собой межгорную впадину в горах Средней Азии, разделенную между тремя государствами: Узбекистаном, Таджикистаном и Киргизией. В северной части Ферганской долины, на правом берегу реки Сырдарья расположена Наманганская область Республики Узбекистан. Климат в области континентальный, с сухим летом и мягкой, влажной зимой. Средняя температура в январе составляет 4°С, в июле 35°C. На равнинах количество осадков колеблется от 135 мм до 370 мм в год, в предгорных районах ‒ от 460 до 630 мм. Почвенно-альгологические образцы были отобраны в трех административных единицах Наманганской области ‒ Папском, Чустском и Чартакском районах (рис. 1).

 

Рис. 1. Фотографии мест отбора почвенно-альгологических образцов и карта районов исследования эродированных почв северной части Ферганской долины с указанием точек отбора.

 

Ниже приводим описание точек пробоотбора:

  1. Чуст-Папские холмы (Папский район). Высота над уровнем моря 496 м. В результате размыва гравийные и третичные засоленные глины, а также каменно-гравийные оштукатуренные, осыпчато-скелетные, слаборазвитые серо-бурые почвы. GPS-координаты: 40°52′37.14″ с.ш. 70°59′44.76″ в.д.
  2. Резаксайские овраги (Чустский район). Высота над уровнем моря 502 м. Окрестности оврагов подвержены водной эрозии. Почвы аллювиальные, светло-серые со средним суглинком. GPS-координаты: 40°58′34.92″ с.ш. 71°19′21.8″ в.д.
  3. Левые холмы (Чартакский район). Высота над уровнем моря 707 м. Почвы представлены типичными сероземами с тяжелыми и средними суглинками, в разной степени промыты, местами покрыты гравием толщиной 0.5‒1 м. GPS-координаты: 41°10′22.14″ с.ш. 71°49′29.34″ в.д.

Географические координаты были получены с помощью программы Google Earth Pro 7.1 (https://www.google.com/earth/).

Отбор почвенно-альгологических образцов. Почвенные пробы стерильно отбирали в апреле 2022 года из верхнего горизонта А1 на глубину 5‒10 см. Металлический нож для пробоотбора обрабатывали 96%-ным этиловым спиртом и обжигали в пламени горелки. Пробы помещали в стерильные пакеты и транспортировали в лабораторию для дальнейших анализов. Всего было отобрано 4 смешанных почвенных пробы: по одной из Левых холмов и Резаксайских оврагов и две – из Чуст-Папских холмов.

Изоляция и культивирование штаммов микроводорослей. Для выделения водорослей применяли метод накопительных водно-почвенных и чашечных культур, а также посев почвенной суспензии на жидкие и агаризованные среды Bristol и BG-11 (Темралеева и соавт., 2014). Для получения монокультур использовали метод посева штрихом и изоляции отдельных колоний с помощью пипетки Пастера (Темралеева и соавт., 2014). Далее штаммы культивировали на твердой питательной среде BG-11 с азотом (pH 7.0; агар 1%) в климатостате при стандартных условиях (температура 23–25°С, интенсивность освещения 60–75 мкмоль фотонов м–2 с–1, фотопериод 12 ч). Все изученные штаммы были депонированы в Альгологическую коллекцию ACSSI (http://acssi.org/).

Световая микроскопия. Морфологию и жизненные циклы штаммов микроводорослей изучали методом световой микроскопии с помощью микроскопа Leica DM750 (Германия). Результаты наблюдений документированы фотографиями, снятыми с помощью цветной цифровой камеры Leica Flexacam C3 (Германия). Сроки наблюдения составляли от 1 до 12 недель. При морфологической идентификации штаммов микроводорослей учитывали важные диакритические признаки, такие как тип организации таллома, форма и размеры клеток, количество и тип хлоропласта, присутствие пиреноида, наличие и толщина слизистых оболочек, способ размножения и др. Для морфометрических измерений использовали программу Leica Application Sute X. Для сравнения размеров измеряли 100 клеток каждого штамма. При морфологической идентификации микроводорослей использовали тематические определители (Андреева, 1998; Ettl, Gärtner, 1995) и избранные статьи (Fucíková et al., 2011; Fucíková, Lewis, 2012; Pröschold, Darienko, 2020). За основу в данной работе выбрана система водорослей, принятая в международной электронной базе данных Algae Base (Guiry, Guiry, 2023).

Выделение тотальной ДНК, амплификация, очистка и секвенирование ампликонов. Суммарную ДНК из штаммов выделяли с помощью колоночного набора DNeasy Plant Mini Kit (“Qiagen”, США), следуя протоколу производителя. Для амплификации использовали готовую смесь Screen Mix-HS (“Евроген”, Россия). Условия и праймеры для амплификации rbcL (McManus, Lewis, 2011) и ITS2 (Johnson et al., 2007), которые были выбраны в качестве молекулярных маркеров для штамма Klebsormidium sp. и всех остальных микроводорослей, соответственно, указаны в таблице 1.

 

Таблица 1. Праймеры и условия амплификации ITS2 и rbcL

Локус

Праймер

Последовательность (5'–3')

Условия амплификации

ITS2

ITS-AF

CGTTTCCGTAGGTGAACCTGC

95°C ‒ 3 мин.;

95°C ‒ 30 с,

57.6°C – 30 с,

72°C – 40 с, 30 циклов

72°C – 10 мин

ITS-BR

CATATGCTTAAGTTCAGCGGG

rbcL

M28F

GGTGTTGGATTWAAAGCTGGTGT

94°C – 5 мин;

94°C – 1 мин 15 с,

56°C – 2 мин,

72°C – 2 мин 15 с, 30 циклов;

72°C – 7 мин

M1390Ra

CTTTCCAAAYTTCACAAGCAGCAG

M633F*

CATGCGTTGGAGAGACCGT

 

M650R*

CGGTCTCTCCAACGCATGA

 

*Внутренние секвенирующие праймеры.

 

Детекцию целевых ПЦР-продуктов проводили электрофоретически в 1%-ном агарозном геле. Для дальнейшей очистки ампликонов из геля применяли набор Cleanup Standard (“Евроген”, Россия). Cеквенирование осуществляли в коммерческой компании “Евроген” (Россия).

