Запах хищника дестабилизирует геном клеток костного мозга мыши

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Изучали влияние хемосигналов мочи самцов домашней кошки (Felis catus L.) на стабильность генома клеток костного мозга и уровень кортикостерона в плазме крови у мышей-реципиентов (Mus musculus L.). Показано, что двухчасовое предоставление летучих хемосигналов приводит к увеличению частоты клеток костного мозга с поврежденной ДНК, а 24-часовая экспозиция с хемосигналами приводит к увеличению частоты хромосомных аберраций в этих клетках. Таким образом, в работе впервые продемонстрирован эффект индукции геномной нестабильности в клетках костного мозга домовой мыши хемосигналами хищника. При этом ни через 30, ни через 60 минут после начала воздействия хемосигналами мочи кошек не выявлено увеличения уровня кортикостерона в плазме крови. Обсуждаются физиологические факторы, способствующие накоплению повреждений ДНК в клетках костного мозга, а также отдаленные последствия действия этих хемосигналов на стабильность генома.

Об авторах

Тимофей Сергеевич Глинин

Санкт-Петербургский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: t.glinin@gmail.com

аспирант, кафедра генетики и биотехнологии

Россия, Санкт-Петербург

Полина Андреевна Старшова

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: pstrsh@gmail.com

студент, кафедра генетики и биотехнологии

Россия, Санкт-Петербург

Виктория Андреевна Шубина

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: vicktory.shubina@gmail.com

студент, кафедра генетики и биотехнологии

Россия, Санкт-Петербург

Маргарита Владимировна Анисимова

Федеральный исследовательский центр «Институт цитологии и генетики» Сибирского отделения РАН

Email: anisimova@bionet.nsc.ru

аспирант, лаборатория генетики лабораторных животных

Россия, Новосибирск

Антон Александрович Бондаренко

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: emptybox1267@gmail.com

студент, кафедра генетики и биотехнологии

Россия, Санкт-Петербург

Михаил Павлович Мошкин

Федеральный исследовательский центр «Институт цитологии и генетики» Сибирского отделения РАН

Email: mmp@bionet.nsc.ru

д-р биол. наук, заведующий отделом генетических ресурсов лабораторных животных

Россия, Новосибирск

Евгений Владиславович Даев

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: mouse_gene@mail.ru

д-р биол. наук, профессор, кафедра генетики и биотехнологии

Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Sewards TV, Sewards MA. Innate visual object recognition in vertebrates: Some proposed pathways and mechanisms. Comparative Biochemistry and Physiology. A Molecular and Integrative Physiology. 2002;132(4):861-891. doi: 10.1016/S1095-6433(02)00119-8.
  2. Banks PB, Norrdahl K, Korpimäki E. Mobility decisions and the predation risks of reintroduction. Biological Conservation. 2002;103(2):133-138. doi: 10.1016/S0006-3207(01)00110-0.
  3. Apfelbach R, Blanchard CD, Blanchard RJ, et al. The effects of predator odors in mammalian prey species: A review of field and laboratory studies. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 2005;29(8):1123-1144. doi: 10.1016/j.neubiorev.2005.05.005.
  4. Curio E. The functional organization of anti-predator behaviour in the pied flycatcher: A study of avian visual perception. Animal Behaviour. 1975;32(1):1-12. doi: 10.1016/0003-3472(75)90056-1.
  5. Hegab IM, Kong S, Yang S, et al. The ethological relevance of predator odors to induce changes in prey species. Acta Ethologica. 2014;18(1):1-9. doi: 10.1007/s10211-014-0187-3.
  6. Kavaliers M, Choleris E, Colwell DD. Brief exposure to female odors «emboldens» male mice by reducing predator-induced behavioral and hormonal responses. Hormones and behavior. 2001;40(4):497-509. doi: 10.1006/hbeh.2001.1714.
  7. Munoz-Abellan C, Armario A, Nadal R. Do odors from different cats induce equivalent unconditioned and conditioned responses in rats? Physiology & Behavior. 2010;99(3):388-394. doi: 10.1016/j.physbeh.2009.12.008.
  8. Voznessenskaya VV, Malanina TV. Effect of chemical signals from a predator (Felis catus) on the reproduction of Mus musculus. Doklady. Biological Sciences. 2013;453(1):362-364. doi: 10.1134/S0012496613060057.
  9. Vasilieva NY, Cherepanova EV, Von Holst D, Apfelbach R. Predator odour and its impact on male fertility and reproduction in Phodopus campbelli hamsters. Naturwissenschaften. 2000;87(7):312-314. doi: 10.1007/s001140050728.
  10. Novotny M, Jemiolo B, Harvey S, et al. Adrenal-mediated endogenous metabolites inhibit puberty in female mice. Science. 1986;231(4739):722-725. doi: 10.1126/science.3945805.
  11. Daev EV, Kazarova VE, Vyborova AM, Dukel’skaya AV. Effects of “Pheromone-Like” pyrazine-containing compounds on stability of genetic apparatus in bone marrow cells of the male house mouse Mus musculus L. Journal of Evolutionary Biochemistry and Physiology. 2009;45(5):589-595. doi: 10.1134/S0022093009050053.
  12. Daev EV. Genetic consequences of olfactory stresses in mice. St Petersb. Gos. Univ. [dissertation] Saint Petersburg; 2006.
  13. Sasaki YF, Sekihashi K, Izumiyama F, Nishidate E, et al. The Comet Assay with Multiple Mouse Organs: Comparison of Comet Assay Results and Carcinogenicity with 208 Chemicals Selected from the IARC Monographs and U.S. NTP Carcinogenicity Database. Critical Reviews in Toxicology. 2000;30(6):629-799. doi: 10.1080/10408440008951123.
  14. Дурнев А.Д., Жанатаев А.К., Анисина Е.А., и др. Применение метода щелочного гель-электрофореза изолированных клеток для оценки генотоксических свойств природных и синтетических соединений: Методические рекомендации. – М., 2006 [Durnev AD, Zhanataev AK, Anisina EA, et al. Primenenie metoda shchelochnogo gel’-elektroforeza izolirovannykh kletok dlya otsenki genotoksicheskikh svoistv prirodnykh i sinteticheskikh soedinenii: Metodicheskie rekomendatsii. Moscow; 2006. (In Russ.)]
  15. Макаров В.Б., Сафронов В.В. Цитогенетические методы анализа хромосом. – М.: Наука, 1978. – С. 85. [Makarov VB, Safronov VV. Cytogenetic Methods of Chromosome Analysis. Moscow: Nauka; 1978. P. 85. (In Russ.)]
  16. Глотов Н.В., Животовский Л.А., Хованов Н.В., Хромов-Борисов Н.Н. Биометрия. – Л.: Изд-во ЛГУ, 1982. – С. 264. [Glotov NV, Zhivotovskii LA, Khovanov NV, Khromov-Borisov NN. Biometry. Leningrad: Izdatelstvo LGU; 1982. P. 264. (In Russ.)]
  17. McGregor IS, Schrama L, Ambermoon P, Dielenberg RA. Not all ‘predator odours’ are equal: cat odour but not 2,4,5 trimethylthiazoline (TMT; fox odour) elicits specific defensive behaviours in rats. Behavioural Brain Research. 2002;129(1-2):1-16. doi: 10.1016/S0166-4328(01)00324-2.
  18. Bowen MT, Keats K, Kendig MD, et al. Aggregation in quads but not pairs of rats exposed to cat odor or bright light. Behavioural Processes. 2012;90(3):331-336. doi: 10.1016/j.beproc.2012.03.014.
  19. Xu HY, Liu YJ, Xu MY, et al. Inactivation of the bed nucleus of the stria terminalis suppresses the innate fear responses of rats induced by the odor of cat urine. Neuroscience. 2012;221:21-27. doi: 10.1016/j.neuroscience.2012.06.056.
  20. Hegab IM, Wang A, Yin B, et al. Behavioral and neuroendocrine response of Brandt’s voles, Lasiopodomys brandtii, to odors of different species. European Journal of Wildlife Research. 2014;60(2):331-340. doi: 10.1007/s10344-013-0790-z.
  21. De Oliveira Crisanto K, de Andrade Wylqui MG, de Azevedo Silva KD, et al. The differential mice response to cat and snake odor. Physiology and Behavior. 2015;152: 272-279. doi: 10.1016/j.physbeh.2015.10.013.
  22. Dent CL, Isles AR, Humby T. Measuring risk-taking in mice: Balancing the risk between seeking reward and danger. European Journal of Neuroscience. 2014;39(4):520-530. doi: 10.1111/ejn.12430.
  23. Hacquemand R, Choffat N, Jacquot L, Brand G. Comparison between low doses of TMT and cat odor exposure in anxiety- and fear-related behaviors in mice. Behavioural Brain Research. 2013;238(1):227-231. doi: 10.1016/j.bbr.2012.10.014.
  24. Papes F, Logan DW, Stowers L. The Vomeronasal Organ Mediates Interspecies Defensive Behaviors through Detection of Protein Pheromone Homologs. Cell. 2010;141(4):692-703. doi: 10.1016/j.cell.2010.03.037.
  25. Mikhailov VM, Vezhenkova IV. Double-strand Breaks of DNA of C57BL and mdx Mouse Cardiomyocytes after Dynamic Stress. Cell and Tissue Biology. 2007;1(4): 328-333. doi: 10.1134/S1990519X07040049.
  26. Aguilera A, García-Muse T. Causes of Genome Instability. Annual Review of Genetics. 2013;47:1-32. doi: 10.1146/annurev-genet-111212-133232.
  27. Meijer L, Guidet S, Vogel L. Progress in cell cycle research. Springer Science & Bussines Media. 2012:284.
  28. Roy V, Belzung C, Delarue C, Chapillon P. Environmental enrichment in BALB/c mice: Effects in classical tests of anxiety and exposure to a predatory odor. Physiology and Behavior. 2001;74(3):313-320. doi: 10.1016/S0031-9384(01)00561-3.
  29. Sotnikov SV, Markt PO, Umriukhin AE, Landgraf R. Genetic predisposition to anxiety-related behavior predicts predator odor response. Behavioural Brain Research. 2011;225(1):230-234. doi: 10.1016/j.bbr.2011.07.022.
  30. Flint MS, Baum A, Chambers WH, Jenkins FJ. Induction of DNA damage, alteration of DNA repair and transcriptional activation by stress hormones. Psychoneuroendocrinology. 2007;32(5):470-479. doi: 10.1016/j.psyneuen.2007.02.013.
  31. Munoz-Abellan C, Andero R, Nadal R, Armario A. Marked dissociation between hypothalamic-pituitary-adrenal activation and long-term behavioral effects in rats exposed to immobilization or cat odor. Psychoneuroendocrinology. 2008;33(8):1139-1150. doi: 10.1016/j.psyneuen.2008.06.002.
  32. File SE, Zangrossi H, Sanders FL, Mabbutt PS. Dissociation between behavioral and corticosterone responses on repeated exposures to cat odor. Physiology and Behavior. 1993;54(6):1109-1111. doi: 10.1016/0031-9384(93)90333-B.
  33. Munoz-Abellan C, Daviu N, Rabasa C, et al. Cat odor causes long-lasting contextual fear conditioning and increased pituitary-adrenal activation, without modifying anxiety. Hormones and Behavior. 2009;56(4):465-471. doi: 10.1016/j.yhbeh.2009.08.002.
  34. Hara MR, Kovacs JJ, Whalen EJ, et al. A stress response pathway regulates DNA damage through β2-adrenoreceptors and β-arrestin-1. Nature. 2011; 477(7364):349-353. doi: 10.1038/nature10368.
  35. Hara MR, Sachs BD, Caron MG, Lefkowitz RJ. Pharmacological blockade of a β2AR-β-arrestin-1 signaling cascade prevents the accumulation of DNA damage in a behavioral stress model. Cell Cycle. 2013;12(2): 219-224. doi: 10.4161/cc.23368.
  36. Daev EV, Vorob’ev KV, Shustova TI, et al. Genotype-Specific Changes in Functional Parameters of Immunocompetent Cells in Laboratory Male Mice under Conditions of Pheromoneal Stress. Russian Journal of Genetics. 2000;36(8):872-876.
  37. Daev EV. Stress, chemocommunication, and the physiological hypothesis of mutation. Russian Journal of Genetics. 2000;43(10):1082-0392. doi: 10.1134/S102279540710002X.
  38. Cha HJ, Yim H. The accumulation of DNA repair defects is the molecular origin of carcinogenesis. Tumor Biology. 2013;34(6):3293-3302. doi: 10.1007/s13277-013-1038-y.
  39. Moskalev AA, Shaposhnikov MV, Plyusnina EN, et al. The role of DNA damage and repair in aging through the prism of Koch-like criteria. Ageing Research Reviews. 2013;12(2):661-684. doi: 10.1016/j.arr.2012.02.001.
  40. Flach J, Bakker ST, Mohrin M, et al. Replication stress is a potent driver of functional decline in ageing haematopoietic stem cells. Nature. 2013;512(7513): 198-202. doi: 10.1038/nature13619.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Общая частота поврежденных ядер с содержанием ДНК в хвосте кометы > 5 % (а), частоты слабо- (b) и сильноповрежденных (c) ядер клеток костного мозга с содержанием ДНК в хвосте комет 5–20 % и >20 % соответственно у самцов мышей линии СВА после воздействия мочой котов. Варианты воздействия: C — контроль; CU2 и CU24 — 2- и 24-часовое воздействие мочой котов соответственно; АА — инъекция акриламида. Приведены значения медиан, границ первого и третьего квартилей, минимальное и максимальное значения, скобками сверху указаны достоверно отличающиеся варианты (критерий Манна — Уитни)

Скачать (70KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Общая частота хромосомных аберраций (Mean ± ± 95 % SD) в делящихся клетках костного мозга самцов мышей линии СВА после 24-часового воздействия летучими хемосигналами мочи котов. C — контроль (вода); CU 24 — 24-часовое воздействие мочой котов; для выявления различий использовался t-критерий; N — число животных в группе

Скачать (19KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Уровень кортикостерона в плазме крови самцов мышей линии СВА после воздействия хемосигналами мочи котов. C — контроль; CU30 и CU60 — 30 и 60-минутное воздействие хемосигналами мочи котов, соответственно. Для каждого варианта отмечены медианы, границы первого и третьего квартилей, минимальное и максимальное значения (критерий Манна – Уитни, p > 0,1)

Скачать (12KB)
Метаданные

© Глинин Т.С., Старшова П.А., Шубина В.А., Анисимова М.В., Бондаренко А.А., Мошкин М.П., Даев Е.В., 2017

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.
 


Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах