In vivo application of prevascularized bone scaffolds: A literature review

封面

如何引用文章

全文:

开放存取 开放存取
受限制的访问 ##reader.subscriptionAccessGranted##
受限制的访问 订阅存取

详细

BACKGROUND: Despite expanding research, the development of materials for replacing bone defects remains an urgent problem in orthopedics and traumatology. Thus, one of the most important tasks is to create conditions for proper trophicity of the bone implant.

AIM: To analyze modern approaches to bone scaffold vascularization and evaluate their adequacy in in vivo models.

MATERIALS AND METHODS: The article presents a literature review dedicated to the methods of vascularization of bone scaffolds. A literature search was performed in PubMed, ScienceDirect, eLibrary, and Google Scholar databases from 2013 to 2023 using keywords, and 271 sources were identified. After exclusion, 95 articles were analyzed, and the results of 38 original studies and one literature review were presented.

RESULTS: Regardless of the initial vascularization method of scaffolds, bone implants show distinct osteoinductive features and promote advanced bone tissue regeneration. Constructs based on solid polymers and calcium–phosphate compositions also perform osteoconductive functions. Mesenchymal stem cells are used as the main cell type, as well as vessel-type cells, which in cooperation also have a positive effect on bone-defect remodeling. Bone morphogenetic proteins are used for directed differentiation in the osteogenic direction, and vascular endothelial growth factor is used for differentiation in the vascular pathway.

CONCLUSIONS: At present, no method for vascularization of scaffolds has been approved universally. In addition, no evidence supported the comparative effectiveness of vascularization methods, whereas animal model studies have demonstrated a positive effect of prevascularized patterns on the recovery rate of minor and critical defects.

作者简介

Yury Novosad

H. Turner National Medical Research Center for Сhildren’s Orthopedics and Trauma Surgery

Email: yurynovosad@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-6150-374X
SPIN 代码: 3001-1467

PhD student

俄罗斯联邦, 64-68 Parkovaya str., Pushkin, Saint Petersburg, 196603

Polina Pershina

H. Turner National Medical Research Center for Сhildren’s Orthopedics and Trauma Surgery

Email: polinaiva2772@gmail.com
ORCID iD: 0000-0001-5665-3009

resident

俄罗斯联邦, 64-68 Parkovaya str., Pushkin, Saint Petersburg, 196603

Anton Shabunin

H. Turner National Medical Research Center for Сhildren’s Orthopedics and Trauma Surgery

Email: anton-shab@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-8883-0580
SPIN 代码: 1260-5644

Research Associate

俄罗斯联邦, 64-68 Parkovaya str., Pushkin, Saint Petersburg, 196603

Marat Asadulaev

H. Turner National Medical Research Center for Сhildren’s Orthopedics and Trauma Surgery

Email: marat.asadulaev@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-1768-2402
SPIN 代码: 3336-8996

MD, PhD student

俄罗斯联邦, 64-68 Parkovaya str., Pushkin, Saint Petersburg, 196603

Olga Vlasova

Peter the Great St. Petersburg Polytechnic University

Email: vlasova.ol@spbstu.ru
ORCID iD: 0000-0002-9590-703X
SPIN 代码: 7823-8519

PhD, Dr. Sc. (Phys. and Math.), Assistant Professor

俄罗斯联邦, Saint Petersburg

Sergei Vissarionov

H. Turner National Medical Research Center for Сhildren’s Orthopedics and Trauma Surgery

编辑信件的主要联系方式.
Email: vissarionovs@gmail.com
ORCID iD: 0000-0003-4235-5048
SPIN 代码: 7125-4930

MD, PhD, Dr. Sci. (Med.), Professor, Corresponding Member of RAS

俄罗斯联邦, 64-68 Parkovaya str., Pushkin, Saint Petersburg, 196603

参考

  1. Kneser U, Kaufmann PM, Fiegel HC, et al. Long-term differentiated function of heterotopically transplanted hepatocytes on three-dimensional polymer matrices. J Biomed Mater Res. 1999;47(4):494–503. doi: 10.1002/(sici)1097-4636(19991215)47:4<494::aid-jbm5>3.0.co;2-l
  2. Kushchayeva Y, Pestun I, Kushchayev S, et al. Advancement in the treatment of osteoporosis and the effects on bone healing. J Clin Med. 2022;11(24):7477. doi: 10.3390/jcm11247477
  3. You Q, Lu M, Li Z, et al. Cell sheet technology as an engineering-based approach to bone regeneration. Int J Nanomedicine. 2022;17:6491–6511. doi: 10.2147/IJN.S382115
  4. Zhang J, Huang Y, Wang Y, et al. Construction of biomimetic cell-sheet-engineered periosteum with a double cell sheet to repair calvarial defects of rats. J Orthop Translat. 2022;38:1–11. doi: 10.1016/j.jot.2022.09.005
  5. Pirraco RP, Iwata T, Yoshida T, et al. Endothelial cells enhance the in vivo bone-forming ability of osteogenic cell sheets. Lab Invest. 2014;94(6):663–673. doi: 10.1038/labinvest.2014.55
  6. Kawecki F, Galbraith T, Clafshenkel WP, et al. In vitro prevascularization of self-assembled human bone-like tissues and preclinical assessment using a rat calvarial bone defect model. Materials (Basel). 2021;14(8):2023. doi: 10.3390/ma14082023
  7. Ren L, Ma D, Liu B, et al. Preparation of three-dimensional vascularized MSC cell sheet constructs for tissue regeneration. Biomed Res Int. 2014;2014. doi: 10.1155/2014/301279
  8. Guo T, Yuan X, Li X, et al. Bone regeneration of mouse critical-sized calvarial defects with human mesenchymal stem cell sheets co-expressing BMP2 and VEGF. J Dent Sci. 2023;18(1):135–144. doi: 10.1016/j.jds.2022.06.020
  9. Lin Z, Zhang X, Fritch MR, et al. Engineering pre-vascularized bone-like tissue from human mesenchymal stem cells through simulating endochondral ossification. Biomaterials. 2022;283. doi: 10.1016/j.biomaterials.2022.121451
  10. Zhang H, Zhou Y, Yu N, et al. Construction of vascularized tissue-engineered bone with polylysine-modified coral hydroxyapatite and a double cell-sheet complex to repair a large radius bone defect in rabbits. Acta Biomater. 2019;91:82–98. doi: 10.1016/j.actbio.2019.04.024
  11. Zhang D, Gao P, Li Q, et al. Engineering biomimetic periosteum with β-TCP scaffolds to promote bone formation in calvarial defects of rats. Stem Cell Res Ther. 2017;8(1):134. doi: 10.1186/s13287-017-0592-4
  12. Zhu W, Qu X, Zhu J, et al. Direct 3D bioprinting of prevascularized tissue constructs with complex microarchitecture. Biomaterials. 2017;124:106–115. doi: 10.1016/j.biomaterials.2017.01.042
  13. Zhang W, Feng C, Yang G, et al. 3D-printed scaffolds with synergistic effect of hollow-pipe structure and bioactive ions for vascularized bone regeneration. Biomaterials. 2017;135:85–95. doi: 10.1016/j.biomaterials.2017.05.005
  14. Wang X, Yunru Y, Chaoyu Y, et al. Microfluidic 3D printing responsive scaffolds with biomimetic enrichment channels for bone regeneration. Adv Funct Mater. 2021;31(40). doi: 10.1002/adfm.202105190
  15. Xu J, Shen J, Sun Y, et al. In vivo prevascularization strategy enhances neovascularization of β-tricalcium phosphate scaffolds in bone regeneration. J Orthop Translat. 2022;37:143–151. doi: 10.1016/j.jot.2022.09.001
  16. Lin Y, Shen J, Sun Y, et al. In vivo prevascularization strategy enhances neovascularization of β-tricalcium phosphate scaffolds in bone regeneration. J Orthop Translat. 2022;35(7):1031–1041. doi: 10.1016/j.jot.2022.09.001 2019
  17. Mishra R, Roux BM, Posukonis M, et al. Effect of prevascularization on in vivo vascularization of poly(propylene fumarate)/fibrin scaffolds. Biomaterials. 2016;77:255–266. doi: 10.1016/j.biomaterials.2015.10.026
  18. Buckley C, Madhavarapu S, Kamara Z, et al. In vivo evaluation of the regenerative capacity of a nanofibrous, prevascularized, load-bearing scaffold for bone tissue engineering. Regen Eng Transl Med. 2023. doi: 10.1007/s40883-023-00303-3
  19. Nulty J, Freeman FE, Browe DC, et al. 3D bioprinting of prevascularised implants for the repair of critically-sized bone defects. Acta Biomater. 2021;126:154–169. doi: 10.1016/j.actbio.2021.03.003
  20. Hann SY, Cui H, Esworthy T, et al. Recent advances in 3D printing: vascular network for tissue and organ regeneration. Transl Res. 2019;211:46–63. doi: 10.1016/j.trsl.2019.04.002
  21. Li C, Han X, Ma Z, et al. Engineered customizable microvessels for progressive vascularization in large regenerative implants. Adv Healthc Mater. 2022;11(4). doi: 10.1002/adhm.202101836
  22. Anada T, Pan CC, Stahl AM, et al. Vascularized bone-mimetic hydrogel constructs by 3d bioprinting to promote osteogenesis and angiogenesis. Int J Mol Sci. 2019;20(5):1096. doi: 10.3390/ijms20051096
  23. Kuss MA, Wu S, Wang Y, et al. Prevascularization of 3D printed bone scaffolds by bioactive hydrogels and cell co-culture. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 2018;106(5):1788–1798. doi: 10.1002/jbm.b.33994
  24. Shabunin AS, Asadulaev MS, Vissarionov SV, et al. Surgical treatment of children with extensive bone defects (literature review). Pediatric Traumatology, Orthopaedics and Reconstructive Surgery. 2021;9(3):353–366. EDN: XHHVUM doi: 10.17816/PTORS65071
  25. Weigand A, Beier JP, Hess A, et al. Acceleration of vascularized bone tissue-engineered constructs in a large animal model combining intrinsic and extrinsic vascularization. Tissue Eng Part A. 2015;21(9–10):1680–1694. doi: 10.1089/ten.TEA.2014.0568
  26. Steiner D, Reinhardt L, Fischer L, et al. Impact of endothelial progenitor cells in the vascularization of osteogenic scaffolds. Cells. 2022;11(6):926. doi: 10.3390/cells11060926
  27. Koepple C, Pollmann L, Pollmann NS, et al. Microporous polylactic acid scaffolds enable fluorescence-based perfusion imaging of intrinsic in vivo vascularization. Int J Mol Sci. 2023;24(19). doi: 10.3390/ijms241914813
  28. Kratzer S, Arkudas A, Himmler M, et al. Vascularization of poly-ε-caprolactone-collagen i-nanofibers with or without sacrificial fibers in the neurotized arteriovenous loop model. Cells. 2022;11(23). doi: 10.3390/cells11233774
  29. Eweida A, Flechtenmacher S, Sandberg E, et al. Systemically injected bone marrow mononuclear cells specifically home to axially vascularized tissue engineering constructs. PLoS One. 2022;17(8). doi: 10.1371/journal.pone.0272697
  30. Vaghela R, Arkudas A, Gage D, et al. Microvascular development in the rat arteriovenous loop model in vivo – A step by step intravital microscopy analysis. J Biomed Mater Res A. 2022;110(9):1551–1563. doi: 10.1002/jbm.a.37395
  31. Kim BS, Chen SH, Vasella M, et al. In vivo evaluation of mechanically processed stromal vascular fraction in a chamber vascularized by an arteriovenous shunt. Pharmaceutics. 2022;14(2):417. doi: 10.3390/pharmaceutics14020417
  32. Yuan Q, Bleiziffer O, Boos AM, et al. PHDs inhibitor DMOG promotes the vascularization process in the AV loop by HIF-1a up-regulation and the preliminary discussion on its kinetics in rat. BMC Biotechnol. 2014;14:112. doi: 10.1186/s12896-014-0112-x
  33. Biggemann J, Pezoldt M, Stumpf M, et al. Modular ceramic scaffolds for individual implants. Acta Biomater. 2018;80:390–400. doi: 10.1016/j.actbio.2018.09.008
  34. Kengelbach-Weigand A, Thielen C, Bäuerle T, et al. Personalized medicine for reconstruction of critical-size bone defects – a translational approach with customizable vascularized bone tissue. NPJ Regen Med. 2021;6(1):49. doi: 10.1038/s41536-021-00158-8
  35. Wu X, Wang Q, Kang N, et al. The effects of different vascular carrier patterns on the angiogenesis and osteogenesis of BMSC-TCP-based tissue-engineered bone in beagle dogs. J Tissue Eng Regen Med. 2017;11(2):542–552. doi: 10.1002/term.2076
  36. Yang YP, Gadomski BC, Bruyas A, et al. Investigation of a prevascularized bone graft for large defects in the ovine tibia. Tissue Eng Part A. 2021;27(23–24):1458–1469. doi: 10.1089/ten.TEA.2020.0347
  37. Yang YP, Labus KM, Gadomski BC, et al. Osteoinductive 3D printed scaffold healed 5 cm segmental bone defects in the ovine metatarsus. Sci Rep. 2021;11(1). doi: 10.1038/s41598-021-86210-5
  38. Vidal L, Brennan MÁ, Krissian S, et al. In situ production of pre-vascularized synthetic bone grafts for regenerating critical-sized defects in rabbits. Acta Biomater. 2020;114:384–394. doi: 10.1016/j.actbio.2020.07.030
  39. Kawai T, Pan CC, Okuzu Y, et al. Combining a vascular bundle and 3D printed scaffold with BMP-2 improves bone repair and angiogenesis. Tissue Eng Part A. 2021;27(23–24):1517–1525. doi: 10.1089/ten.TEA.2021.0049

补充文件

附件文件
动作
1. JATS XML
下载
2. Fig. 1. A mesh structure based on hollow and blind cylinders obtained by 3D printing [13]

下载 (252KB)
索引源数据
3. Fig. 2. Arteriovenous loop, presented by S. Kratzer et al. [28]: a, formation of an arteriovenous loop in the chamber; b, chamber made of polyethylene terephthalate (PET), including four holders and two layers of scaffold; c, fibrin gel on the scaffold surface; d, two additional layers of nanofiber scaffold. 1, inferior epigastric artery; 2, joint; 3, inferior epigastric vein

下载 (155KB)
索引源数据

版权所有 © Эко-Вектор, 2024

Creative Commons License
此作品已接受知识共享署名-非商业性使用-禁止演绎 4.0国际许可协议的许可。
 


Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».