Молекулярно-филогенетический анализ. Для молекулярно-генетической идентификации штаммов микроводорослей был осуществлен поиск гомологии нуклеотидных последовательностей ITS2/rbcL по алгоритму BLASTn в GenBank NCBI (https://blast.ncbi.nlm.nih.gov). Отбор последовательностей осуществляли исходя из критериев максимального родства (сходство ≥ 95%), качества прочтения (без вырожденных и неизвестных нуклеотидов), длины прочтения и принадлежности к типовым видам и коллекционным аутентичным штаммам. Множественное выравнивание было выполнено в программе BioEdit по алгоритму ClustalW. Выбор нуклеотидных замен осуществляли с помощью программы IQ-TREE v. 2.2, ориентируясь на минимальное значение BIC критерия (Bayesian information criterion). Оценка топологии ветвей с помощью теста SH-aLRT была реализована в блоке построения филогенетического дерева uGENE. Реконструкцию филогенетических взаимосвязей с помощью метода максимального правдоподобия (ML) осуществляли в программе PhyML, с использованием байесовского вывода (BI) – с использованием программного пакета BEAST 2 v. 2.7.5 и рекомендаций Barrido-Sottani et al. (2018). В качестве статистической поддержки узлов дерева указаны значения SH-aLRT-поддержки (SH-aLRT), бутстреп-поддержки ML (BP) и апостериорных вероятностей BI (PP). Филогенетические деревья были визуализированы в программе FigTree v. 1.3.1. Различия между нуклеотидными последовательностями охарактеризовали с помощью генетических различий, мерой которых являлся процент несовпадений нуклеотидов при попарном сравнении выравненных последовательностей, вычисленный в программе MEGA 11. Для сравнения топологий деревьев использовали данные статей Fucíková, Lewis (2012); Mikhailyuk et al. (2015); Samolov et al. (2018); Pröschold, Darienko (2020); Krivina et al. (2023) и др.

Для анализа вторичной структуры ITS2 была выполнена аннотация спейсера в ITS2-DataBase (http://its2.bioapps.biozentrum.uni-wuerzburg.de) и его фолдинг с помощью веб-сервера RNAfold web server (http://rna.tbi.univie.ac.at//cgi-bin/RNAWebSuite/RNAfold.cgi), руководствуясь принципом минимальной энергии. Правильность фолдинга ITS2 микроводорослей оценивали, ориентируясь на работу Caisová et al. (2013). Сравнение вторичной структуры ITS2 между штаммами и поиск компенсаторных замен (CBCs) осуществляли между всеми штаммами выборки в программе 4SALE. При анализе вторичных структур ITS2 для разделения видов особое внимание было уделено подходу, предложенному А. Coleman (2009), который показал, что наличие хотя бы одной CBC в консервативных регионах ITS2 (5 п.н. I шпильки, 10 п.н. II шпильки, вся III шпилька) у двух микроводорослей коррелирует с их полной половой несовместимостью. Напротив, CBC в менее консервативных регионах не были связаны со способностью скрещиваться. Все полученные последовательности были депонированы в GenBank NCBI (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/) под номерами OR838744 (rbcL) и OR852641‒OR852650 (ITS2).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

В результате изоляции и очистки были получены 2 штамма микроводорослей из почв Левых холмов, 4 штамма из почв Чуст-Папских холмов и 5 штаммов из почв Резаксайских оврагов. Из 11 альгологически чистых культур 10 принадлежали зеленым микроводорослям (Chlorophyta) и 1 ‒ харофитовым (Charophyta). Ниже приводим их морфологическое описание и молекулярно-генетический анализ по районам исследования.

Морфологический и молекулярно-генетический анализ штаммов микроводорослей

Klebsormidium sp. ACSSI 436 (Чуст-Папские холмы). Клетки в однорядных неразветвленных, легко распадающихся нитях, цилиндрической формы, на концах нитей ‒ закругленные, 7‒8 мкм шириной, 7‒22 мкм длиной. Клеточная стенка тонкая и гладкая. Хлоропласт один – пристенный, с одним пиреноидом в центре, окруженным крахмальной обверткой. Бесполое размножение фрагментацией нитей, зооспорогенез в культуре не наблюдали. Таким образом, штамм является единственным представителем харофитовых водорослей и, в целом, соответствует описанию рода Klebsormidium (рис. 2a).

 

Рис. 2. Фотографии штаммов микроводорослей, выделенных из эродированных почв Ферганской долины: a – Klebsormidium sp. ACSSI 436; б – Chlorosarcinopsis sp. ACSSI 445, на вставке продемонстрированы зооспоры, стрелка указывает на cлизь; в – Tetratostichococcus sp. ACSSI 446; г – Chlorella vulgaris ACSSI 441; д – Pseudostichococcus monallantoides ACSSI 438, стрелки указывают на капли масла; е ‒ P. monallantoides ACSSI 439; ж – Chromochloris zofingiensis ACSSI 437; з – Pseudomuriella schumacherensis ACSSI 444; и – Deuterostichococcus epilithicus ACSSI 440; к – Bracteacoccus sp. ACSSI 443. Масштабная метка ‒ 10 мкм.

 

Для него ген 18S рРНК, а также внутренние транскрибируемые спейсеры (ITS1 и ITS2) являются консервативными молекулярными маркерами; последние не позволяют провести четкое разделение между некоторыми кладами (особенно B и С) и между видами (особенно в кладе E) по данным Mikhailyuk et al. (2015). Поэтому для видовой идентификации представителей данной группы используют более вариабельный пластидный ген rbcL. Исследуемый штамм ACSSI 436 вошел в состав клады E рода Klebsormidium в соответствии c классификацией, предложенной F. Rindi et al. (2011). В рамках данной клады он совместно с рядом неаутентичных штаммов Klebsormidium spp. формировал независимый кластер (рис. 3).

 

Рис. 3. Укорененное филогенетическое дерево харофитовых микроводорослей рода Klebsormidium, построенное методом Байеса, на основе последовательностей пластидного гена rbcL (1255 н.). В качестве статистической поддержки узлов дерева указаны значения SH-aLRT/BP/PP. Значения SH-aLRT и BP менее 70% и PP менее 0.7 не указаны. Модель нуклеотидных замен: TIM2 + F + I + G4. Обозначения: * ‒ аутентичные штаммы; (T) – типовой вид.

 

Генетические дистанции внутри данного кластера варьировали в диапазоне 0–2.2%. Между ACSSI 436 и аутентичным штаммом K. subtile SAG 384-1, формирующим сестринскую филогенетическую линию, уровень генетических различий составлял 3.7%. На примере представителей клад F и G, видовое разнообразие которых в настоящее время наиболее полно описано (Mikhailyuk et al., 2015; Samolov et al., 2018), можно сказать, что уровень межвидовых различий внутри рода колеблется от 2 до 16.6% по rbcL. Таким образом, учитывая независимое филогенетическое положение исследуемого штамма ACSSI 436 и уровень генетических различий с сестринским аутентичным штаммом K. subtile SAG 384-1, он, вероятно, является кандидатом в новый неописанный вид и пока идентифицирован как Klebsormidium sp.

Chlorosarcinopsis sp. ACSSI 445 (Чуст-Папские холмы). Клетки в пакетах по 2‒4 и более клеток со слизью, иногда образуют псевдонитчатые скопления. Одиночные клетки шаровидные, в клеточных агрегатах ‒ слегка уплощенные, до 12 мкм в диаметре. Хлоропласт один, в молодых клетках пристенный чашевидный, во взрослых занимает всю полость клетки, с одним пиреноидом, окруженным крахмальной обверткой. Запасные продукты ‒ оранжевые липидные капли. При старении культура краснеет. Размножение голыми зооспорами широко эллипсоидной или шаровидной формы 3.5‒4 мкм в диаметре, со стигмой. От описания C. eremi отличается наличием слизи (рис. 2б), формой и размерами зооспор ‒ в диагнозе вида указана яйцевидная форма и длина до 11 мкм (Андреева, 1998). По данным молекулярно-генетического анализа ITS2, исследуемый штамм ACSSI 445 вошел в состав кластера, объединяющего штаммы Chlorosarcinopsis eremi, но разделенного на 4 группы (рис. 4).

