Поиск и видовая идентификация патогенов природно-трансгенного вида Linaria vulgaris

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

В природе встречаются виды, содержащие в геномах гомологи генов Т-ДНК агробактерий (клТ-ДНК). Их называют природно-трансгенными. Среди возможных функций клТ-ДНК в литературе обсуждают ее влияние на микробиоту растений. Для изучения возможной экологической роли Т-ДНК больше других подходят представители рода Linaria (например, L. vulgaris), поскольку они широко встречаются в различных экологических нишах. Первым этапом оценки растительно-микробных взаимодействий с участием этих растений является описание изолятов с контрастной вирулент ностью в отношении льнянок. Поиск и ДНК-штрихкодирование таких изолятов фомоидных грибов стало целью данной работы. Для видоидентификации 14 штаммов, выделенных с растений семейств Plantaginaceae и Scrophullariaceae, использовали мультилокусный анализ по участкам внутренних транскрибируемых спейсеров, большой субъединицы РНК, гена тубулина. Вирулентность оценивали на отрезках листьев. К виду Boeremia exigua, имеющему обширный ареал обитания и широкую специализацию, были отнесены 9 штаммов. Штаммы этого вида были вирулентны в отношении L. vulgaris, но различались по агрессивности в отношении этого растения. Таким образом, была охарактеризована коллекция штаммов, которая в дальнейшем может быть использована для более детального изучения иммунного ответа природно-трансгенного растения L. vulgaris в ответ на инокуляцию фитопатогеном B. exigua. Итогом выполнения работы стала идентификация узкоспециализированного вида Heterophoma novae-verbascicola и широко специализированных видов Plectosphaerella cucumerina, Phoma herbarum и Trichothecium roseum, среди которых только P. cucumerina был слабым патогеном льнянок. Результаты подтверждают ранее полученные данные об обедненной микобиоте L. vulgaris.

Об авторах

Софья Валерьевна Сокорнова

ФГБНУ «Всероссийский научно-исследовательский институт защиты растений»

Автор, ответственный за переписку.
Email: mymryk@gmail.com
SPIN-код: 3223-0513

канд. биол. наук, старший научный сотрудник лаборатории токсикологии и биотехнологии

Россия, Пушкин, Санкт-Петербург

Елена Леонидовна Гасич

ФГБНУ «Всероссийский научно-исследовательский институт защиты растений»

Email: elena_gasich@mail.ru
SPIN-код: 1101-5323

канд. биол. наук, старший научный сотрудник лаборатории микологии и фитопатологии

Россия, Пушкин, Санкт-Петербург

Виктория Дмитриевна Бемова

ФГБУ ВПО «Санкт-Петербургский государственный университет»

Email: viktoria.bemova@yandex.ru

магистрант кафедры генетики и биотехнологии

Россия, Санкт-Петербург

Татьяна Валерьевна Матвеева

ФГБУ ВПО «Санкт-Петербургский государственный университет»

