Характеристика северо-западной и северокавказской популяций Puccinia striiformis f. sp. tritici по вирулентности и микросателлитным локусам в 2022 году

Полный текст

ВВЕДЕНИЕ

Желтая ржавчина (возбудитель – Puccinia striiformis West. f. sp. tritici Erikss. et Henn., Pst) – потенциально опасное заболевание пшеницы. До недавнего времени заболевание имело региональное значение в зонах с умеренным климатом. Эпифитотийное развитие желтой ржавчины наблюдали в годы с прохладной температурой и высокой влажностью воздуха в период вегетации пшеницы. С 2000-х гг. отмечается расширение ареала вредоносности патогена и адаптация к высоким температурам. Эпифитотии болезни регулярно отмечаются в странах Зап. Европы, Сев. и Ю. Америки, Австралии, Африки, Средней и Вост. Азии (Hovmøller et al., 2011; Sharma-Poudyal et al., 2013; Kokhmetova et al., 2020). Потери урожая варьируют от 10 до 70% (Chen, 2005; Zhou et al., 2022). Частично это обусловлено появлением новых групп рас, адаптированных к высоким температурам (PstS1 и PstS2). Впервые раса PstS1 была зарегистрирована в Восточной Африке в середине 1970-х гг. Раса PstS2 является сестринской линей расы PstS2. Вирулентность обеих групп рас сходна. PstS1 высоко представлена в Сев. Америке и Австралии, PstS2 – в Азии и Сев. Африке (Walter et al., 2016; Hovmøller et al., 2018). В западноевропейских популяциях PstS2 появилась в 2000-х гг., но не получила широкого распространения (Hovmøller et al., 2018, 2020). Высокий эволюционный потенциал и адаптация патогена обуславливают появление новых агрессивных Pst рас. Высокая миграционная способность патогена предопределяет их массовое распространение и занос в регионы, где заболевание ранее отсутствовало (Ali et al., 2014).

Повсеместное нарастание вредоносности желтой ржавчины на посевах пшеницы обусловило проведение глобальных популяционных исследований Pst. Комплексное изучение образцов Pst со всего мира проводится в Дании в Global Rust Reference Center (GRRC) (https://agro.au.dk/forskning/internationale-platforme/wheatrust). Локальные исследования организованы в странах, где заболевание представляет экономическую значимость (США, Китай, Франция, Ю. Африка, Австралия и др.) (Wellings, 2007; Hovmøller et all., 2011; Sharma-Poudyal et al., 2013; Chen et al., 2014; Wan et al., 2017; Liu et al., 2021; Malysheva et al., 2022).

Для ржавчинных грибов – облигатных паразитов – наиболее доступным и информативным фенотипическим признаком является вирулентность к специально подобранным сортам и изогенным линиям (Mikhaylova, 2006). Такие наборы подобраны для изучения всех видов возбудителей ржавчины пшеницы, включая Pst. В отличие от P. triticina Erikss. и P. graminis Pers. лабораторный анализ возбудителя желтой ржавчины осложнен быстрой потерей жизнеспособности спор на сухих листьях пшеницы, что вызывает проблему при размножении патогена. Этот фактор лимитирует лабораторные фитопатологические исследования Pst во всем мире (Amil et al., 2020; https://agro.au.dk/forskning/internationale-platforme/wheatrust/).

В связи с этим в исследования возбудителя желтой ржавчины стали широко привлекать молекулярные методы. Микросателлитный анализ (simple sequence repeats, SSRs) получил наибольшее практическое использование (Enjalbert et al., 2002). Международный набор, включающий 20 SSR-маркеров, применяют при глобальном скрининге патогена в GRRC и европейских странах (Amil et al., 2020; Ali et al., 2017а). Дополнительные SSR-маркеры используют в региональных исследованиях Pst популяций в США, Китае и Ю. Африке. (Bailey et al., 2013; Chen et al. 2009; Cheng et al., 2012, 2016; Liu et al., 2021; Luo et al. 2015; Visser et al. 2015). Чтобы исключить этап размножения спор и увеличить объем анализируемого материала (монопустульных изолятов), предложен метод экстракции ДНК из отдельных урединиопустул на листьях пшеницы, собранных в полевых условиях (Ali et al., 2011, 2017а).