 

Рис. 4. Укорененное филогенетическое дерево исследуемых зеленых микроводорослей рода Chlorosarcinopsis, построенное методом Байеса, на основе последовательностей внутреннего транскрибируемого спейсера ITS2 (284 н.). В качестве статистической поддержки узлов дерева указаны значения SH-aLRT/BP/PP. Значения SH-aLRT и BP менее 70% и PP менее 0.7 не указаны. Модель нуклеотидных замен: TIM2e + G4. Обозначения: * ‒ аутентичные штаммы.

 

Штамм ACSSI 445 вошел в состав группы I. Уровень генетических различий между ним и другими членами – 0–1.6%. Аутентичный штамм UTEX 1186 вошел в состав группы II, в рамках которой генетические дистанции составляли 0–0.5%. Генетические различия в группе III варьировали в диапазоне 1.1–2.2%, в группе IV – 0–1.1%. При этом генетические дистанции между штаммом ACSSI 445 и aутентичным штаммом UTEX 1186 были равны 3.8%, а в целом между представителями разных групп ‒ от 1.6 до 5.5%. Различия ITS2 между кластером C. eremi, неаутентичным штаммом С. gelatinosa и неаутентичным штаммом C. bastropiensis составляли 33–40.6%. CBCs отсутствовали. В связи с ограниченной выборкой видов Chlorosarcinopsis, у которых есть доступные последовательности ITS2, четко идентифицировать границы межвидовой и внутривидовой изменчивости не представляется возможным. Поэтому штамм ACSSI 445 определен как Chlorosarcinopsis sp.

Tetratostichococcus sp. ACSSI 446 (Чуст-Папские холмы). Клетки цилиндрические с закругленными концами, иногда слегка искривленные (рис. 2в). Размеры клеток 4‒19 × 2.5‒3.9 мкм. Средний размер 7.8 × 3.2 мкм при отношении длины к ширине 2.4. Хлоропласт один, пристенный, с пиреноидом. Изредка в культуре наблюдали короткие нити из 2 клеток. Размножение осуществлялось вегетативным делением клеток или фрагментацией нитей. В целом соответствует описанию вида Tetratostichococcus jenerensis (Neustupa et al., 2007; Pröschold, Darienko, 2020). Штамм ACSSI 446 группировался со штаммами Tetratostichococcus jenerensis (рис. 5).

 

Рис. 5. Укорененное филогенетическое дерево зеленых микроводорослей Stichococcus-клады, построенное методом Байеса, на основе последовательностей внутреннего транскрибируемого спейсера ITS2 (375 н.). В качестве статистической поддержки узлов дерева указаны значения SH-aLRT/BP/PP. Значения SH-aLRT и BP менее 70% и PP менее 0.7 не указаны. Модель нуклеотидных замен: HKY + F+ G4. Обозначения: * ‒ аутентичные штаммы; (T) – типовой вид.

 

Уровень генетических различий ITS2 с аутентичным штаммом SAG 2138 составил 3.5%, со штаммом KS126SM6L – 2.1%. При этом была обнаружена 1 CBC в вариабельном регионе шпильки I (10 п.н.) (ESM_1), отличающая штамм KS126SM6L от других представителей кластера (дополнительные материалы). Так как род Tetratostichococcus монотипный и включает всего три опубликованные последовательности ITS2, данная группа нуждается в дополнительном изучении. Штамм ACSSI 446 был идентифицирован как Tetratostichococcus sp.

Chlorella vulgaris ACSSI 441 (Чуст-Папские холмы), ACSSI 442 (Резаксайские овраги). Клетки одиночные или в скоплениях, шаровидные, 3‒11 мкм в диаметре (рис. 2г). Хлоропласт один, пристенный, чашевидный, с одним пиреноидом, окруженным крахмальной обверткой. Размножение 2‒8 автоспорами. В целом соответствуют описанию вида Chlorella vulgaris (Андреева, 1998). Исследуемые штаммы ACSSI 441 и ACSSI 442 в рамках клады Chlorella формируют кластер с представителями C. vulgaris (рис. 6), в т.ч. аутентичным штаммом SAG 211-11b.

 

Рис. 6. Укорененное филогенетическое дерево зеленых микроводорослей клады Chlorella, построенное методом Байеса, на основе последовательностей внутреннего транскрибируемого спейсера ITS2 (287 н.). В качестве статистической поддержки узлов дерева указаны значения SH-aLRT/BP/PP. Значения SH-aLRT и BP менее 70% и PP менее 0.7 не указаны. Модель нуклеотидных замен: TIM2 + F + I + G4. Обозначения: * ‒ аутентичные штаммы; (T) – типовой вид.

 

Генетические дистанции между ACSSI 441 и ACSSI 442 – 1.4%, ACSSI 441 и SAG 211-11b – менее 0.6%, ACSSI 442 и SAG 211-11b – 1.3%. В рамках клады Chlorella такой уровень генетических различий ITS2 соответствует внутривидовому уровню. Для сравнения наименьшие межвидовые генетические различия в рамках данной клады отмечены между Micractinium variabile и M. singularis – 1.5%. CBCs отсутствуют. Таким образом, штаммы ACSSI 441 и ACSSI 442 отнесены к виду C. vulgaris.

Pseudostichococcus monallantoides ACSSI 438, ACSSI 439 (Резаксайские овраги). Штамм ACSSI 438 характеризовался цилиндрическими клетками с закругленными концами, иногда искривленными или расширенными с одной из сторон (рис. 2д). Размеры клеток 3.6‒13 × 2.7‒4.1 мкм. Средний размер 6 × 3.3 мкм при отношении длины к ширине 1.8. Хлоропласт один, пристенный, без пиреноида. В клетках хорошо заметны липидные капли. Образование нитей в культуре не наблюдали. Размножение осуществлялось вегетативным делением клеток. Штамм ACSSI 439 имел сходную морфологию: цилиндрические клетки с закругленными концами, иногда искривленные или расширенные с одной из сторон. Размеры клеток 4.8‒14 (‒28) × 3.4‒4.6 мкм. Средний размер 7.8 × 4.3 мкм при отношении длины к ширине 1.8. Хлоропласт один, пристенный, без пиреноида. Характерно формирование коротких нитей из 2‒4 клеток. При длительном культивировании наблюдали аэрофильную фазу – образование длинных нитей в воздухе. О подобном явлении сообщалось и в работе L. Moewus (1951). При старении культуры встречались уродливые гигантские клетки. Размножение осуществлялось вегетативным делением клеток или фрагментацией нитей. Морфологические характеристики штаммов в целом соответствует описанию вида Pseudostichococcus monallantoides. Однако в оригинальном описании указаны несколько меньшие размеры клеток – 4‒6 × 2‒2.5 мкм (Moewus, 1951). Кроме того, L. Moewus сообщал об образовании зооспор, что впоследствии подтверждено не было (Pröschold, Darienko, 2020; данное исследование). По итогам филогенетического анализа ITS2 штаммы ACSSI 438 и ACSSI 439 кластеризовались с представителями Pseudostichococcus monallantoides с высокими статистическими поддержками (рис. 5). При этом генетические различия с аутентичным штаммом SAG 380-1 отсутствовали, CBCs, соответственно, тоже. На основе этого штаммы ACSSI 438 и ACSSI 439 были отнесены к виду P. monallantoides.

Chromochloris zofingiensis ACSSI 437 (Резаксайские овраги). Клетки одиночные, зрелые ‒ шаровидные, молодые и автоспоры ‒ шаровидные, яйцевидные или полигональные (рис. 2е). Диаметр зрелых клеток ‒ до 11 мкм, автоспор ‒ от 3.5 мкм. Хлоропласт один пристенный, в молодых клетках – чашевидный, в зрелых ‒ почти поло-сферический, лопастной или с неровными краями, или разделенный на многоугольные диски, без пиреноида. Размножение 2‒4 автоспорами. При длительном культивировании (более 6 мес.) отмечено наличие оранжевых липидных капель, что свидетельствует о накоплении вторичных каротиноидов. В целом штамм соответствует описанию вида Chromochloris zofingiensis (Андреева, 1998; Fucíková, Lewis, 2012). Филогенетический анализ с использованием ITS2 показал, что штамм ACSSI 437 принадлежит виду Chromochloris zofingiensis (рис. 7а). Это также подтверждается низким уровнем генетических различий с аутентичным штаммом SAG 211-14 (0.6%) и отсутствием CBCs.

 

Рис. 7. Укорененные филогенетические деревья зеленых микроводорослей рода Chromochloris (а) и Pseudomuriella (б), построенные методом Байеса, на основе последовательностей внутреннего транскрибируемого спейсера ITS2 (321 и 280 н., соответственно). В качестве статистической поддержки узлов дерева указаны значения SH-aLRT/BP/PP. Значения SH-aLRT и BP менее 70% и PP менее 0.7 не указаны. Модель нуклеотидных замен: TIM2 + G4 и TNe + G4, соответственно. Обозначения: * ‒ аутентичные штаммы; (T) – типовой вид.

 

Pseudomuriella schumacherensis ACSSI 444 (Резаксайские овраги). Клетки одиночные, шаровидные или слегка неправильной формы, 6‒20 мкм в диаметре (рис. 2ж). Хлоропласт один, пристенный, без пиреноида, в молодых клетках разделенный на две доли, в зрелых ‒ на несколько сегментов. Запасные вещества – оранжевые липидные капли. Бесполое размножение путем образования автоспор (от 2 штук в материнском спорангии), иногда разного размера. В целом соответствует описанию вида Pseudomuriella schumacherensis. Однако в диагнозе приводятся меньшие размеры зрелых клеток в культуре ‒ до 11 мкм. Кроме того, мы не наблюдали образование апланоспор и зооспор. Результаты филогенетического анализа подтвердили это предположение (рис. 7б). Генетические дистанции между исследуемым штаммом и аутентичным штаммом P. schumacherensis UTEX 2252 были равны 0.5%, что соответствовало внутривидовому уровню различий. Межвидовые генетические дистанции в рамках рода Pseudomuriella составляют 1.6–21%. CBCs также не обнаружены.

Deuterostichococcus epilithicus ACSSI 440 (Левые холмы). Kлетки цилиндрические с закругленными концами, иногда слегка искривленные (рис. 2з). Размеры клеток 6‒23 × 3.9‒4.8 мкм. Средний размер 8.6 × 4.6 мкм при отношении длины к ширине 1.9. Хлоропласт один, пристенный, с голым пиреноидом. Изредка в культуре наблюдали короткие нити из двух клеток. Размножение осуществлялось вегетативным делением клеток или фрагментацией нитей. В целом соответствует описанию вида Deuterostichococcus epilithicus (Pröschold, Darienko, 2020), однако для нашего штамма характерны несколько большие размеры клеток. Исследуемый штамм ACSSI 440 вошел в состав группы, объединяющей представителей Deuterostichococcus epilithicus (рис. 5) с высоким уровнем статистической поддержки. Генетические дистанции с аутентичным штаммом SAG 2060 составили 1.4%. Для сравнения, внутривидовые генетические дистанции у других представителей рода Deuterostichococcus составляли от 0 до 3.5%, межвидовые – от 23 до 29%. CBCs между ACSSI 440 и SAG 2060 отсутствовали. Таким образом, штамм ACSSI 440 был отнесен к виду Deuterostichococcus epilithicus.

Bracteacoccus sp. ACSSI 443 (Левые холмы). Клетки одиночные, шаровидные, 4‒40 мкм в диаметре (рис. 2и). Клеточная оболочка с возрастом утолщается до 2.3 мкм. В молодых клетках по 2‒4 хлоропласта, в зрелых ‒ многочисленные, без пиреноидов. Запасные вещества – оранжевые липидные капли. Бесполое размножение путем образования автоспор (от 4 штук в материнской клетке), зооспорогенез в культуре не наблюдали. В целом соответствует описанию вида Bracteacoccus minor (Андреева, 1998). Штамм ACSSI 443 объединился с представителями B. aggregatus, B. occidentalis, B. minor, B. medionucleatus, B. grandis с высокой статистической поддержкой в один кластер (рис. 8).

 

Рис. 8. Укорененное филогенетическое дерево зеленых микроводорослей рода Bracteacoccus, построенное методом Байеса, на основе последовательностей внутреннего транскрибируемого спейсера ITS2 (347 н.). В качестве статистической поддержки узлов дерева указаны значения SH-aLRT/BP/PP. Значения SH-aLRT и BP менее 70% и PP менее 0.7 не указаны. Модель нуклеотидных замен: GTR + F + G4. Обозначения: * ‒ аутентичные штаммы; (T) – типовой вид.

 

Уровень генетических различий ITS2 между исследуемым штаммом и остальными представителями кластера варьировал от 1 до 2.2%. CBCs отсутствовали. Систематика рода Bracteacoccus сложна: диапазоны межвидовых и межродовых генетических различий перекрываются. Так, внутривидовые дистанции, как правило, составляли 0–1.6%. Однако между штаммами внутри вида B. glacialis – 4.8%, B. aerius – 8.2%. Межвидовые дистанции колебались 0–30.7%. Например, между B. minor и B. grandis генетические различия в ITS2 отсутствовали. В связи с этим данный штамм был идентифицирован как Bracteacoccus sp.

