СОЗДАНИЕ ЭФФЕКТИВНЫХ БИОКАТАЛИТИЧЕСКИХ НАНОСКАВЕНДЖЕРОВ ДЛЯ ДЕТОКСИКАЦИИ ФОСФОРОРГАНИЧЕСКИХ СОЕДИНЕНИЙ: ВЛИЯНИЕ ТИПА НАНОЧАСТИЦ

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

В качестве биокаталитических наноскавенджеров для гидролитической детоксикации фосфорорганического соединения параоксона могут быть использованы биосовместимые наносистемы различного типа, содержащие фосфотриэстеразу-мутант, полученную из гипертермофильных архей Saccharolobus solfataricus (PTE), такие как: полимеросомы на основе амфифильных ди- и триблок-сополимеров полиэтиленгликоль-полипропиленсульфид (PEG-PPS), липосомы и твердые липидные наночастицы. Характеристики PTE-содержащих наночастиц, определенные методом динамического светорассеяния: диаметр около 100 нм, полидисперсность, не превышающая 0.3, и отрицательный поверхностный потенциал, свидетельствуют о возможности их использования в детоксикационной терапии. Определение концентрации полимерных наночастиц в растворе методом ультрамикроскопии позволило рассчитать концентрацию фермента внутри наночастиц, которая намного выше концентрации токсиканта (параоксона). Методом диализа оценена проницаемость мембраны для продукта гидролиза параоксона — пара-нитрофенола и фермента PTE. Кинетическое исследование гидролиза параоксона, катализируемого свободным PTE и PTE-содержащими наносистемами, показало, что инкапсулирование фермента и тип наночастиц не изменяют механизм ферментативной реакции Михаэлиса–Ментен. Установлено, что каталитическая активность PTE в наносистемах выше, чем в его неинкапсулированной форме, и зависит от типа наночастиц. Из серии исследованных наносистем наиболее перспективными для дальнейших испытаний и детоксикационной терапии являются полимеросомы на основе PEG-PPS.

Об авторах

Т. Н Паширова

Казанский (Приволжский) федеральный университет; Институт органической и физической химии им. А.Е. Арбузова, ФИЦ Казанский научный центр РАН

Email: tatyana_pashirova@mail.ru
Казань, Россия

Д. А Татаринов

Институт органической и физической химии им. А.Е. Арбузова, ФИЦ Казанский научный центр РАН

Казань, Россия

М. В Габова

Казанский (Приволжский) федеральный университет

Казань, Россия

С. Н Баташева

Казанский (Приволжский) федеральный университет

Казань, Россия

В. Н Курьяков

Институт проблем нефти и газа РАН

Москва, Россия

З. М Шайхутдинова

Казанский (Приволжский) федеральный университет; Институт органической и физической химии им. А.Е. Арбузова, ФИЦ Казанский научный центр РАН

Казань, Россия

В. Ф Миронов

Институт органической и физической химии им. А.Е. Арбузова, ФИЦ Казанский научный центр РАН

Казань, Россия

П. Массон

Казанский (Приволжский) федеральный университет

Казань, Россия

Список литературы

  1. Raj A., Dubey A., Malla M.A., et al. Pesticide pestilence: Global scenario and recent advances in detection and degradation methods //Jinviron. Manage. 2023. V. 338. P. 117680. https://doi.org/10.1016/j.jenvman.2023.117680
  2. Fu H., Tan P., Wang R., et al. Advances in organophosphorus pesticides pollution: Current status and challenges in ecotoxicological, sustainable agriculture, and degradation strategies //J. Hazard. Mater. 2022. V. 424. P. 127494. https://doi.org/10.1016/j.jhazmat.2021.127494
  3. Choi S.K. Nanomaterial-enabled sensors and therapeutic platforms for reactive organophosphates // Nanomaterials. 2021. V. 11. N. 1. P. 1-23. https://doi.org/10.3390/nano11010224
  4. Yang J., Li H., Zou H., et al. Polymer nanoantidotes // Chem. - A Eur. J. 2023. V. 29. N. 42. P. e202301107. https://doi.org/10.1002/chem.202301107
  5. Kuchler A., Yoshimoto M., Luginbuhl S., et al. Enzymatic reactions in confined environments // Nature Nanotech. 2016. V. 11. P. 409-420. https://doi.org/10.1038/nnano.2016.54
  6. Wang Y., Zhao Q., Haag R., et al. Biocatalytic synthesis using self-assembled polymeric nano- and microreactors // Angew. Chemie Int. Ed. 2022. V. 61. N. 52. P. e202213974. https://doi.org/10.1002/anie.202213974
  7. Rosso A.P., de Oliveira F.A., Guegan P., et al. Evaluation of polymerome permeability as a fundamental aspect towards the development of artificial cells and nanofactories // J. Colloid Interface Sci. 2024. V. 671. P. 88-99. https://doi.org/10.1016/j.jcis.2024.05.133
  8. Zong W., Shao X., Li J., et al. Synthetic intracellular environments: From basic science to applications // Anal. Chem. 2023. V. 95. N. 1. P. 535-549. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.2c04199
  9. Jiang W., Wu Z., Gao Z., et al. Artificial cells: Past, present and future // ACS Nano 2022. V. 16. N. 10. P. 15705-15733. https://doi.org/10.1021/acsnano.2c06104
  10. Jiang R., Nilam M., Piselli C., et al. Vesicle-encapsulated chemosensing ensembles allow monitoring of transmembrane uptake coupled with enzymatic reactions // Angew. Chemie Int. Ed. 2025. V. 64. N. 13. P. e202425157. https://doi.org/10.1002/anie.202425157
  11. Pang Z., Cao Z., Li W., et al. Superwettable interface towards biodetection in confined space // Nano Res. 2024. V. 17. P. 602-617. https://doi.org/10.1007/s12274-023-6108-x
  12. Sun Z., Hou Y. Micro/Nanorobots as active delivery systems for biomedicine: from self-propulsion to controllable navigation // Adv. Ther. 2022. V. 5. N. 7. P. 2100228. https://doi.org/10.1002/adpt.202100228
  13. Li J., Esteban-Fernández de Ávila B., Gao W., et al. Micro/nanorobots for biomedicine: Delivery, surgery, sensing, and detoxification // Sci. Robot. 2017. V. 2. N. 4. P. eaam6431. https://doi.org/10.1126/scirobotics.aam6431
  14. Peng Z., Iwabuchi S., Izumi K., et al. Lipid vesicle-based molecular robots // Lab Chip. 2024. V. 24. N. 5. P. 996-1029. https://doi.org/10.1039/D3LC00860F
  15. Gaur D., Dubey N.C., Tripathi B.P. Biocatalytic self-assembled synthetic vesicles and coacervates: From single compartment to artificial cells // Adv. Colloid Interface Sci. 2022. V. 299. P. 102566. https://doi.org/10.1016/j.cis.2021.102566
  16. Sun Q., Shi J., Sun H., et al. Membrane and lumen-compartmentalized polymersomes for biocatalysis and cell mimics // Biomacromolecules. 2023. V. 24. N. 11. P. 4587-4604. https://doi.org/10.1021/acs.biomac.3c00726
  17. Baumann P., Spulber M., Fischer O., et al. Investigation of Horseradish peroxidase kinetics in an "Organelle-like" environment // Small. 2017. V. 13. N. 17. P. 1603943. https://doi.org/10.1002/smll.201603943
  18. Chauhan K., Zirate-Romero A., Sengar P., et al. Catalytic kinetics considerations and molecular tools for the design of multienzymatic caascade nanoreactors // ChemCatChem. 2021. V. 13. N. 17. P. 3732-3748. https://doi.org/10.1002/cctc.202100604
  19. Shajathdinova Z., Pashirova T., Masson P. Kinetic processes in enzymatic nanoreactors for in vivo detoxification // Biomedicines. 2022. V. 10. N. 4. P. 784. https://doi.org/10.3390/biomedicines10040784
  20. Poirier L., Pinault L., Armstrong N., et al. Evaluation of a robust engineered enzyme towards organophosphorus insecticide bioremediation using planarians as biosensors // Chem. Biol. Interact. 2019. V. 306. P. 96-103. https://doi.org/10.1016/j.cbi.2019.04.013
  21. Rémy B., Plener L., Poirier L., et al. Harnessing hyperthermostable lactonase from Sulfolobus solfataricus for biotechnological applications // Sci. Rep. 2016. V. 6. P. 37780. https://doi.org/10.1038/srep37780
  22. Poirier L., Brun L., Jacquet P., et al. Enzymatic degradation of organophosphorus insecticides decreases toxicity in planarians and enhances survival // Sci. Rep. 2017. V. 7. P. 15194. https://doi.org/10.1038/s41598-017-15209-8
  23. Pashirova T., Shaihutdinova Z., Mansurova M., et al. Enzyme nanoreactor for in vivo detoxification of organophosphates // ACS Appl. Mater. Interfaces. 2022. V. 14. N. 17. P. 19241-19252. https://doi.org/10.1021/acsami.2c03210
  24. Pashirova T., Shaihutdinova Z., Tatarinov D., et al. Tuning the envelope structure of enzyme nanoreactors for in vivo detoxification of organophosphates // Int. J. Mol. Sci. 2023. V. 24. N. 21. P. 15756. https://doi.org/10.3390/ijms242115756
  25. Pashirova T., Shaihutdinova Z., Tatarinov D., et al. Pharmacokinetics and fate of free and encapsulated IRD800CW-labelled human BChE intravenously administered in mice // Int. J. Biol. Macromol. 2024. V. 282. P. 137305. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2024.137305
  26. O'Neil C.P., Suzuki T., Demurtas D., et al. A novel method for the encapsulation of biomolecules into polymersomes via direct hydration // Langmuir. 2009. V. 25. N. 16. P. 9025-9029. https://doi.org/10.1021/la900779t
  27. Jacquet P., Hiblot J., Daudé D., et al. Rational engineering of a native hyperthermostable lactonase into a broad spectrum phosphotriesterase // Sci. Rep. 2017. V. 7. P. 16745. https://doi.org/10.1038/s41598-017-16841-0
  28. Jacquet P., Billot R., Shimon A., et al. Changes in active site loop conformation relate to the transition toward a novel enzymatic activity // JACS Au. 2024. V. 4. N. 5. P. 1941-1953. https://doi.org/10.1021/jacsau.4c00179
  29. Kumar M., Grzelakowski M., Zilles J., et al. Highly permeable polymeric membranes based on the incorporation of the functional water channel protein Aquaporin Z // Proc. Natl. Acad. Sci. 2007. V. 104. N. 52. P. 20719-20724. https://doi.org/10.1073/pnas.0708762104
  30. Pashirova T.N., Zueva I. V., Petrov K.A., et al. Mixed cationic liposomes for brain delivery of drugs by the intranasal route: The acetylcholinesterase reactor 2-PAM as encapsulated drug model // Colloids Surfaces B Biointerfaces. 2018. V. 171. P. 358-367. https://doi.org/10.1016/j.colsurfb.2018.07.049
  31. Fangueiro J.F., Andreani T., Fernandes L., et al. Physicochemical characterization of epigallocatechin gallate lipid nanoparticles (EGCG-LNs) for ocular instillation // Colloids Surfaces B Biointerfaces. 2014. V. 123. P. 452-460. https://doi.org/10.1016/j.colsurfb.2014.09.042
  32. Popov K., Vainer Y., Silaev G., et al. Potential nano/microcenters of crystal nucleation in reagent-grade purity solvents and their differentiation by fluorescent-tagged antiscalant // Crystals. 2024. V. 14. N. 7. P. 650. https://doi.org/10.3390/cryst14070653
  33. Maffeis V., Skowicki M., Wolf K.M.P., et al. Advancing the design of artificial nano- organelles for targeted cellular detoxification of reactive oxygen species // Nano Lett. 2024. V. 24. N. 9. P. 2698-2704. https://doi.org/10.1021/acs.nanolett.3c03884
  34. Itel F., Chami M., Najer A., et al. Molecular organization and dynamics in polymerome membranes: lateral diffusion study // Macromolecules. 2014. V. 47. N. 21. P. 7588-7596. https://doi.org/10.1021/ma5015403
  35. Knaak J. B., Dary C. C., Power F. Physicochemical and biological data for the development of predictive organophosphorus pesticide QSARs and BPBK/PD models for human risk assessment // Crit. Rev. Toxicol. 2004. V. 34 N. 2. P. 143-207. https://doi.org/10.1080/10408440490432250
  36. Eyer F., Eyer P. Enzyme-based assay for quantification of paraoxon in blood of parathion poisoned patients // Hum Exp Toxicol. 1998. V. 17 N. 12. P. 645-651. https://doi.org/10.1177/096032719801701201
  37. Allen S.D., Liu Y.- G., Bobbala S., et al. Polymersomes scalably fabricated via flash nanoprecipitation are non-toxic in non-human primates and associate with leukocytes in the spleen and kidney following intravenous administration // Nano Res. 2018. V. 11. P. 5689-5703. https://doi.org/10.1007/s12274-018-2069-x
  38. Zhu S., Li S., Escuin-Ordinas H., et al. Accelerated wound healing by injectable star poly(ethylene glycol)- b-poly(propylene sulfide) scaffolds loaded with poorly water-soluble drugs // J. Control. Release. 2018. V. 282. P. 156-165. https://doi.org/10.1016/j.jconrel.2018.05.006
  39. Velluto D., Bojadzic D., De Toni T., et al. Drug-Integrating Amphiphilic Nanomaterial Assemblies: 1. Spatiotemporal control of cyclosporine delivery and activity using nanomicelles and nanofibrils // J. Control. Release. 2021. V. 329. P. 955-970. https://doi.org/10.1016/j.jconrel.2020.10.026
  40. Discher D.E., Eisenberg A. Polymer vesicles // Science. 2002. V. 297. N. 5583. P. 967-973. https://doi.org/10.1126/science.1074972
  41. Cerritelli S., Velluto D., Hubbell J.A., et al. PEG- SS- PPS: Reduction-sensitive disulfide block copolymer vesicles for intracellular drug delivery // Biomacromolecules. 2007. V. 8. N. 6. P. 1966-1972. https://doi.org/10.1021/bm070085x
  42. Velluto D., Demurtas D., Hubbell J.A. PEG- b- PPS diblock copolymer aggregates for hydrophobic drusolubilization and release: cyclosporin A as an example // Mol. Pharm. 2008. V. 5. N. 4. P. 632-642. https://doi.org/10.1021/mp7001297
  43. Scott E.A., Stano A., Gillard M., et al. Dendritic cell activation and T cell priming with adjuvant- and antigen- loaded oxidation- sensitive polymersomes // Biomaterials. 2012. V. 33. N. 26. P. 6211-6219. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2012.04.060
  44. Luisi P.L., Souza T.P. de, Stano P. Vesicle behavior: insearch of explanations // J. Phys. Chem. B. 2008. V. 112. N. 46. P. 14655-14664. https://doi.org/10.1021/jp8028598
  45. Pashirova T.N., Bogdanov A.V., Masson P. Therapeutic nanoreactors for detoxification of xenobiotics: Concepts, challenges and biotechnological trends with special emphasis to organophosphate bioscavenging // Chem. Biol. Interact. 2021. V. 346. P. 109577. https://doi.org/10.1016/j.cbi.2021.109577
  46. Belluati A., Craciun I., Liu J., et al. Nanoscale enzymatic compartments in tandem support cascade reactions in vitro // Biomacromolecules. 2018. V. 19. N. 10. P. 4023-4033. https://doi.org/10.1021/acs.biomac.8b01019
  47. Varlas S., Foster J.C., Georgiou P.G., et al. Tuning the membrane permeability of polymersome nanoreactors developed by aqueous emulsion polymerization-induced self-assembly // Nanoscale. 2019. V. 11. № 26. P. 12643-12654. https://doi.org/10.1039/C9NR02507C
  48. Balasubramanian V., Correia A., Zhang H., et al. Biomimetic engineering using cancer cell membranes for designing compartmentalized nanoreactors with organelle-like functions // Adv. Mater. 2017. V. 29. № 11. P. 1605375. https://doi.org/10.1002/adma.201605375
  49. Chen Q., Schönherr H., Vancso G.J. Block-copolymer vesicles as nanoreactors for enzymatic reactions // Small. 2009. V. 5. № 12. P. 1436-144. https://doi.org/10.1002/smll.200801455
  50. Chen Q., Rausch K.G., Schönherr H., et al. α-Chymotrypsin-catalyzed reaction confined in block-copolymer vesicles // ChemPhysChem. 2010. V. 11. № 16. P. 3534-3540. https://doi.org/10.1002/cphc.201000429
  51. Sunami T., Hosoda K., Suzuki H., et al. Cellular compartment model for exploring the effect of the lipidic membrane on the kinetics of encapsulated biochemical reactions // Langmuir. 2010. V. 26. № 11. P. 8544-8551. https://doi.org/10.1021/la904569m

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Российская академия наук, 2025

Согласие на обработку персональных данных

 

Используя сайт https://journals.rcsi.science, я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных») даю согласие на обработку персональных данных на этом сайте (текст Согласия) и на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика» (текст Согласия).