Пограничные клетки корневого апекса: роль в стратегиях адаптации и корневом иммунитете

Cover Page

Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription Access

Abstract

Пограничные клетки (ПК) – клеточная популяция корневого чехлика, которая в процессе дифференцировки отделяется от поверхности корневого апекса в форме одиночных клеток, небольших агрегатов или клеточных пластов, и переходит в ризосферное пространство. Функциональная активность ПК в ризосфере реализуется через продукцию экзометаболитов. В обзоре обсуждается роль ПК и формирующейся из их экзометаболитов корневой экстраклеточной ловушки в процессах адаптации корневой системы к различным абиотическим факторам и реакциях корневой иммунной системы.

Full Text

Restricted Access

About the authors

С. А. Пятина

Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования “Сибирский федеральный университет”

Author for correspondence.
Email: davcbetik@mail.ru
Russian Federation, Красноярск

Е. И. Шишацкая

Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования “Сибирский федеральный университет”

Email: davcbetik@mail.ru
Russian Federation, Красноярск

Н. Г. Мензянова

Федеральное государственное автономное образовательное учреждение высшего образования “Сибирский федеральный университет”

Email: davcbetik@mail.ru
Russian Federation, Красноярск

References

  1. Hawes M.C., Gunawardena U., Miyasaka S., Zhao X. The role of root border cells in plant defense // Trends Plant Sci. 2000. V. 5. Р. 128. https://doi.org/10.1016/S1360-1385(00)01556-9
  2. Knudson L. Viability of detached root-cap cells // Am. J. Bot. 1919. V. 6. P. 309.
  3. Hawes M.C., Lin H.J. Correlation of pectolytic enzyme activity with the programmed release of cells from root caps of pea (Pisum sativum) // Plant Physiol. 1990. V. 94. P. 1855. https://doi.org/10.1104/pp.94.4.1855
  4. Hawes M.C., Pueppke S.G. Sloughed peripheral root cap cells: yield from different species and callus formation from single cells // Am. J. Bot. 1986. V. 73. P. 1466. https://doi.org/10.1002/j.1537-2197.1986.tb10892.x
  5. Mravec J., Guo X., Hansen A.R., Schückel J., Kračun S.K.I., Mikkelsen M.D., Mouille G., Johansen I.E., Ulvskov P., Domozych D.S., Willats W.G.T. Pea border cell maturation and release involve complex cell wall structural dynamics // Plant Physiol. 2017. V. 174. P. 1051. https://doi.org/10.1104/pp.16.00097
  6. Plancot B., Santaella C., Jaber R., Kiefer-Meyer M.C., Follet-Gueye M.L., Leprince J., Gattin I., Souc C., Driouich A., Vicré-Gibouin M. Deciphering the responses of root border-like cells of Arabidopsis and flax to pathogen-derived elicitors // Plant Physiol. 2013. V. 163. P. 1584. https://doi.org/10.1104/pp.113.222356
  7. Busont O., Durambur G., Bernard S., Plasson C., Joudiou C., Baude L., Chefdor F., Depierreux C., Héricourt F., Larcher M., Malik S., Boulogne I., Driouich A., Carpin S., Lamblin F. Black poplar (Populus nigra L.) root extracellular trap, structural and molecular remodeling in response to osmotic stress // Cells. 2023. V. 12. P. 858. https://doi.org/10.3390/cells12060858
  8. Vicré M., Santaella C., Blanchet S., Gateau A., Driouich A. Root border-like cells of Arabidopsis. Microscopical characterization and role in the interaction with rhizobacteria // Plant Physiol. 2005. V. 138. P. 998. https://doi.org/10.1104/pp.104.051813
  9. Endo I., Tange T., Osawa H. A cell-type-specific defect in border cell formation in the Acacia mangium root cap developing an extraordinary sheath of sloughed-off cells // Ann. Bot. 2011. V. 108. P. 279. https://doi.org/10.1093/aob/mcr139
  10. Ropitaux M., Bernard S., Schapman D., Follet-Gueye M.L., Vicré M., Boulogne I., Driouich A. Root border cells and mucilage secretions of soybean, Glycine max (Merr) L.: characterization and role in interactions with the oomycete Phytophthora parasitica // Cells. 2020. V. 9. P. 2215. https://doi.org/10.3390/cells9102215
  11. Curlango-Rivera G., Huskey D.A., Mostafa A., Kessler J.O., Xiong Z., Hawes M.C. Intraspecies variation in cotton border cell production: rhizosphere microbiome implications // Am. J. Bot. 2013. V. 100. P. 1706. https://doi.org/10.3732/ajb.1200607
  12. Hawes M.C., Bengough G., Cassab G., Ponce G. Root caps and rhizosphere // J. Plant Growth Regul. 2002. V. 21. P. 352. https://doi.org/10.1007/s00344-002-0035-y
  13. Feng Y., Li H., Zhang X., Li X., Zhang J., Shi L., Chen X., Nong W., Wang C., Shabala S., Yu M. Effects of cadmium stress on root and root border cells of some vegetable species with different types of root meristem // Life. 2022. V. 12. P. 1401. https://doi.org/10.3390/life12091401
  14. Nagahashi G., Douds D.D. Isolated root caps, border cells, and mucilage from host roots stimulate hyphal branching of the arbuscular mycorrhizal fungus, Gigaspora gigantean // Mycol. Res. 2004. V. 108. P. 1079. https://doi.org/10.1017/S0953756204000693
  15. Berry A.M., Rasmussen U., Bateman K., Huss-Danell K., Lindwall S., Bergman B. Arabinogalactan proteins are expressed at the symbiotic interface in root nodules of Alnus spp // New Phytol. 2002. V. 155. P. 469. https://doi.org/10.1046/j.1469-8137.2002.00466.x
  16. Watson B.S., Bedair M.F., Urbanczyk-Wochniak E., Huhman D.V., Yang D.S., Allen S.N., Li W., Tang Y., Sumner L.W. Integrated metabolomics and transcriptomics reveal enhanced specialized metabolism in Medicago truncatula root border cells // Plant Physiol. 2015. V. 167. P. 1699. https://doi.org/10.1104/pp.114.253054
  17. Canellas L.P., Olivares F.L. Production of border cells and colonization of maize root tips by Herbaspirillum seropedicae are modulated by humic acid // Plant Soil. 2017. V. 417. P. 403. https://doi.org/10.1007/s11104-017-3267-0
  18. Hassan M.K., McInroy J.A., Kloepper J.W. The interactions of rhizodeposits with plant growth-promoting rhizobacteria in the rhizosphere: a review // Agriculture. 2019. V. 9. P. 142. https://doi.org/10.3390/agriculture9070142
  19. Shirakawa M., Matsushita N., Fukuda K. Visualization of root extracellular traps in an ectomycorrhizal woody plant (Pinus densiflora) and their interactions with root-associated bacteria // Planta. 2023. V. 258. P. 112. https://doi.org/10.1007/s00425-023-04274-1
  20. Ragland C.J., Shih K.Y., Dinneny J.R. Choreographing root architecture and rhizosphere interactions through synthetic biology // Nat. Commun. 2024. V. 15. P. 1370. https://doi.org/10.1038/s41467-024-45272-5
  21. Brigham L.A., Woo H.H., Wen F., Hawes M.C. Meristem-specific suppression of mitosis and a global switch in gene expression in the root cap of pea by endogenous signals // Plant Physiol. 1998. V. 118. P. 1223. https://doi.org/10.1104/pp.118.4.1223
  22. Bojun M., Jianwei P., Zhaojuan F., Pinghua Z., Muyuan Z. Development and influencing factors of soybean root border cell // Zuowu Xuebao. 2005. V. 31. P. 165.
  23. Kumar N., Iyer-Pascuzzi A.S. Shedding the last layer: mechanisms of root cap cell release // Plants. 2020. V. 9. P. 308. https://doi.org/10.3390/plants9030308
  24. Bozhkov A.I., Kuznetsova Y.A., Menzyanova N.G. Effect of sodium fluoride on the root apex border cells in one-day-old wheat seedlings // Russ. J. Plant Physiol. 2009. V. 56. P. 480. https://doi.org/10.1134/S1021443709040062
  25. Xiao Z., Liang Y. Silicon prevents aluminum from entering root tip by promoting formation of root border cells in rice // Plant Physiol. Biochem. 2022. V. 175. P. 12. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2022.02.003
  26. Shishatskaya E., Menzyanova N., Zhila N., Prudnikova S., Volova T., Thomas S. Toxic effects of the fungicide tebuconazole on the root system of fusarium-infected wheat plants // Plant Physiol. Biochem. 2018. V. 132. P. 400. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2018.09.025
  27. Menzyanova N.G., Pyatina S.A., Shabanov A.V., Shishatskaya E.I. Dose-dependent effects of nanoscale forms of humic acids in a hydroponic culture of Triticum aestivum: induction of oxidative stress and an increase in the number of border cells // J. Sib. Fed. Univ. Biol. 2023. V. 16. P. 64.
  28. Zhao X., Misaghi I.J., Hawes M.C. Stimulation of border cell production in response to increased carbon dioxide levels // Plant Physiol. 2000. V. 122. P. 181. https://doi.org/10.1104/pp.122.1.181
  29. Cannesan M.A., Gangneux C., Lanoue A., Giron D., Laval K., Hawes M., Driouich A., Vicré-Gibouin M. Association between border cell responses and localized root infection by pathogenic Aphanomyces euteiches // Ann. Bot. 2011. V. 108. P. 459. https://doi.org/10.1093/aob/mcr177
  30. Wen F., VanEtten H.D., Tsaprailis G., Hawes M.C. Extracellular proteins in pea root tip and border cell exudates // Plant Physiol. 2007. V. 143. P. 773. https://doi.org/10.1104/pp.106.091637
  31. Woo H.H., Hirsch A.M., Hawes M.C. Altered susceptibility to infection by Sinorhizobium meliloti and Nectria haematococca in alfalfa roots with altered cell cycle // Plant Cell Rep. 2004. V. 22. P. 967. https://doi.org/10.1007/s00299-004-0787-x
  32. Wormit A., Usadel B. The multifaceted role of pectin methylesterase inhibitors (PMEIs) // Int. J. Mol. Sci. 2018. V. 19. P. 2878. https://doi.org/10.3390/ijms19102878
  33. Driouich A., Durand C., Vicré-Gibouin M. Formation and separation of root border cells // Trends Plant Sci. 2007. V. 12. P. 14. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2006.11.003
  34. Babu Y., Bayer M. Plant polygalacturonases involved in cell elongation and separation – the same but different? // Plants. 2014. V. 3. P. 613. https://doi.org/10.3390/plants3040613
  35. Yan J., Zhu J., Zhou J., Xing C., Song H., Wu K., Cai M. Using brefeldin A to disrupt cell wall polysaccharide components in rice and nitric oxide to modify cell wall structure to change aluminum tolerance // Front. Plant Sci. 2022. V. 13. P. 948212. https://doi.org/10.3389/fpls.2022.948212
  36. Schmidt R., Kunkowska A.B., Schippers J.H. Role of reactive oxygen species during cell expansion in leaves // Plant Physiol. 2016. V. 172. P. 2098. https://doi.org/10.1104/pp.16.00426
  37. Majda M., Robert S. The role of auxin in cell wall expansion // Int. J. Mol. Sci. 2018. V. 19. P. 951. https://doi.org/10.3390/ijms19040951
  38. Zhang J., Qian Y., Chen Z., Amee M., Niu H., Du D., Yao J., Chen K., Chen L., Sun J. Lead-induced oxidative stress triggers root cell wall remodeling and increases lead absorption through esterification of cell wall polysaccharide // J. Hazard. Mater. 2020. V. 385. P. 121524. https://doi.org/10.1016/j.jhazmat.2019.121524
  39. Pieczywek P.M., Leszczuk A., Kurzyna-Szklarek M., Cybulska J., Jóźwiak Z., Rutkowski K., Zdunek A. Apple metabolism under oxidative stress affects plant cell wall structure and mechanical properties // Sci. Rep. 2023. V. 13. P. 13879. https://doi.org/10.1038/s41598-023-40782-6
  40. Wen F., Brigham L.A., Curlango-Rivera G., Xiong Z., Hawes M.C. Altered growth and root tip morphology in Pisum sativum L. in response to altered expression of a gene expressed in border cells // Plant Soil. 2014. V. 377. P. 179. https://doi.org/10.1007/s11104-013-1995-3
  41. Wen F., Celoy R., Price I., Ebolo J.J., Hawes M.C. Identification and characterization of a rhizosphere β-galactosidase from Pisum sativum L. // Plant Soil. 2008. V. 304. P. 133. https://doi.org/10.1007/s11104-007-9528-6
  42. Chuberre C., Plancot B., Driouich A., Moore J.P., Bardor M., Gügi B., Vicré M. Plant immunity is compartmentalized and specialized in roots // Front. Plant Sci. 2018. V. 9. P. 1692. https://doi.org/10.3389/fpls.2018.01692
  43. Driouich A., Gaudry A., Pawlak B., Moore J.P. Root cap – derived cells and mucilage: a protective network at the root tip // Protoplasma. 2021. V. 258. P. 1179. https://doi.org/10.1007/s00709-021-01660-y
  44. Hawes M., Allen C., Turgeon B.G., Curlango-Rivera G., Minh Tran T., Huskey D.A., Xiong Z. Root border cells and their role in plant defense // Annu. Rev. Phytopathol. 2016. V. 54. P. 143. https://doi.org/10.1146/annurev-phyto-080615-100140
  45. Driouich A., Smith C., Ropitaux M., Chambard M., Boulogne I., Bernard S., Follet-Gueye M., Vicré M., Moore J. Root extracellular traps versus neutrophil extracellular traps in host defence, a case of functional convergence? // Biol. Rev. 2019. V. 94. P. 1685. https://doi.org/10.1111/brv.12522
  46. Driouich A., Follet-Gueye M.L., Vicré-Gibouin M., Hawes M. Root border cells and secretions as critical elements in plant host defense // Curr. Opin. Plant Biol. 2013. V. 16. P. 489. https://doi.org/10.1016/j.pbi.2013.06.010
  47. Carreras A., Bernard S., Durambur G., Gügi B., Loutelier C., Pawlak B., Boulogne I., Vicré M., Driouich A., Goffner D., Follet-Gueye M.L. In vitro characterization of root extracellular trap and exudates of three Sahelian woody plant species // Planta. 2020. V. 251. P. 1. https://doi.org/10.1007/s00425-019-03302-3
  48. Vincent D., Rafiqi M., Job D. The multiple facets of plant–fungal interactions revealed through plant and fungal secretomics // Front. Plant Sci. 2020. V. 10. P. 1626. https://doi.org/10.3389/fpls.2019.01626
  49. Hartman K., Schmid M.W., Bodenhausen N., Bender S.F., Valzano-Held A.Y., Schlaeppi K., van der Heijden M.G. A symbiotic footprint in the plant root microbiome // Environ. Microbiome. 2023. V. 18. P. 65. https://doi.org/10.1186/s40793-023-00521-w
  50. Li J., Yang Z.L., Ding T., Song Y.J., Li H.C., Li D.Q., Chen S., Xu F. The role of surface functional groups of pectin and pectin-based materials on the adsorption of heavy metal ions and dyes // Carbohydr. Polym. 2022. V. 276. P. 118789. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2021.118789
  51. Nagayama T., Nakamura A., Yamaji N., Satoh S., Furukawa J., Iwai H. Changes in the distribution of pectin in root border cells under aluminum stress // Front. Plant Sci. 2019. V. 10. P. 1216. https://doi.org/10.3389/fpls.2019.01216
  52. Zhang Y., Wu Y., Xu G., Song J., Wu T., Mei X., Liu P. Effects of iron toxicity on the morphological and biological characteristics of rice root border cells // J. Plant Nutr. 2017. V. 40. P. 332. https://doi.org/10.1080/01904167.2016.1240193
  53. Dolinska J., Holdynski M., Pieta P., Lisowski W., Ratajczyk T., Palys B., Jablonska A., Opallo M. Noble metal nanoparticles in pectin matrix. Preparation, film formation, property analysis, and application in electrocatalysis // ACS Omega. 2020. V. 5. P. 23909. https://doi.org/10.1021/acsomega.0c03167
  54. Feng L., Xu N., Qu Q., Zhang Z., Ke M., Lu T., Qian H. Synergetic toxicity of silver nanoparticle and glyphosate on wheat (Triticum aestivum L.) // Sci. Total Environ. 2021. V. 797. P. 149200. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2021.149200
  55. Park H.J., Wang W., Curlango-Rivera G., Xiong Z., Lin Z., Huskey D.A., Hawes M.C., VanEtten H.D., Turgeon B.G. A DNase from a fungal phytopathogen is a virulence factor likely deployed as counter defense against host-secreted extracellular DNA // MBio. 2019. V. 10. P. 10. https://doi.org/10.1128/mbio.02805-18
  56. Wen F., White G.J., VanEtten H.D., Xiong Z., Hawes M.C. Extracellular DNA is required for root tip resistance to fungal infection // Plant Physiol. 2009. V. 151. P. 820. https://doi.org/10.1104/pp.109.142067
  57. Chambard M., Plasson C., Derambure C., Coutant S., Tournier I., Lefranc B., Leprince J., Kiefer-Meyer M.C., Driouich A., Follet-Gueye M.L., Boulogne I. New insights into plant extracellular DNA. A study in soybean root extracellular trap // Cells. 2021. V. 10. P. 69. https://doi.org/10.3390/cells10010069
  58. Zhou W., Saran R., Liu J. Metal sensing by DNA // Chem. Rev. 2017. V. 117. P. 8272. https://doi.org/10.1021/acs.chemrev.7b00063
  59. Karimi-Maleh H., Liu Y., Li Z., Darabi R., Orooji Y., Karaman C., Karimi F., Baghayeri M., Rouhi J., Fu L., Rostamnia S., Rajendran S., Sanati A.L., Sadeghifar H., Ghalkhani M. Calf thymus ds-DNA intercalation with pendimethalin herbicide at the surface of ZIF-8/Co/rGO/C3N4/ds-DNA/SPCE; a bio-sensing approach for pendimethalin quantification confirmed by molecular docking study // Chemosphere. 2023. V. 332. P. 138815. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2023.138815
  60. Avellan A., Yun J., Zhang Y., Spielman-Sun E., Unrine J.M., Thieme J., Li J., Lombi E., Bland G., Lowry G.V. Nanoparticle size and coating chemistry control foliar uptake pathways, translocation, and leaf-to-rhizosphere transport in wheat // ACS Nano. 2019. V. 13. P. 5291. https://doi.org/10.1021/acsnano.8b09781
  61. Oota M., Toyoda S., Kotake T., Wada N., Hashiguchi M., Akashi R., Ishikawa H., B. Favery, Tsai A.Y., Sawa S. Rhamnogalacturonan-I as a nematode chemoattractant from Lotus corniculatus L. super-growing root culture // Front. Plant Sci. 2023. V. 13. P. 1008725. https://doi.org/10.3389/fpls.2022.1008725
  62. Vaghela B., Vashi R., Rajput K., Joshi R. Plant chitinases and their role in plant defense: a comprehensive review // Enzyme Microb. Technol. 2022. V. 159. P. 110055. https://doi.org/10.1016/j.enzmictec.2022.110055
  63. Perrot T., Pauly M., Ramírez V. Emerging roles of β-glucanases in plant development and adaptative responses // Plants. 2022. V. 11. P. 1119. https://doi.org/10.3390/plants11091119
  64. du Toit A. Defence and counter defence // Nat. Rev. Microbiol. 2019. V. 17. P. 267. https://doi.org/10.1038/s41579-019-0185-6
  65. Jensen J.K., Sørensen S.O., Harholt J., Geshi N., Sakuragi Y., Møller I., J. Zandleven, Bernal A.J., Jensen N.B., Sørensen C., Pauly M., Beldman G., Willats W.G.T., Scheller H.V. Identification of a xylogalacturonan xylosyltransferase involved in pectin biosynthesis in Arabidopsis // Plant Cell. 2008. V. 20. P. 1289. https://doi.org/10.1105/tpc.107.050906
  66. Tran T.M., MacIntyre A., Hawes M., Allen C. Escaping underground nets: extracellular DNases degrade plant extracellular traps and contribute to virulence of the plant pathogenic bacterium Ralstonia solanacearum // PLoS Pathog. 2016. V. 12. P. e1005686. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1005686
  67. Ramos-Martínez E., Hernández-González L., Ramos-Martínez I., Perez-Campos Mayoral L., López-Cortés G.I., Pérez-Campos E., Andrade G.M., Hernández-Huerta M.T., José M.V. Multiple origins of extracellular DNA traps // Front. Immunol. 2021. V. 12. P. 621311. https://doi.org/10.3389/fimmu.2021.621311
  68. Mutua V., Gershwin L.J. A review of neutrophil extracellular traps (NETs) in disease: potential anti-NETs therapeutics // Clin. Rev. Allergy Immunol. 2021. V. 61. P. 194. https://doi.org/10.1007/s12016-020-08804-7
  69. Brinkmann V., Reichard U., Goosmann C., Fauler B., Uhlemann Y., Weiss D.S., Weinrauch Y., Zychlinsky A. Neutrophil extracellular traps kill bacteria // Science. 2004. V. 303. P. 1532. https://doi.org/10.1126/science.1092
  70. Reichel M., Muñoz-Caro T., Contreras G.S., García A.R., Magdowski G., Gärtner U., Taubert A., Hermosilla C. Harbour seal (Phoca vitulina) PMN and monocytes release extracellular traps to capture the apicomplexan parasite Toxoplasma gondii // Dev. Comp. Immunol. 2015. V. 50. P. 106. https://doi.org/10.1016/j.dci.2015.02.002
  71. Yang H., Biermann M.H., Brauner J.M., Liu Y., Zhao Y., Herrmann M. New insights into neutrophil extracellular traps: mechanisms of formation and role in inflammation // Front. Immunol. 2016. V. 7. P. 302. https://doi.org/10.3389/fimmu.2016.00302
  72. Zhang X., Zhuchenko O., Kuspa A., Soldati T. Social amoebae trap and kill bacteria by casting DNA nets // Nat. Commun. 2016. V. 7. P. 10938. https://doi.org/10.1038/ncomms10938
  73. Wiszniewska A. Priming strategies for benefiting plant performance under toxic trace metal exposure // Plants. 2021. V. 10. P. 623. https://doi.org/10.3390/plants10040623
  74. Chen H.H., Chen X.F., Zheng Z.C., Huang W.L., Guo J., Yang L.T., Chen L.S. Characterization of copper-induced-release of exudates by Citrus sinensis roots and their possible roles in copper-tolerance // Chemosphere. 2022. V. 308. P. 136348. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2022.136348
  75. Slobodiuk S., Niven C., Arthur G., Thakur S., Ercumen A. Does irrigation with treated and untreated wastewater increase antimicrobial resistance in soil and water: a systematic review // Int. J. Environ. Res. Public Health 2021. V. 18. P. 11046. https://doi.org/10.3390/ijerph182111046
  76. Mordor Intelligence (2024) https://www.mordorintelligence.com/industry-reports/hydroponics-market. Cited 6 May 2024.

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download

Copyright (c) 2024 Russian Academy of Sciences

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».