Особенности альгофлоры эродированных почв

Верхний горизонт почв всех трех районов исследования вследствие высокой степени эродированности и изреженности растительного покрова являлся малоплодородным, с нейтральными значениями pH, низким содержанием гумуса, аммонийного азота, подвижного фосфора и калия (Тухтабоева и соавт., 2023). Изученные штаммы зеленых микроводорослей принадлежали классам Chlorophyceae (Chlorosarcinopsis, Chromochloris, Pseudomuriella, Bracteacoccus) и Trebouxiophyceae (Chlorella, Tetratostichococcus, Pseudostichococcus, Deuterostichococcus). Единственный штамм харофитовых микроводорослей Klebsormidium sp. – отнесен к классу Klebsormidiophyceae. Невысокое видовое разнообразие микроводорослей – 11 штаммов, принадлежащих 8 родам, 3 классам и 2 отделам, можно объяснить как нестабильными условиями окружающей среды, вызванными постоянной водной эрозией исследованных почв на крутых склонах, так и особенностями культурального подхода. Последний занижает реальное богатство микроводорослей, сводя его к культивируемому разнообразию, что составляет лишь небольшую часть от реального (Langhans et al., 2009). Так, при сравнении данных высокопроизводительного секвенирования с данными, полученными при микроскопии культур микроводорослей почвенных биокорочек Шпицбергена и острова Ливингстон, богатство (на уровне родов) различалось в 11 раз (Rippin et al., 2018).

Полученные штаммы микроводорослей имеют космополитное распространение во многих наземных и(или) пресноводных экосистемах (Ettl, Gärtner, 1995; Андреева, 1998). Многие из них, а именно представители родов Klebsormidium, Chlorosarcinopsis, Chlorella, Bracteacoccus, Pseudomuriella, Pseudostichococcus были отмечены в составе альгофлоры эродированных почв и почвенных биокорочек холодных, засушливых, засоленных, загрязненных местообитаний (Дубовик, 1995, 2004; Pluis, 1994; Evans, Johansen, 1999; Lukešová, 2001; Fischer, Subbotina, 2014; Karsten et al., 2016; Sommer et al., 2020; Rybalka et al., 2023). Нитчатые (Klebsormidium) и сарциноидные/псевдонитчатые (Chlorosarcinopsis) водоросли стабилизируют почвенные частицы, склеивая их вместе за счет выделения слизи. Они обычно встречаются в небольшом разнообразии, но могут производить высокую биомассу. Коккоидные водоросли (в нашем исследовании это Chlorella, Chromochloris, Pseudomuriella, Bracteacoccus, Tetratostichococcus, Pseudostichococcus, Deuterostichococcus) прикрепляются к частицам почвы и обычно встречаются с более высоким разнообразием, но с меньшей биомассой (Büdel et al., 2016). Пустынные и другие наземные зеленые водоросли представляют собой микроскопические, в основном одноклеточные шаровидные или палочковидные формы диаметром 10‒50 мкм, в некоторых случаях образуют небольшие клеточные агрегаты (Cardon et al., 2008). Колонизировать эродированные почвы микроводоросли могут с помощью различных адаптаций. К ним относится способность к вторичному каротиногенезу зеленых микроводорослей родов Chromochloris, Pseudomuriella и Bracteacoccus, которая является защитным механизмом против неблагоприятных условий окружающей среды, например, яркого света, недостатка питательных веществ, образования активных форм кислорода, осмотического стресса и др. (Chekanov, 2023). Для членов Prasiola-клады, в которую входят роды Tetratostichococcus, Pseudostichococcus и Deuterostichococcus (Karsten et al., 2005), а также рода Klebsormidium (Kitzing et al., 2014; Hartmann et al., 2020), показана способность к продукции микоспорин-подобных аминокислот, которые защищают клетки от ультрафиолетового излучения и окислительного повреждения при высокой инсоляции, дефиците влаги, осмотическом и тепловом стрессах. Кроме того, перечисленные роды микроводорослей были устойчивы к высыханию (Holzinger et al., 2014; Van, Glaser, 2022).

Более того, некоторые из описанных таксонов были ранее обнаружены в экосистемах Узбекистана. Так, представители рода Klebsormidium были неоднократно описаны, например, K. dissectum (как Hormidium dissectum) – в почвах виноградников (Мусаев, 1960), в почвах пустыни Кызылкум (Троицкая, 1961), K. flaccidum (как H. flaccidum) и K. nitens (как H. nitens) – в пахотных и целинных почвах (Бут, 1959; Мусаев, 1960; Троицкая, 1961), K. rivulare (как H. rivulare) – в почвах пустыни Кызылкум (Троицкая, 1961), K. subtile (как H. subtile и Ulothrix subtilissima) – в почвах рисовых полей, болотах (Киселев, 1931) и в пахотных почвах (Мусаев, 1960; Мухамедиев, 1960), в почвах пустыни Кызылкум (Троицкая, 1961) соответственно. Stichococcus-подобные таксоны также встречались в почвах пахотных полей и садов (Мусаев, 1960), в почвах пустыни Кызылкум (Троицкая, 1961). Зеленая водоросль Сhlorella vulgaris была обнаружена во многих почвах (Бут, 1959; Мусаев, 1960; Троицкая, 1961; Умарова, 1964), представители Chlorosarcinopsis, например, Chlorosarcinopsis angulosa (как Chlorosphaera angulosa) встречались редко (Троицкая, 1961; Музафаров, 1965), как и Bracteacoccus, например, B. anomalus (как Pleurochloris anomala) – только в городских почвах (Mamasoliev, 2019). Упоминаний об обнаружении видов Chromochloris и Pseudomuriella в наземных и водных биотопах Узбекистана не найдено. Однако стоит отметить, что все перечисленные таксоны микроводорослей были определены на основе морфологии, что исключает точность и надежность такой идентификации.

Таким образом, впервые изучено культивируемое разнообразие микроводорослей эродированных почв северной части Ферганской долины (Узбекистан) на основе морфологического и молекулярно-генетического анализов. Было обнаружено 10 штаммов зеленых микроводорослей (Chlorophyta) и 1 ‒ харофитовых (Charophyta). Только 7 штаммов микроводорослей было определено до вида: Chlorella vulgaris, Chromochloris zofingiensis, Deuterostichococcus epilithicus, Pseudomuriella schumacherensis и Pseudostichococcus monallantoides. Еще 4 штамма идентифицированы только до рода и нуждаются в дальнейших исследованиях: Bracteacoccus sp., Chlorosarcinopsis sp., Klebsormidium sp. и Tetratostichococcus sp. Невысокое видовое разнообразие микроводорослей можно объяснить как эродированностью и малоплодородностью почв на склонах, так и особенностями культурального подхода, выявляющего только часть от реального разнообразия микроорганизмов. Колонизировать эродированные почвы в условиях засушливой предгорной зоны микроводоросли могут с помощью различных адаптаций: мелкие клеточные размеры, продукция внеклеточных экзополисахаридов, микоспорин-подобных аминокислот и вторичных каротиноидов. Проведенное исследование может стать основой для дальнейшей разработки высокофункциональных консорциумов на основе микроводорослей с целью улучшения и устойчивого развития низкопродуктивных, засушливых, деградированных наземных экосистем.

ФИНАНСИРОВАНИЕ РАБОТЫ

Исследование выполнено при финансовой поддержке Министерствa науки и высшего образования Российской Федерации (Cоглашение № 075-15-2021-1051).

БЛАГОДАРНОСТИ

Авторы выражают благодарность инженеру коллекции ACSSI Р. Л. Бакулиной за помощь в культуральной работе.

КОНФЛИКТ ИНТЕРЕСОВ

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

СОБЛЮДЕНИЕ ЭТИЧЕСКИХ СТАНДАРТОВ

Настоящая статья не содержит результатов каких-либо исследований с использованием животных в качестве объектов.

ДОПОЛНИТЕЛЬНЫЕ МАТЕРИАЛЫ

 

×

About the authors

Yu. А. Tukhtaboeva

Namangan State University

Email: temraleeva.anna@gmail.com
Uzbekistan, Namangan

Е. S. Krivina

Pushchino Scientific Center for Biological Research, Russian Academy of Sciences

Email: temraleeva.anna@gmail.com

All-Russian Collection of Microorganisms (VKM), Skryabin Institute of Biochemistry and Physiology of Microorganisms

Russian Federation, Pushchino

V. V. Red’kina

Pushchino Scientific Center for Biological Research, Russian Academy of Sciences

Email: temraleeva.anna@gmail.com

All-Russian Collection of Microorganisms (VKM), Skryabin Institute of Biochemistry and Physiology of Microorganisms

Russian Federation, Pushchino

А. D. Temraleeva

Pushchino Scientific Center for Biological Research, Russian Academy of Sciences

Author for correspondence.
Email: temraleeva.anna@gmail.com

All-Russian Collection of Microorganisms (VKM), Skryabin Institute of Biochemistry and Physiology of Microorganisms

Russian Federation, Pushchino

References

  1. Андреева В. М. Почвенные и аэрофильные зеленые водоросли (Chlorophyta: Tetrasporales, Chlorococcales, Chlorosarcinales). СПб.: Наука, 1998. 351 с.
  2. Бут И. П. Почвенные водоросли некоторые районов Сурхандарийской области // Узбекский биологические журнал. 1959. № 2. С. 26–38.
  3. Дубовик И. Е. Влияние овражной эрозии на развитие водорослей в лесостепных почвах Предуралья // Почвоведение. 2004. № 4. С. 474–479.
  4. Dubovik I. E. The effect of gully erosion on the diversity of algae in forest-steppe soils of the cis-Ural region // Euras. Soil Sci. 2004. V. 37. P. 409‒414.
  5. Дубовик И. Е. Водоросли эродированных почв и альгологическая оценка почвозащитных мероприятий. Уфа: Изд-во Башкирского ун-та, 1995. 154 с.
  6. Киселев Е. И. Материалы к изучению микрофлоры рисовых полей окрестностей г. Самарканда // Журнал Русского ботанического общества. 1931. Т. 6. № 4. C. 20–22.
  7. Музафаров А. М. Флора водорослей водоемов Средней Азии. Ташкент: Изд-во “Наука” Узбекской ССР, 1965. 569 с.
  8. Мусаев К. Ю. Водоросли орошаемых земель и их значение для плодородия почв. Ташкент: Изд-во Академии Наук Узбекской ССР, 1960. 211 c.
  9. Мухамедиев А. М. Материалы к гидробиологии рисовых полей Ферганской долины // Ученые записки Ферган. пед. института. Сер. Биол. 1960. № 6. C. 3–75.
  10. Темралеева А. Д., Минчева Е. В., Букин Ю. С., Андреева А. М. Современные методы выделения, культивирования и идентификации зеленых водорослей (Chlorophyta). Кострома: Костромской печатный дом, 2014. 215 с.
  11. Троицкая Е. К. Водоросли основных почв юго-Западных Кызылкумов. Автореф. дис. … канд. биол. наук. Ташкент, 1961. 19 с.
  12. Тухтабоева Ю. А., Редькина В. В., Темралеева А. Д. Stichococcus-подобные микроводоросли (Trebouxiophyceae, Chlorophyta) в эродированных почвах Ферганской долины // Узбекский биологический журнал. 2023. № 4 (в печати).
  13. Умарова Ш. У. Водоросли хлопковых полей и влияние некоторых агротехнических факторов на развитие и распространение. Автореф. дис. … канд. биол. наук. Ташкент, 1964. 25 с.
  14. ФАО ООН. Европейская комиссия по сельскому хозяйству. 2015 // Продовольственная и сельскохозяйственная организация ООН. URL: https://www.fao.org/3/mo297r/mo297r.pdf (дата обращения: 24.11.2023).
  15. Büdel B., Darienko T., Deutschewitz K., Dojani S., Friedl T., Mohr K. I., Salisch M., Reisser W., Weber B. Southern African biological soil crusts are ubiquitous and highly diverse in drylands, being restricted by rainfall frequency // Microb. Ecol. 2009. V. 57. P. 229–247. https://doi.org/10.1007/s00248-008-9449-9
  16. Caisová L., Marin B., Melkonian M. A consensus secondary structure of ITS2 in the Chlorophyta identified by phylogenetic reconstruction // Protist. 2013. V. 164. P. 482–496. https://doi.org/10.1016/j.protis.2013.04.005
  17. Cardon Z. G., Gray D. W., Lewis L. A. The green algal underground: evolutionary secrets of desert cells // BioScience. 2008. V. 58. P. 114–122. https://doi.org/10.1641/B580206
  18. Castillo-Monroy A., Maestre F., Delgado-Baquerizo M., Gallardo A. Biological soil crusts modulate nitrogen availability in semi-arid ecosystems: insights from a Mediterranean grassland // Plant Soil. 2010. V. 333. P. 21–34. https://doi.org/10.1007/s11104-009-0276-7
  19. Chekanov K. Diversity and distribution of carotenogenic algae in Europe: a review // Mar. Drugs. 2023. V. 21. Art. 108. https://doi.org/10.3390/md21020108
  20. Coleman A. W. Is there a molecular key to the level of “biological species” in eukaryotes? A DNA guide // Mol. Phylogenet. Evol. 2009. V. 50. P. 197–203. https://doi.org/10.1016/j.ympev.2008.10.008
  21. Costa O. Y.A., Raaijmakers J. M., Kuramae E. E. Microbial extracellular polymeric substances: ecological function and impact on soil aggregation // Front. Microbiol. 2018. V. 9. Art. 1636. https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.01636
  22. Ettl H., Gärtner G. Syllabus der Boden-, Luft- und Flechtenalgen. Stuttgart: Gustav Fischer, 1995. 721 p.
  23. Evans R. D., Johansen J. R. Microbiotic crusts and ecosystem processes // Crit. Rev. Plant Sci. 1999. V. 18. P. 183–225. https://doi.org/10.1080/07352689991309199
  24. Fischer T., Subbotina M. Climatic and soil texture threshold values for cryptogamic cover development: a meta analysis // Biologia (Bratisl.). 2014. V. 69. P. 1520–1530. https://doi.org/10.2478/s11756-014-0464-7
  25. Fucíková K., Lewis L. A. Intersection of Chlorella, Muriella and Bracteacoccus: resurrecting the genus Chromochloris Kol et Chodat (Chlorophyceae, Chlorophyta) // Fottea. 2012. V. 12. P. 83–93. https://doi.org/10.5507/fot.2012.007
  26. Fucíková K., Rada J. C., Lewis L. A. The tangled taxonomic history of Dictyococcus, Bracteacoccus and Pseudomuriella Chlorophyceae, Chlorophyta) and their distinction based on a phylogenetic perspective // Phycologia. 2011. V. 50. № 4. P. 422‒429. https://doi.org/10.2216/10-69.1
  27. Glaser K., Baumann K., Leinweber P., Mikhailyuk T. Karsten U. Algal richness in BSCs in forests under different management intensity with some implications for P cycling // Biogeosciences. 2018. V. 15. P. 4181–4192. https://doi.org/10.5194/bg-15-4181-2018
  28. Guiry M. D., Guiry G. M. AlgaeBase. World-wide electronic publication, National University of Ireland, Galway, 2023. http://www.algaebase.org
  29. Hartmann A., Glaser K., Holzinger A., Ganzera M., Karsten U. Klebsormidin A and B, two new UV-sunscreen compounds in green microalgal Interfilum and Klebsormidium species (Streptophyta) from terrestrial habitats // Front. Microbiol. 2020 V. 11. Art. 499. https://doi.org/10.3389/fmicb.2020.00499
  30. Holzinger A., Kaplan F., Blaas K., Zechmann B., Komsic-Buchmann K., Becker B. Transcriptomics of desiccation tolerance in the streptophyte green alga Klebsormidium reveal a land plant-like defense reaction // PLoS One. 2014. V. 9. Art. e110630. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0110630
  31. Johnson J. L., Fawley M. W., Fawley K. P. The diversity of Scenedesmus and Desmodesmus (Chlorophyceae) in Itasa State Park, Minnesota, USA // Phycologia. 2007. V. 46. P. 214–229. https://doi.org/10.2216/05-69.1
  32. Karsten U., Friedl T., Schumann R., Hoyer K., Lembcke S. Mycosporine‐like amino acids and phylogenies in green algae: Prasiola and its relatives from the Trebouxiophyceae (Chlorophyta) // J. Phycol. 2005. V. 41. P. 557‒566. https://doi.org/10.1111/j.1529-8817.2005.00081.x
  33. Karsten U., Herburger K., Holzinger A. Living in biological soil crust communities of African deserts ‒ Physiological 20 traits of green algal Klebsormidium species (Streptophyta) to cope with desiccation, light and temperature gradients // J. Plant Physiol. 2016. V. 194. P. 2–12. https://doi.org/10.1016/j.jplph.2015.09.002
  34. Kitzing C., Pröschold T., Karsten U. UV-induced effects on growth, photosynthetic performance and sunscreen contents in different populations of the green alga Klebsormidium fluitans (Streptophyta) from alpine soil crusts // Microb. Ecol. 2014. V. 67. P. 327‒340. https://doi.org/10.1007/s00248-013-0317-x
  35. Krivina E. S., Bobrovnikova L. A., Temraleeva A. D., Markelova A. G., Gabrielyan D. A., Sinetova M. A. Description of Neochlorella semenenkoi gen. et sp. nov. (Chlorophyta, Trrebouxiophyceae), a novel Chlorella-like alga with high biotechnological potential // Diversity. 2023. V. 15. Art. 513. P. 1‒22. https://doi.org/10.3390/d15040513
  36. Langhans T. M., Storm C., Schwabe A. Community assembly of biological soil crusts of different successional stages in a temperate sand ecosystem, as assessed by direct determination and enrichment techniques // Microb. Ecol. 2009. V. 58. P. 394–407. https://doi.org/10.1007/s00248-009-9532-x
  37. Lu Q., Xiao Y., Lu Y. Employment of algae-based biological soil crust to control desertification for the sustainable development: a mini-review // Algal Res. 2022. V. 65. Art. 102747. https://doi.org/10.1016/j.algal.2022.102747
  38. Lukešová A. Soil algae in brown coal and lignite post-mining areas in Central Europe (Czech Republic and Germany) // Restor. Ecol. 2001. V. 9. P. 341–350. https://doi.org/10.1046/j.1526-100X.2001.94002.x
  39. Mamasoliev S. T. Soil algae of urban ecosystems (on the example of Andijan). Avtoreferat dis. Namangan, 2019. 25 p.
  40. McManus H.A., Lewis L. A. Molecular phylogenetic relationships in the freshwater family Hydrodictyaceae (Sphaeropleales, Chlorophyceae), with an emphasis on Pediatrum duplex // J. Phycol. 2011. V. 47. P. 152–163. https://doi.org/10.1111/j.1529-8817.2010.00940.x
  41. Metting B. The systematics and ecology of soil algae // Bot. Rev. 1981. V. 47. P. 195–312. https://doi.org/10.1007/BF02868854
  42. Mikhailyuk T., Glaser K., Holzinger A., Karsten U., Gabrielson P. Biodiversity of Klebsormidium (Streptophyta) from alpine biological soil crusts (Alps, Tyrol, Austria, and Italy) // J. Phycol. 2015. V. 51. P. 750–767. https://doi.org/10.1111/jpy.12316
  43. Mikhailyuk T., Glaser K., Tsarenko P., Demchenko E., Karsten U. Composition of biological soil crusts from sand dunes of the Baltic Sea coast in the context of an integrative approach to the taxonomy of microalgae and cyanobacteria // Eur. J. Phycol. 2019. V. 54. P. 263–290. https://doi.org/10.1080/09670262.2018.1557257
  44. Moewus L. Systematische Bestimmung einzelliger grüner Algen auf Grund von Kulturversuchen (Sphaerosorus composita, Oocystis marina und Pseudostichococcus monallantoides) // Botaniska Notiser. 1951. P. 287–318.
  45. Neustupa J., Eliás M., Sejnohová L. A taxonomic study of two Stichococcus species (Trebouxiophyceae, Chlorophyta) with a starch-enveloped pyrenoid // Nova Hedwigia. 2007. V. 84. P. 51–63. https://doi.org/10.1127/0029-5035/2007/0084-005
  46. Perera I., Subashchandrabose S. R., Venkateswarlu K., Naidu R., Megharaj M. Consortia of cyanobacteria/microalgae and bacteria in desert soils: an underexplored microbiota // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2018. V. 102. P. 7351–7363. https://doi.org/10.1007/s00253-018-9192-1
  47. Pluis J. L.A. Algal crust formation in the inland dune area, Laarder Wasmeer, the Netherlands // Vegetatio. 1994. V. 113. P. 41–51. https://doi.org/10.1007/BF00045462
  48. Pröschold T., Darienko T. The green puzzle Stichococcus (Trebouxiophyceae, Chlorophyta): New generic and species concept among this widely distributed genus // Phytotaxa. 2020. V. 441. P. 113–142. https://doi.org/10.11646/phytotaxa.441.2.2
  49. Rabiei A., Zomorodian S. M.A., O’Kelly B. C. Reducing the erodibility of sandy soils engineered by cyanobacteria inoculation: a laboratory investigation // Sustainability. 2023. V. 15. Art. 3811. https://doi.org/10.3390/su15043811
  50. Rindi F., Mikhailyuk T. I., Sluiman H. J., Friedl T., López-Bautista J. M. Phylogenetic relationships in Interfilum and Klebsormidium (Klebsormidiophyceae, Streptophyta) // Mol. Phylogenet. Evol. 2011. V. 58. P. 218–231. https://doi.org/10.1016/j.ympev.2010.11.030
  51. Rippin M., Borchhardt N., Williams L., Colesie C., Jung P., Büdel B., Karsten U., Becker B. Genus richness of microalgae and Cyanobacteria in biological soil crusts from Svalbard and Livingston Island: morphological versus molecular approaches // Polar Biol. 2018. V. 41. P. 909–923. https://doi.org/10.1007/s00300-018-2252-2
  52. Rybalka N., Blanke M., Tzvetkova A., Noll A., Roos C., Boy J., Boy D., Nimptsch D., Godoy R., Friedl T. Unrecognized diversity and distribution of soil algae from Maritime Antarctica (Fildes Peninsula, King George Island) // Front. Microbiol. 2023. V. 14. Art. 118747. https://doi.org/10.3389/fmicb.2023.1118747
  53. Samolov E., Mikhailyuk Y., Lukešová A., Glaser K. Büdel B., Karsten U. Usual alga from unusual habitats: biodiversity of Klebsormidium (Klebsormidiophyceae, Streptophyta) from the phylogenetic superclade G isolated from biological soil crusts // Mol. Phyl. Evol. 2019. V. 133. P. 236–255. https://doi.org/10.1016/j.ympev.2018.12.018
  54. Seitz S., Nebel M., Goebes P., Käppeler K., Schmidt K., Shi X., Song Z., Webber C. L., Weber B., Scholten T. Bryophyte-dominated biological soil crusts mitigate soil erosion in an early successional Chinese subtropical forest // Biogeosci. 2017. V. 14. P. 5775–5788. https://doi.org/10.5194/bg-14-5775-2017
  55. Sommer V., Karsten U., Glaser K. Halophilic algal communities in biological soil crusts isolated from potash tailings pile areas // Front. Ecol. Evol. 2020. V. 8. Art. 46. https://doi.org/10.3389/fevo.2020.00046
  56. Van A. T., Glaser K. Pseudostichococcus stands out from its siblings due to high salinity and desiccation tolerance // Phycology. 2022. V. 2. P. 108–119. https://doi.org/10.3390/phycology2010007
  57. Xiao R., Zheng Y. Overview of microalgal extracellular polymeric substances (EPS) and their applications // Biotechnol. Adv. 2016. V. 34. P. 1225–1244. https://doi.org/10.1016/j.biotechadv.2016.08.004

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Fig. 1. Photographs of the sampling sites for soil and algological samples and a map of the study areas of eroded soils in the northern part of the Fergana Valley indicating the sampling points.

Download (471KB)
Indexing metadata
3. Fig. 2. Photographs of microalgae strains isolated from eroded soils of the Fergana Valley: a – Klebsormidium sp. ACSSI 436; b – Chlorosarcinopsis sp. ACSSI 445, the inset shows zoospores, the arrow points to the mucus; c – Tetratostichococcus sp. ACSSI 446; d – Chlorella vulgaris ACSSI 441; d – Pseudostichococcus monallantoides ACSSI 438, arrows point to oil droplets; f ‒ P. monallantoides ACSSI 439; g – Chromochloris zofingiensis ACSSI 437; h – Pseudomuriella schumacherensis ACSSI 444; i – Deuterostichococcus epilithicus ACSSI 440; k – Bracteacoccus sp. ACSSI 443. Scale mark ‒ 10 µm.

Download (501KB)
Indexing metadata
4. Fig. 3. Rooted phylogenetic tree of charophyte microalgae of the genus Klebsormidium constructed by the Bayesian method based on the sequences of the plastid gene rbcL (1255 nt). SH-aLRT/BP/PP values ​​are given as statistical support for tree nodes. SH-aLRT and BP values ​​less than 70% and PP less than 0.7 are not given. Nucleotide substitution model: TIM2 + F + I + G4. Designations: * ‒ authentic strains; (T) – type species.

Download (580KB)
Indexing metadata
5. Fig. 4. Rooted phylogenetic tree of the studied green microalgae of the genus Chlorosarcinopsis, constructed by the Bayesian method based on the sequences of the internal transcribed spacer ITS2 (284 nt). SH-aLRT/BP/PP values ​​are indicated as statistical support for tree nodes. SH-aLRT and BP values ​​less than 70% and PP less than 0.7 are not indicated. Nucleotide substitution model: TIM2e + G4. Designations: * ‒ authentic strains.

Download (541KB)
Indexing metadata
6. Fig. 5. Rooted phylogenetic tree of green microalgae Stichococcus-clade constructed by the Bayesian method based on the sequences of the internal transcribed spacer ITS2 (375 nt). SH-aLRT/BP/PP values ​​are given as statistical support for tree nodes. SH-aLRT and BP values ​​less than 70% and PP less than 0.7 are not given. Nucleotide substitution model: HKY + F+ G4. Designations: * ‒ authentic strains; (T) – type species.

Download (439KB)
Indexing metadata
7. Fig. 6. Rooted phylogenetic tree of green microalgae of the Chlorella clade constructed by the Bayesian method based on the sequences of the internal transcribed spacer ITS2 (287 nt). SH-aLRT/BP/PP values ​​are given as statistical support for tree nodes. SH-aLRT and BP values ​​less than 70% and PP less than 0.7 are not given. Nucleotide substitution model: TIM2 + F + I + G4. Designations: * ‒ authentic strains; (T) – type species.

Download (793KB)
Indexing metadata
8. Fig. 7. Rooted phylogenetic trees of green microalgae of the genera Chromochloris (a) and Pseudomuriella (b) constructed by the Bayesian method based on the sequences of the internal transcribed spacer ITS2 (321 and 280 nt, respectively). SH-aLRT/BP/PP values ​​are given as statistical support for tree nodes. SH-aLRT and BP values ​​less than 70% and PP less than 0.7 are not given. The nucleotide substitution model is TIM2 + G4 and TNe + G4, respectively. Designations: * ‒ authentic strains; (T) – type species.

Download (432KB)
Indexing metadata
9. Fig. 8. Rooted phylogenetic tree of green microalgae of the genus Bracteacoccus constructed by the Bayesian method based on the sequences of the internal transcribed spacer ITS2 (347 nt). SH-aLRT/BP/PP values ​​are given as statistical support for tree nodes. SH-aLRT and BP values ​​less than 70% and PP less than 0.7 are not given. Nucleotide substitution model: GTR + F + G4. Designations: * ‒ authentic strains; (T) – type species.

Download (552KB)
Indexing metadata
10. Additional materials

Download (295KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2024 Russian Academy of Sciences

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».