В России, как и других странах мира, отмечается нарастание ареала вредоносности Pst (Zeleneva et al., 2022; Ivanova et al., 2019; Kokhmetova et al., 2023). Это предопределило проведение региональных исследований популяций патогена (Gultyaeva et al., 2022). В 2019–2021 гг. нами впервые охарактеризована вирулентность Pst коллекций, собранных в шести агроэкологических регионах РФ: Северо-Кавказском, Северо-Западном, Нижневолжском, Волго-Вятском, Центрально-Черноземном и Западно-Сибирском. Показано высокое фенотипическое (расовое) разнообразие патогена во всех российских регионах. Общие расы выявлены в географически отдаленных европейских и азиатских популяциях, что указывает на миграцию патогена на данной территории. С использованием SCAR-маркеров в северо-западной популяции в 2020 и в 2022 гг. и в дагестанской в 2022 г. выявлены изоляты, относящиеся к расе PstS2 (Shaydayuk, Gultyaeva, 2023; Gultyaeva et al., 2023). Эти расы адаптированы к высоким температурам и характеризуются высоким уровнем изменчивости (Amil et al., 2020). Перманентный мониторинг с использованием традиционного анализа вирулентности и привлечением молекулярных маркеров является актуальным для оценки изменчивости региональных популяций Pst.

В 2022 г. высокое развитие желтая ржавчины отмечали на селекционных и производственных посевах пшеницы в Северо-Кавказском и Северо-Западном регионах РФ. Цель данной работы – характеристика вирулентности и молекулярного полиморфизма популяций Pst в этих регионах и оценка многолетней динамики их изменчивости.

МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ

Инфекционный материал (листья пшеницы с урединиопустулами Pst) получили из Северо-Кавказского (СК) и Северо-Западного (СЗ) регионов России. На Сев. Кавказе материал был собран в 2022 г. с коллекционных посевов пшеницы (Дагестанская опытная станция ВИР, Дербентский район; Национальный центр зерна им. П.П. Лукьяненко, Краснодарский край) и производственных полей (Калмыкия, Краснодарский край). На Северо-Западе инфекционный материал собран с производственных полей, коллекционных посевов НИИ и Государственных сортоучастков в двух районах Ленинградской области (Ломоносовский и Гатчинский).

Анализ вирулентности. Для возобновления спороношения патогена использовали метод отрезков листьев, помещенных в р-р бензимидазола (Mikhailova et al., 1998; Gultyaeva, Solodukhina, 2008). Кусочки листьев пшеницы с отдельными урединиопустулами раскладывали в чашки Петри и прикрывали ватным валиком, смоченном в р-ре бензимидазола (0.004%). Чашки помещали в холодильник на 2–3 дня при температуре 3–5 градусов для стимулирования спороношения патогена. Размножение изолятов проводили методом микрокамер. Отрезки листьев с отдельными урединиопустулами закрепляли с помощью пищевой пленки на листьях 10–12-дневных растений восприимчивого сорта пшеницы и помещали в темную камеру с температурой 10°C и влажностью 100%. Через сутки микрокамеры снимали, и растения переносили в климатическую камеру Versatile Environmental Test Chamber MLR-352H со следующими параметрами: 16 ч – день (освещение 15000–20000 люкс, температура 16°C, влажность 80%) и 8 ч – ночь (температура 10°C, влажность 70%). Сбор спор проводили на 16–18-й день и далее через 5 дней (до момента усыхания листьев пшеницы). Для проведения анализа вирулентности споры монопустульных изолятов суспензировали в малотоксичной для растений жидкости NOVEC7100 для лучшего их прилипания к листовой поверхности (концентрация 10⁶ спор/мл) и с помощью аэрографа опрыскивали 10–12-дневные растения дифференциаторов. Дальнейшее инкубирование зараженных наборов проводили при вышеописанных условиях.

При анализе вирулентности использовали 14 почти изогенных линий сорта Avocet и 15 сортов-дифференциаторов (табл. 1) (Hovmøller et al., 2017). Тип реакции определяли по шкале G. Gassner и W. Straib (1926). Растения с баллами 0–2 относили к устойчивым, а 3, 4 и Х – к восприимчивым.

 

Таблица 1. Частоты вирулентности Puccinia striiformis на Сев. Кавказе и Северо-Западе России (2022 г.)

Yr-гены	Линия, сорт пшеницы	Частота вирулентных изолятов P. striiformis (%)
		СК_Д	СК_Кр	СК_К	Всего СК	Ленинградская обл.
Yr1	Yr1/6*Avocet S	41.4	100	20	52.3	13.3
Yr5	Yr5/6*Avocet S	0	0	0	0	0
Yr6	Yr6/6*Avocet S	100	100	100	100	100
Yr7	Yr7/6*Avocet S	27.6	0	0	18.2	13.3
Yr8	Yr8/6*Avocet S	100	100	100	100	100
Yr9	Yr9/6*Avocet S	86.2	100	100	90.9	93.3
Yr10	Yr10/6*Avocet S	0	0	0	0	0
Yr15	Yr15/6*Avocet S	0	0	0	0	0
Yr17	Yr17/6*Avocet S	13.8	10	0	11.4	13.3
Yr18	Yr18/6*Avocet S	100	100	100	100	100
Yr24	Yr24/6*Avocet S	0	0	0	0	0
Yr26	Yr26/6*Avocet S	0	0	0	0	0
YrSp	YrSP/6*Avocet S	17.2	0	0	11.4	6.7
Yr27	Yr27/6*Avocet S	100	100	100	100	46.7
Yr1	Chinese 166	41.4	100	20	52.3	13.3
Yr7, Yr+	Lee	100	100	100	100	100
Yr6, Yr2	Heines Kolben	100	100	100	100	100
Yr3, Yr+	Vilmorin 23	31	70	100	54.5	73.3
Yr10, YrMor	Moro	0	0	0	0	0
YrSD, Yr+	Strubes Dickkopf	48.3	70	100	65.9	33.3
YrSu, Yr+	Suwon 92/Omar	93.1	100	100	95.5	100
Yr4, Yr+	Hybrid 46	79.3	100	100	86.4	33.3
Yr7, Yr+	Reichersberg 42	79.3	100	100	86.4	73.3
Yr6, Yr+	Heines Peko	79.3	100	100	81.8	80
Yr3, YrND, Yr+	Nord Desprez	0	0	0	0	0
Yr8, Yr19	Compare	65.5	70	80	68.2	73.3
Yr32, Yr+	Carstens V	72.4	100	100	81.8	40
YrSP, Yr+	Spaldings Prolific	13.8	0	0	9.1	6.7
Yr2, Yr+	Heines VII	62.1	100	100	75	66.7
Восприимчивый контроль	Jupateco S, Avocet S	100	100	100	100	100
Число изолятов		29	10	5	44	30

Примечание. СК – Северный Кавказ; Д – Дагестан; Кр – Краснодарский край; К – Калмыкия. Yr+ сорта имеют дополнительные неидентифицированные Yr-гены.

 

Всего изучили 74 монопустульных изолята Pst, в том числе 29 дагестанских, 10 краснодарских, 5 калмыкских, 30 северо-западных. Для SSR-анализа использовали все северокавказские изоляты и 23 северо-западных.