Email: radishlet@gmail.com
SPIN-код: 3877-6598

д-р биол. наук, профессор кафедры генетики и биотехнологии

Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Kyndt T, Quispe D, Zhai H, et al. The genome of cultivated sweet potato contains Agrobacterium T-DNAs with expressed genes: An example of a naturally transgenic food crop. Proc Natl Acad Sci USA. 2015;112(18): 5844-5849. doi: 10.1073/pnas.1419685112.
  2. Chen K, Otten L. Natural Agrobacterium Transformants: Recent Results and Some Theoretical Considerations. Front Plant Sci. 2017;8:1600. doi: 10.3389/fpls.2017.01600.
  3. Матвееева Т.В., Богомаз О.Д., Голованова Л.А., и др. Гомологи гена rolC природно-трансгенных льнянок Linaria vulgaris и Linaria creticola экспрессируются in vitro // Вавиловский журнал генетики и селекции. 2018;22(2):273-278. [Mat veeva TV, Bogomaz OD, Golovanova LA et al. Homologs of the rolC gene of naturally transgenic toadflaxes Linaria vulgaris and Linaria creticola are expressed in vitro. Russian Journal of Genetics: Applied Research. 2018;22(2):273-278 (In Russ.)]. doi: 10.18699/VJ18.359.
  4. Bulgakov VP, Tchernoded GK, Mischenko NP, et al. Effect of salicylic acid, methyl jasmonate, ethephon and cantharidin on anthraquinone production by Rubia cordifolia callus cultures transformed with the rolB and rolC genes. J Biotechnol. 2002;97(3):213-221. doi: 10.1016/s0168-1656(02)00067-6.
  5. Гюнтер Е.А., Попейко О.В., Шкрыль Ю.Н., и др. Влияние агробактериальных генов rol на содержание, строение пектиновых веществ и активность гликаназ в культурах трансгенных клеток Rubia cordifolia // Прикладная биохимия и микробиология. – 2013. – Т. 49. – № 4. – С. 409–416. [Gunter EA, Popeyko OV, Shkryl YN, et al. Effect of the rol Genes from Agrobacterium rhizogenes on the Content and Structure of Pectic Substances and Glycanase Activity in Rubia cordifolia Transgenic Cell Cultures. Applied biochemistry and microbiology. 2013;49(4):409-416. (In Russ.)]. doi: 1134/S0003683813040066.
  6. Veremeichik GN, Shkryl YN, Bulgakov VP, et al. Molecular cloning and characterization of seven class III peroxidases induced by overexpression of the agrobacterial rolB gene in Rubia cordifolia transgenic callus cultures. Plant Cell Rep. 2012;31(6):1009-1019. doi: 10.1007/s00299-011-1219-3.
  7. Bulgakov VP, Shkryl YN, Veremeichik GN, et al. Recent advances in the understanding of Agrobacterium rhizogenes-derived genes and their effects on stress resistance and plant metabolism. Adv Biochem Eng Biotechnol. 2013;134:1-22. doi: 10.1007/10_2013_179.
  8. plantarium.ru [интернет]. Определитель растений on-line [доступ от 01.10.2017]. Доступ по ссылке http://www.plantarium.ru/. [Plantarium.ru [Internet]. Identification guide for plants [cited 2017 October 1]. Available from: http://www.plantarium.ru/. (In Russ.)]
  9. Сокорнова С.В., Гасич Е.Л., Матвеева Т.В., Афонин А.Н. Микромицеты растений рода Linaria, содержащих в геноме т-ДНК // Микология и фитопатология. – 2015. – Т. 49. – № 3. – С. 188–193. [Sokornova SV, Gasich EL, Matveeva TV, Afonin AN. Micromycetes of plants Linariacontaining DNA sequences of agrobacterial origin in their genomes. Mikol Fitopatol. 2015;49(3):188-193. (In Russ.)]
  10. Boerema GH, de Gruyter J, Noordeloos ME, Hamers MEC Phoma identification Manual: differentiation of Specific and Infra-specific Taxa in Culture. Wallingford: CABI Publishing; 2004.
  11. Aveskamp MM, de Guyter J, Crous PW. Biology and recent developments in the systematics of Phoma, a complex genus of major quarantine significance. Fungal Divers. 2008;31:1-18.
  12. Chen Q, Jiang JR, Zhang GZ, et al. Resolving the Phoma enigma. Stud Mycol. 2015;82:137-217. doi: 10.1016/j.simyco.2015.10.003.
  13. Kumar S, Stecher G, Tamura K. MEGA7: Molecular Evolutionary Genetics Analysis Version 7.0 for Bigger Datasets. Mol Biol Evol. 2016;33(7):1870-1874. doi: 10.1093/molbev/msw054.
  14. White TJ, Bruns T, Lee S, Taylor JW. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. In: Innis MA, Gelfand DH, Sninsky JJ, White TJ, editors. PCR Protocols: A Guide to Methods and Applications. New York: Academic Press; 1990. P. 315-322.
  15. Rehner SA, Samuels GJ. Taxonomy and phylogeny of Gliocladium analysed from nuclear large subunit ribosomal DNA sequences. Mycol Res. 1994;98(6):625-34. doi: 10.1016/s0953-7562(09)80409-7.
  16. Vilgalys R, Hester M. Rapid genetic identification and mapping of enzymatically amplified ribosomal DNA from several Cryptococcus species. J Bacteriol. 1990;172(8):4238-4246. doi: 10.1128/jb.172.8.4238-4246.1990.
  17. O’Donnell K, Cigelnik E. Two divergent intragenomic rDNA ITS2 types within a monophyletic lineage of the fungus Fusarium are nonorthologous. Mol Phylogenet Evol. 1997;7(1):103-116. doi: 10.1006/mpev.1996.0376.
  18. Woudenberg JH, Aveskamp MM, de Gruyter J, et al. Multiple Didymella teleomorphs are linked to the Phoma clematidina morphotype. Persoonia. 2009;22:56-62. doi: 10.3767/003158509X427808.
  19. Van der Aa HA, Boerema GH, de Gruyter J Contributions towards amonograph of Phoma (Coelomycetes) VI-1. Section Phyilostictoides: Characteristics and nomenclature of its type species Phoma exigua. Persoonia. 2000;17(Pt 1): 435-456.
  20. Tsuchiya Y, McCourt P. Strigolactones: a new hormone with a past. Curr Opin Plant Biol. 2009;12(5):556-61. doi: 10.1016/j.pbi.2009.07.018.
  21. Matveeva TV, Sokornova SV, Lutova LA. Influence of Agrobacterium oncogenes on secondary metabolism of plants. Phytochem Rev. 2015;14(3):541-554. doi: 10.1007/s11101-015-9409-1.
  22. Tamura K, Nei M. Estimation of the number of nucleotide substitutions in the control region of mitochondrial DNA in humans and chimpanzees. Molecular Biology and Evolution. 1993;10:512-526.
  23. Kumar S, Stecher G, Tamura K. MEGA7: Molecular Evolutionary Genetics Analysis version 7.0 for bigger datasets. Molecular Biology and Evolution. 1993;33:1870-1874.
  24. Felsenstein J. Confidence limits on phylogenies: An approach using the bootstrap. Evolution. 1985;39: 783-791.
  25. Rai MK, Tiwari VV, Irinyi L, Kövics GJ. Advances in Taxonomy of Genus Phoma: Polyphyletic Nature and Role of Phenotypic Traits and Molecular Systematics. Indian J Microbiol. 2013;54(2):123-128. doi: 10.1007/s12088-013-0442-8.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Филогенетическое древо изолятов Boeremia exigua с указанием растений-хозяев. Древо построено с применением метода максимального правдоподобия. Консенсусное древо построено на основе 500 реплик бутстрепа. Начальное древо для эвристического поиска было получено автоматически, путем применения алгоритмов Neighbor-Join и BioNJ к матрице попарных расстояний, оцененных с использованием модели JTT, а затем выбора топологии с более высоким значением логарифма правдоподобия [22–24]

Скачать (114KB)
Метаданные

© Сокорнова С.В., Гасич Е.Л., Бемова В.Д., Матвеева Т.В., 2018

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.
 


Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах