Генетический полиморфизм восковника болотного (Красная книга Российской Федерации) на северо-западе России

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Актуальность. Восковник болотный (Myrica gale L.) — охраняемый вид растений, встречающийся в Российской Федерации только в Ленинградской области и в Карелии. С генетической точки зрения практически не изучен. Предположительно гексаплоиден, размножается главным образом вегетативно, роль полового размножения в воспроизведении восковника не ясна. Все популяции этого вида на территории Российской Федерации малочисленны и относятся к периферическим (занимают в ареале крайнее восточное положение).

Цель работы — исследовать полиморфизм геномной ДНК в популяциях восковника на территории Российской Федерации, оценить роль полового размножения в воспроизведении и расселении данного вида.

Материалы и методы. AFLP-анализ геномной ДНК восковника из 6 природных популяций (5 популяций в Ленинградской области, 1 в Карелии). Используя 3 пары праймеров, мы исследовали генетический полиморфизм восковника по 22 фрагментам ДНК.

Результаты. Каждая из исследованных популяций восковника генетически полиморфна. Среди 182 проанализированных растений мы выявили 27 AFLP-генотипов, два из которых обычны для всех 6 популяций. Большинство остальных AFLP-генотипов (20) обнаружены всего у одного или двух растений. Некоторые из этих редких AFLP-генотипов, по-видимому, являются результатами мутационных и/или рекомбинационных процессов на основе обычных AFLP-генотипов.

Заключение. Наличие потенциально рекомбинантных AFLP-генотипов позволяет предположить, что в воспроизведении восковника роль полового размножения хотя и минорна, но все же заметна.

Об авторах

Олег Николаевич Тиходеев

Санкт-Петербургский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: tikhodeyev@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-9923-8614
SPIN-код: 4663-2218

канд. биол. наук, доцент

Россия, Санкт-Петербург

Марина Юрьевна Тиходеева

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: marinaur@list.ru
ORCID iD: 0000-0002-9347-6758
SPIN-код: 2573-2107

канд. биол. наук

Россия, Санкт-Петербург

Анна Эдуардовна Романович

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: aromanovich@gmail.com
ORCID iD: 0009-0004-7839-8482
SPIN-код: 8364-4430

канд. биол. наук

Россия, Санкт-Петербург

Ульяна Андреевна Галактионова

Санкт-Петербургский государственный университет; ООО «Вега ГК Алкор Био»

Email: ugalaktionova@alkorbio.ru
Россия, Санкт-Петербург; Санкт-Петербург

Ольга Андреевна Семичева

Санкт-Петербургский государственный университет; ООО «Вега ГК Алкор Био»

Email: osemicheva@alkorbio.ru
Россия, Санкт-Петербург; Санкт-Петербург

Вячеслав Николаевич Большаков

ООО «Вега ГК Алкор Био»