SSR-анализ. Выделение ДНК из спорового материала гриба выполнено по методике, описанной А. Justesen и соавторами (2002). Для получения ДНК-экстрактов использовали 5 мг спор каждого изолята Pst. Деструкцию спор проводили в гомогенизаторе FastPrep®-24 (MP Biomedicals). В пробирки со спорами добавляли 5 мг стеклянных шариков (Sigma, Glass beads, acid-washed, 71–1.180 мкм) и гомогенизировали 1 мин (6.5 об./мин). При SSR-анализе использовали 20 микросателлитных маркеров, подобранных в GRRC (Ali et al., 2017). Прямые праймеры данных маркеров были помечены флуоресцентными красителями FAM, TAMRA, HEX и ROX. ПЦР проводили в амплификаторе С1000 BioRad при следующих условиях: 95°C – 3 мин., (95°C – 30 с, 57°C – 90 с, 72°C – 30 с) – 35 циклов, 72°C – 5 мин. Реакционная смесь (10 µL) содержала 1× Buffer (166mM (NH₄)₂SO₄; 670 mM Tris-HCL (pH 8.8 at 25°C); 0.1% Tween-20), 1.5 мМ MgCl₂, 200 мМ dNTP (dCTP, dGTP, dGTP, dATP), 0.7–1 мМ каждого праймера, 1U BioTaq полимеразы (5 U/µL; Диалат, http://dialat.ru) и 5–10 нг геномной ДНК. Перед постановкой SSR анализа 5 мкл ПЦР продукта анализировали в агарозном геле для определения концентрации. Проба для микросателлитного анализа включала 1 мкл маркера длины (внутренний стандарт S450); 8 мкл формамида и 1 мкл ПЦР-продукта. Генетический анализатор ABI Prism 3500XL (Applied Biosystems) использован для разделения аллелей. Размер аллелей определяли с использованием пакета программ Strand Analysis Software (https://vgl.ucdavis.edu/STRand).

Статистический анализ данных. Статистическую обработку результатов проводили в пакетах программ VAT (Virulence Analysis Tool) (Kosman et al., 2008; Schachtel et al., 2012) и GenAlex (Genetic Analysis in Excel 6.5 (Peakall et al., 2012). VAT использовали для обработки результатов анализа вирулентности. Определяли частоты вирулентности, фенотипы (расы) и их представленность, среднее число аллелей вирулентности в каждой популяции и индексы внутрипопуляционного разнообразия (Нея, Hs; Шеннона, Sh; Космана, Kw). Параметры изменчивости популяций по микросателлитным локусам оценивали в пакете программ GenAlex. Определяли мультилокусные (молекулярные) генотипы (MGs), представленность MGs, число аллелей на локус (Na), число эффективных аллелей (Ne), ожидаемая (H_E) и наблюдаемая (Ho) гетерозиготность, коэффициент инбридинга (Fis) и индекс Шеннона (I). Отклонения фактических частот генотипов от теоретически ожидаемых из соотношения Харди – Вайнберга оценивали с помощью критерия χ² (Chi-Square Tests for Hardy-Weinberg Equilibrium). Генетическая дифференциация между популяциями по вирулентности и микросателлитным локусам выполнена по индексу Fst, вычисленному с помощью алгоритма AMOVA. Тест Мантеля использован для сравнения результатов микросателлитного анализа и вирулентности.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Анализ вирулентности

Частоты вирулентности Рst к AvNIL и сортам-дифференциаторам показаны в табл. 1. Изоляты, вирулентные к линиям с генами Yr5, Yr10, Yr15, Yr24, Yr26 и сортам Moro (Yr10, YrMor) и Nord Desprez (Yr3, YrND, Yr+), не выявлены. Устойчивые линии и сорта могут быть рекомендованы для селекции пшеницы на устойчивость к желтой ржавчине в России. В дагестанской и краснодарской популяциях впервые отмечены изоляты, вирулентные к линии Avocet c геном Yr17. В северо-западной популяции они имели умеренную встречаемость (13.3%), как и в предыдущие годы (Gultyaeva et al., 2022). Сорта с геном Yr17 возделываются в Центральном, Центрально-Черноземном и Северо-Кавказском регионах (Морозко, Сварог, Маркиз, Гомер, Приз, Раздолье, Немчиновская 25, Токката, Одета, Гаренда) (Gultyaeva, Shaydayuk, 2023). Большинство из них устойчивы к желтой ржавчине (https://gossortrf.ru/publication/reestry.php). Расширение зоны вирулентности к Yr17 указывает на возможную потерю эффективности этого гена в России.

Стабильно высокие частоты вирулентности отмечены на линиях AvNIL с генами Yr6, Yr8, Yr9, Yr18, Yr27 и сортах-дифференциаторах Lee, Heines Kolben, Suwon 92/Omar, Hybrid 46, Heines VII, Heines Peko, Reichersberg 42, Compare, Сarstens V в 2019–2022 гг. Существенное варьирование наблюдали на линиях и сортах с генами Yr1, Yr3, Yr7 и YrSp. Вирулентность к Yr1 в 2022 г. осталась без изменений в дагестанской и краснодарской популяциях (42 и 41.4%; 95 и 100%; 2019–2021 гг. и 2022 г. соответственно), но снизилась в северо-западной популяции (55 и 13.3%). В дагестанской популяции в 2022 г. отмечено существенное снижение частоты вирулентности к сорту Vilmorin 23 (Yr3) (69 и 24.1%). В северокавказских Pst коллекциях они остались стабильно высокими. В обоих регионах отмечено снижение частот изолятов, вирулентных к линиям AvYr7 (СК: 76 и 18.2%; СЗ: 95 и 13.3%) и AvYrSp (СК: 69 и 9.1%; СЗ: 29 и 6.7%).

Показатели внутрипопуляционного разнообразия изученных популяций по признаку вирулентности представлены в табл. 2. 28 фенотипов (рас) определено в региональных коллекциях изолятов. Наибольшее число фенотипов (15) выявлено в дагестанской популяции. Частота доминирующего фенотипа составила 14%. 11 фенотипов встречались с частотой 7%. Три фенотипа были единичными (один фенотип – один изолят). В северо-западной популяции выявлено 11 фенотипов, среди них два были наиболее представленными (27 и 13%). Другие девять фенотипов встречались с частотой 7%. В краснодарской Pst коллекции определено три фенотипа (частота 70, 20 и 10%), в калмыцкой – два (частота 80 и 20%). Один общий фенотип выявлен в дагестанской, краснодарской и калмыцкой популяциях. Оценили генетическое родство между фенотипами (опция Genetic distance, GenAlex). На многомерной диаграмме (рис. 1) большинство из них сгруппировались в один кластер, за исключением трех дагестанских фенотипов с наименьшим числом аллелей вирулентности.

 

Таблица 2. Показатели внутрипопуляционного генетического разнообразия популяций Puccinia striiformis по признаку вирулентности и микросателлитным локусам в 2022 г.

Показатель	Д	К	Кр	СЗ
Анализ вирулентности
Число изолятов	29	5	10	30
Число фенотипов Частота доминантного фенотипа, %	15 14	2 80	2 70	11 27
Среднее число аллелей вирулентности	14.5	16.2	17.8	12.8
Индексы внутрипопуляционного генетического разнообразия:
Индекс Нея, Hs	0.21	0.03	0.02	0.18
Индекс Шеннона, Sh	0.79	0.31	0.35	0.66
Индекс Космана, Kw	0.29	0.04	0.03	0.26
Доминирующие фенотипы и их представленность (%)
№ 1	7	20	30	0
№ 2	0	0	70	0
SSR-анализ
Число изолятов	29	5	10	30
Число мультилокусных генотипов (MG)	11	1	3	11
Частота доминантного MG	27	100	40	17
Среднее число аллелей на локус (Na)	1.6	1.4	1.6	1.6
Число эффективных аллелей (Ne)	1.4	1.4	1.4	1.4
Наблюдаемая гетерозиготность (Но)	0.34	0.34	0.37	0.32
Ожидаемая гетерозиготность (Не)	0.18	0.2	0.24	0.21
Коэффициент инбридинга (Fis)	–0.41	–0.41	–0.52	–0.42
Процент полиморфных локусов	61	35	57	61
Доминирующие MG и их представленность (%):
MG_1	7	0	30	9
MG_2	14	100	0	9
MG_3	7	0	40	0
MG_4	3	0	30	0
MG_5	28	0	0	0
MG_6	0	0	0	17

Примечание. СК – Северный Кавказ; Д – Дагестан; Кр – Краснодарский край; К – Калмыкия.

 

Рис. 1. Генетические расстояния между фенотипами вирулентности Puccinia striiformis в 2022 г. (индекс Fst): Д – Дагестан; Кр – Краснодар; К – Калмыкия; СЗ – Северо-Западный регион (Ленинградская обл.). Жирным шрифтом выделен фенотип вирулентности, отмеченный в нескольких популяциях

 

Изученная коллекция изолятов характеризовалась высоким внутрипопуляционным разнообразием по признаку вирулентности (индексы Hs, Sh, Kw) (табл. 2), что согласуется с результатами предыдущих лет исследований (Gultyaeva et al., 2022). Согласно индексу Fst высоким сходством характеризовались дагестанская и калмыцкая Pst коллекции (Fst = 0.06, Р = 0.08); другие умеренно отличались от них. Многолетняя динамика изменчивости региональных Pst популяций в 2019–2022 гг. представлена на диаграмме (рис. 2). Высоким сходством характеризовались все образцы популяций в 2019 и 2020 гг. Северо-западные и дагестанские популяции в 2021 и 2022 гг. незначительно отличались от них. Краснодарские и калмыцкие популяции в 2022 г. выделились в отдельные группы, которые различались между собой и отличались от основной группы. Многолетние результаты анализа вирулентности указывают на высокую изменчивость структуры Pst популяций в России.

 

Рис. 2. Генетические расстояния между региональными коллекциями Puccinia striiformis в 2019–2022 гг. по признаку вирулентности (индекс Fst): Д – Дагестан; Кр – Краснодар; К – Калмыкия; СЗ – Северо-Западный регион (Ленинградская обл.)

 

SSR-анализ

Для генотипирования Pst изолятов использовали 20 микросателлитных маркеров (Ali et al., 2017). Шесть локусов (RYN3, RYN9, RYN12, WU6, RJO21, RJO24) оказались мономорфными. Для маркеров RYN3, RYN9, RYN12, WU6 наши результаты согласуются с полученными в других странах, где также определена их низкая дифференцирующая способность (Amil et al., 2020). По три аллеля определено в локусах RYN13 и RJO27 и по два – в остальных изученных (табл. 2). Значительные отклонения от равновесия Харди – Вайнберга отмечены для большинства локусов (табл. 2). Наблюдаемая гетерозиготность превышала ожидаемую, что для ржавчинных грибов указывает на клональное происхождение популяций.

Показатели полиморфизма по микросателлитным локусам для каждой из популяций представлены в табл. 2. Всего определено 20 мультилокусных генотипов (MGs). Дагестанская и северо-западная популяции были представлены одиннадцатью MGs, краснодарская – тремя MGs, калмыцкая – одним MG. Общие MGs обнаружены в дагестанской, краснодарской и северо-западной коллекциях (MG_1); в дагестанской, калмыцкой и северо-западной (MG_2); в дагестанской и краснодарской (MG_3, MG_4) выборках. Частота этих генотипов представлена в табл. 2. Молекулярное разнообразие изученных популяций было несколько ниже, чем по признаку вирулентности (табл. 2).

Оценили генетическое родство между мультилокусными генотипами (GenAlEx, опция Genetic Distance) (рис. 3). На многомерной диаграмме SSR-генотипы кластеризовались в четыре группы. Основная группа включала 80% MGs. Один дагестанский MG, два северо-западных MGs и MLG_3, общий для дагестанской и краснодарской коллекции, значимо отличались от основной группы и различались между собой.

 

Рис. 3. Генетические расстояния между молекулярными генотипами Puccinia striiformis в 2022 г. по SSR-анализу (индекс Fst). Происхождние: Д – Дагестан; Кр – Краснодар; К – Калмыкия; СЗ – Северо-Западный регион (Ленинградская обл.). Жирным шрифтом выделены молекулярные генотипы (MG), отмеченные в нескольких популяциях

 

Показатели внутрипопуляционного разнообразия по микросателлитным локусам (среднее число аллелей на локус и число полиморфных аллелей) были близкими во всех проанализированных Pst коллекциях (табл. 2). Наблюдаемая гетерозиготность была выше ожидаемой для отдельных популяций и для всей коллекции в целом (табл. 2, 3). Коэффициент инбридинга имел отрицательные значения, что подтверждает клональное происхождение популяций и отсутствие половой стадии на промежуточном растении-хозяине. Эти результаты согласуются с популяционными исследованиями возбудителей бурой и стеблевой ржавчины пшеницы в России (Gultyaeva et al., 2017; Skolotneva et al., 2023), а также желтой ржавчины в других странах (Amil et al., 2020; Ali et al., 2014).

 

Таблица 3. Характеристика SSR локусов при изучении российских популяций Puccinia striiformis (2022 г.)

SSR локус	Повтор (пн)	No аллелей	Размер аллелей (пн)	Гетерозиготностьa		Коэффициент инбридинга FISб	χ2в
				Но	Не
RYN2	2	2	170–172	0.12	0.11	–0.06	ns
RYN3	2	1	347	0	0
RYN4	2	2	260–262	0.28	0.24	–0.16	ns
RYN5	2	2	222–224	0.27	0.23	–0.15	ns
RYN6	3	2	316–319	0.91	0.5	–0.82	***
RYN8	3	2	308–311	0.94	0.5	–0.89	***
RYN9	2	1	337	0	0	#Н/Д
RYN10	3	2	226–229	0.79	0.5	–0.59	***
RYN11	2	2	175–177	0.78	0.47	–0.63	***
RYN12	3	1	198	0	0
RYN13	3	3	153–165	0.16	0.15	–0.09	ns
RYO3	2	2	204–206	1	0.5	–1	***
RJO4	2	2	206–208	0.13	0.15	0.11	ns
RYO18	3	2	334–340	0.94	0.5	–0.89	***
RJO20	3	2	287–290	0.34	0.28	–0.21	ns
RJO21	3	1	176	0	0
RJO24	3	1	287	0	0
RJO27	2	3	230–243	0.07	0.22	0.66	***
WU6	2	1	209	0	0
WU12	3	2	326–329	1	0.5	–1	***

Примечание.^aH₀ – наблюдаемая гетерозиготность; H_е – ожидаемая гетерозиготность;^бF_IS = (среднее значение H₀ – среднее значение H_е)/среднее значение Hе;^вЗначимость отклонений от равновесия Харди – Вайнберга согласно χ2; ns = незначительные; ***P < 0.001.

 

Наиболее представленные молекулярные генотипы MG_1 и MG_4 включали изоляты, относящиеся к трем фенотипам вирулентности; MG_2 – к шести фенотипам; MG_3 – к двум фенотипам; MG_5 – к четырем фенотипам. Изоляты, относящиеся к фенотипу вирулентности № 1, отмеченному во всех северокавказских Pst коллекциях, были представлены тремя молекулярными генотипами (MG_2, MG_4, MG_5). Широко распространенный в краснодарской популяции фенотип № 2 включал два молекулярных генотипа (MG_1, MG_3). Следует отметить, что дагестанские и северо-западные изоляты, ранее отнесенные к инвазивной группе PstS2 (Gultyaeva et al., 2023а, 2023b), относились к молекулярным генотипам MG_5 и MG_2 соответственно. Полученные данные указывают на отсутствие корреляции между фенотипами вирулентности и MGs. Аналогичные результаты получены при изучении популяций в Сирии, Ливане (Amil et al., 2020) и США (Liu et al.,2021).

Согласно индексу Fst, региональные коллекции умеренно различались между собой по микросателлитам, за исключением дагестанской и калмыцкой (Fst = 0.12, Р = 0.05), что согласуется с результатами анализа вирулентности. Тест Мантеля применили для сравнения результатов популяционных исследований Pst по вирулентности и микросателлитам (по индексу Fst). Умеренная корреляция выявлена между результатами двух анализов (r = 0.61). Это указывает на то, что оба анализа могут быть использованы для оценки генетического полиморфизма Pst. Полученные результаты согласуются с ранее проведенными исследованиями для возбудителя бурой ржавчины пшеницы (Gultyaeva et al., 2017).

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Охарактеризован полиморфизм по вирулентности и микросателлитным локусам у популяций Pst, собранных в Северо-Кавказском и Северо-Западном регионах в 2022 г. Показано высокое генетическое разнообразие региональных коллекций по обоим маркерам. Полиморфизм по вирулентности был несколько выше, чем в SSR-анализе, что согласуется с результатами популяционных исследований Pst в других странах (Ali et al., 2017b; Amil et al., 2020). Высокое генетическое разно-

образие возделываемых в разных регионах сортов пшеницы предопределяет высокую изменчивость патогена и оказывает существенное влияние на результаты анализа вирулентности. Микросателлитные маркеры селективно нейтральны, имеют кодоминантное наследование и высокую воспроизводимость результатов, в связи с чем, они могут служить дополнительным инструментом для комплексного анализа популяций. Применение их в глобальном скрининге в Global Rust Reference Center позволило уточнить центр происхождения патогена, направления миграции и детально охарактеризовать другие микроэволюционные процессы в популяциях Pst (Ali et al., 2014, 2017b).

В большинстве регионов мира патоген имеет неполный цикл развития. Половая стадия определена только для популяций Pst из предгорных районов Гималаев (Ali et al., 2014, 2017b). Полученные нами результаты о клональном происхождении популяций патогена в России согласуются с мировыми исследованиями.

В нашей работе подтверждена высокая миграционная способность патогена. При анализе вирулентности общие фенотипы выявлены в географически отдаленных точках Северного Кавказа (Дагестан, Краснодар, Калмыкия). При молекулярном анализе идентичные SSR генотипы обнаружены на Северном Кавказе и Северо-Западе.

В глобальном скрининге Pst в GRRC российские изоляты отсутствовали, но широко был представлен материал из приграничных с Россией стран: Латвии, Литвы, Украины, Узбекистана, Азербайджана и Финляндии (https://agro.au.dk/forskning/internationale-platforme/wheatrust). В каждой из этих стран идентифицирован определенный набор Pst рас и общая для всех раса PstS7 (Warrior). PstS7 впервые обнаружена в Западной Европе в 2011 г. Она вирулентна к линиям с генами Yr1, Yr2, Yr3, Yr4, Yr6, Yr7, Yr9, Yr17, Yr25, Yr32, YrSp и авирулентна к Yr5, Yr8, Yr10, Yr15, Yr24, Yr27. Спектр вирулентности многих российских Pst изолятов был близок к этой расе, но отличался вирулентностью к Yr8, Yr27, и авирулентностью к Yr17, YrSp. В Global Rust Research Centre идентификация этой и других групп рас проводится с использованием анализа вирулентности и микросателлитных маркеров. Характеристика вирулентности новых рас представляется в ежегодных отчетах (https://agro.au.dk/forskning/internationale-platforme/wheatrust). При этом информация о результатах молекулярного тестирования (размеров идентифицируемых аллелей, SSR генотипах) и ключа для сопоставления анализа вирулентности и молекулярного в открытом доступе не отражена. Это не позволяет сравнить результаты молекулярного анализа российских популяций с полученными в других странах.

Проведенный комплексный анализ указывает на определенные изменения российских региональных популяций в 2021–2022 гг. по сравнению с предыдущим периодом (2019–2020 гг.). Высокая изменчивость патогена определяет необходимость проведения ежегодного мониторинга региональных популяций патогена с использованием признака вирулентности и молекулярных маркеров.

Исследования поддержаны Российским научным фондом, проект № 19-76-30005. Благодарим всех коллег за присланный инфекционный материал возбудителя желтой ржавчины.

Об авторах

Е. И. Гультяева

Всероссийский научно-исследовательский институт защиты растений

Автор, ответственный за переписку.
Email: eigultyaeva@gmail.com
Россия, Санкт-Петербург

Е. Л. Шайдаюк

Всероссийский научно-исследовательский институт защиты растений

Email: eshaydayuk@bk.ru
Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

Дополнительные файлы