Email: vbolshakov@alkorbio.ru
ORCID iD: 0009-0007-5126-6035
Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Grayson K.L., Johnson D.M. Novel insights on population and range edge dynamics using an unparalleled spatiotemporal record of species invasion // J Anim Ecol. 2018. Vol. 87, N. 3. P. 581–593. doi: 10.1111/1365-2656.12755
  2. Bondareva O., Genelt-Yanovskiy E., Abramson N. Copse snail Arianta arbustorum (Linnaeus, 1758) (Gastropoda: Helicidae) in the Baltic Sea Region: Invasion or range extension? Insights from phylogeographic analysis and climate niche modeling // J Zool Syst Evol Res. 2020. Vol. 58, N. 1. P. 221–229. doi: 10.1111/jzs.12350
  3. Rehm E.M., Olivas P., Stroud J., Feeley K.J. Losing your edge: climate change and the conservation value of range-edge populations // Ecol Evol. 2015. Vol. 5, N. 19. P. 4315–4326. doi: 10.1002/ece3.1645
  4. Вавилов Н.И. Центры происхождения культурных растений. Труды по прикладной ботанике и селекции. Т. 16. Ленинград: ВИР, 1926.
  5. Eckert C.G., Samis K.E., Lougheed S.C. Genetic variation across species’ geographical ranges: the central-marginal hypothesis and beyond // Mol Ecol. 2008. Vol. 17, N. 5. P. 1170–1188. doi: 10.1111/j.1365-294x.2007.03659.x
  6. Brown J.H., Stevens G.C., Kaufman D.M. The geographic range: size, shape, boundaries, and internal structure // Annu Rev Ecol Syst. 1996. Vol. 27. P. 597–623. doi: 10.1146/annurev.ecolsys.27.1.597
  7. Pulliam R.H. On the relationship between niche and distribution // Ecol Lett. 2000. Vol. 3. P. 349–361. doi: 10.1046/j.1461-0248.2000.00143.x
  8. Wright S. Evolution in Mendelian populations // Genetics. 1931. Vol. 16, N. 2. P. 97–159. doi: 10.1093/genetics/16.2.97
  9. Кайданов Л.З. Генетика популяций. Москва: Высшая школа, 1996. 319 с.
  10. Masel J. Genetic drift // Curr Biol. 2011. Vol. 21, N. 20. P. R837–R838. doi: 10.1016/j.cub.2011.08.007
  11. Klimes L., Klimesova J., Hendriks R., van Groenendael J. Clonal plant architecture: a comparative analysis of form and function. В кн.: The ecology and evolution of clonal plants / De Kroon H., van Groenendael J., editors. Leiden: Backhys Publishers, 1997. P. 1–29.
  12. Красная книга Республики Карелия / под ред. Э.В. Ивантера, О.Л. Кузнецова. Петрозаводск: Карелия, 2007. 364 с.
  13. Восковник болотный. В кн.: Флора СССР. Т. 5 / под ред. В.Л. Комарова. Москва; Ленинград: Изд-во АН СССР, 1936. С. 243–244.
  14. Волкова Е.А., Смагин В.А., Храмцов В.Н. Сообщества с Myrica gale L. на болотах побережья Финского залива (Санкт-Петербург и Ленинградская область) // Растительность России. 2021. № 41. С. 58–74. EDN: HGHKAD doi: 10.31111/vegrus/2021.41.58
  15. Красная книга Российской Федерации (растения и грибы) / под ред. Л.В. Бардунова, В.С. Новикова. Москва: Министерство природных ресурсов и экологии РФ и Росприроднадзор, 2008. 885 с.
  16. Poore M.E.D. The ecology of woodwalton fen // J Ecol. 1956. Vol. 44, N. 2. P. 455–492. doi: 10.2307/2256832
  17. Skene K.R., Sprent J.I., Raven J.A., Herdman L. Myrica gale L. // J Ecol. 2000. Vol. 88, N. 6. P. 1079–1094. doi: 10.1046/j.1365-2745.2000.00522.x
  18. Schwintzer C.R., Ostrofsky A. Factors affecting germination of Myrica gale seeds // Can J Forest Res. 1989. Vol. 19, N. 9. P. 1105–1109. doi: 10.1139/x89-167
  19. Bond G. The fixation of nitrogen associated with the root nodules of Myrica gale L., with special reference to its pH relation and ecological significance // Ann Bot. 1951. Vol. 15, N. 4. P. 447–459. doi: 10.1093/oxfordjournals.aob.a083291
  20. Schwintzer C.R., Lancelle S.A. Effect of water table depth on shoot growth, root growth and nodulation of Myrica gale seedlings // J Ecol. 1983. Vol. 71, N. 2. P. 489–501. doi: 10.2307/2259730
  21. Crocker L.J., Schwintzer C.R. Factors affecting formation of cluster roots in Myrica gale seedlings in water culture // Plant Soil. 1993. Vol. 152. P. 287–298. doi: 10.1007/BF00029099
  22. MacDonald A.D. The morphology and relationships of the Myricaceae. В кн.: Evolution, systematics and fossil history of the Hamamelidae. Vol. 2. Higher Hamamelidae / P.R. Crane, S. Blackmore, editors. Oxford: Clarendon Press, 1989. P. 147–165.
  23. de Vere N., Rich T.C., Ford C.R., et al. DNA barcoding the native flowering plants and conifers of Wales // PloS One. 2012. Vol. 7. ID e37945. doi: 10.1371/journal.pone.0037945
  24. Kuzmina M.L., Braukman T.W.A., Fazecas A.J., et al. Using herbarium-derived DNAs to assemble a largescale DNA barcode library for the vascular plants of Canada // Appl Plant Sci. 2017. Vol. 5, N. 12. ID 1700079. doi: 10.3732/apps.1700079
  25. Галактионова У.А., Большаков В.Н., Тиходеева М.Ю., Тиходеев О.Н. Специфические проблемы при выделении геномной ДНК из растений // Ботанический журнал. 2023. Т. 108, № 6. С. 603–614. EDN: ZLLHZC doi: 10.31857/S0006813623060030
  26. Семичева О.А., Галактионова У.А., Большаков В.Н., и др. Полиморфизм геномной ДНК Myrica gale L. на территории государственного природного заказника «Лебяжий» (южное побережье Финского залива) // Ботанический журнал. 2024. Т. 109, № 1. (принята к публикации).
  27. Svoboda K.P., Inglis A., Hampson J., et al. Biomass production, essential oil yield and composition of Myrica gale L. harvested from wild populations in Scotland and Finland // Flavour Frag J. 1998. Vol. 13, N. 6. P. 367–372. doi: 10.1002/(SICI)1099-1026(199811/12)13:6%3C367::AID-FFJ724%3E3.0.CO;2-M
  28. Sylvestre M., Legault J., Dufour D., Pichette A. Chemical composition and anticancer activity of leaf essential oil of Myrica gale L. // Phytomedicine. 2005. Vol. 12, N. 2. P. 299–304. doi: 10.1016/j.phymed.2003.12.004
  29. Popovici J., Bertrand C., Bagnarol E., et al. Chemical composition of essential oil and headspace-solid microextracts from fruits of Myrica gale L. and antifungal activity // Nat Product Res. 2008. Vol. 22, N. 12. P. 1024–1032. doi: 10.1080/14786410802055568
  30. Rosa G.P., Silva B.J., Seca A.M.L., et al. Phytochemicals with added value from Morella and Myrica species // Molecules. 2020. Vol. 25, N. 24. ID 6052. doi: 10.3390 %2Fmolecules25246052
  31. Aggarwal G., Edhigalla P., Walia P. A comprehensive review of high-quality plant DNA isolation // J Pharm Innov. 2022. Vol. SP-11, N. 6. P. 171–176.
  32. Kotchoni S.O., Gachomo E.W. A rapid and hazardous reagent free protocol for genomic DNA extraction suitable for genetic studies in plants // Mol Biol Rep. 2009. Vol. 36. P. 1633–1636. doi: 10.1007/s11033-008-9362-9
  33. Blignaut M., Ellis A.G., Le Roux J.J. Towards a transferable and cost-effective plant AFLP protocol // PloS One. 2013. Vol. 8. ID e61704. doi: 10.1371 %2Fjournal.pone.0061704
  34. Глотов Н.В., Животовский Л.А., Хованов Н.В., Хромов-Борисов Н.Н. Биометрия. Ленинград: Изд-во ЛГУ, 1982.
  35. Leipold M., Tausch S., Hirtreiter M., et al. Sampling for conservation genetics: how many loci and individuals are needed to determine the genetic diversity of plant populations using AFLP? // Conserv Genet Resour. 2020. Vol. 12. P. 99–108. doi: 10.1007/s12686-018-1069-1
  36. Huguet V., Batzli J.M., Zimpfer J.F., et al. Diversity and specificity of Frankia strains in nodules of sympatric Myrica gale, Alnus incana, and Shepherdia canadensis determined by rrs gene polymorphism // Appl Environ Microbiol. 2001. Vol. 67, N. 5. P. 2116–2122. doi: 10.1128 %2FAEM.67.5.2116-2122.2001
  37. Huguet V., Mergeay M., Cervantes E., Fernandez M. Diversity of Frankia strains associated to Myrica gale in Western Europe: impact of host plant (Myrica vs. Alnus) and of edaphic factors // Environ Microbiol. 2004. Vol. 6, N. 10. P. 1032–1041. doi: 10.1111/j.1462-2920.2004.00625.x
  38. Popovici J., Comte G., Bagnarol E., et al. Differential effects of rare specific flavonoids on compatible and incompatible strains in the Myrica gale-Frankia actinorhizal symbiosis // Appl Environ Microbiol. 2010. Vol. 76, N. 8. P. 2451–2460. doi: 10.1128/aem.02667-09
  39. Popovici J., Walker V., Bertrand C., et al. Strain specificity in the Myricaceae–Frankia symbiosis is correlated to plant root phenolics // Funct Plant Biol. 2011. Vol. 38, N. 9. P. 682–689. doi: 10.1071/fp11144
  40. Saunders J.A., Pedroni M.J., Penrose L.D., Fist A.J. AFLP analysis of opium poppy // Crop Sci. 2001. Vol. 41, N. 5. P. 1596–1601. doi: 10.2135/cropsci2001.4151596x
  41. Nguyen T.T., Taylor P.W.J., Redden R.J., Ford R. Genetic diversity estimates in Cicer using AFLP analysis // Plant Breed. 2004. Vol. 123, N. 2. P. 173–179. doi: 10.1046/j.1439-0523.2003.00942.x
  42. Gil-Vega K., Díaz C., Nava-Cedillo A., Simpson J. AFLP analysis of Agave tequilana varieties // Plant Sci. 2006. Vol. 170, N. 4. P. 904–909. doi: 10.1016/j.plantsci.2005.12.014
  43. Patsias K., Bruelheide H. Is the degree of clonality of forest herbs dependent on gap age? Using fingerprinting approaches to assess optimum successional stages for montane forest herbs // Ecol Evol. 2011. Vol. 1, N. 3. P. 290–305. doi: 10.1002/ece3.23
  44. Roldan-Ruiz I., Dendauw J., Van Bockstaele E., et al. AFLP markers reveal high polymorphic rates in ryegrasses (Lolium spp.) // Mol Breed. 2000. Vol. 6. P. 125–134. doi: 10.1023/A%3A1009680614564
  45. Инге-Вечтомов С.Г. Генетика с основами селекции. 2-е изд. Санкт-Петербург: Н-Л, 2010.
  46. Эмбриология цветковых растений. Терминология и концепции. В 3-х т. Т. 3: Системы репродукции / под ред. Т.Б. Батыгиной. Москва: Мир и семья, 2000. 640 с.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рисунок. Пример фрагментов ДНК, выбранных для AFLP-анализа восковника при использовании пары праймеров F-EcoRI-AAT и Tru9I-CTT. Число над пиком означает размер выбранного фрагмента (п. н.). Фрагменты, соответствующие другим пикам на этой хроматограмме, не были выбраны для анализа, поскольку либо недостаточно четко идентифицировались, либо не всегда воспроизводились в независимых технических повторностях. Оранжевым цветом показаны маркеры длин фрагментов

Скачать (986KB)
Метаданные

© Эко-Вектор, 2024


 


Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах