Модели осмотического стресса как инструмент для протеомного и метаболомного анализа семян бобовых

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Засуха представляет серьезную проблему для устойчивого развития современного сельского хозяйства и достижения высокой продуктивности сельскохозяйственных культур. Дефицит влаги вызывает осмотический стресс и запускает физиологические реакции растений, которые характеризуются снижением водного потенциала, уменьшением устьичной проводимости и понижением эффективности фотосинтеза. Длительная адаптация к осмотическому стрессу сопровождается сложными метаболическими перестройками, приводящими к накоплению осмопротекторов, активации антиоксидантных систем и усилению биосинтеза стресс-протекторных белков. Степень и продолжительность засухи, наряду с генотипом и стадией развития растений, влияют на реакцию растений на стресс, что, в свою очередь, сказывается на количестве и качестве урожая. В частности, для бобовых, которые играют важнейшую роль в системе питания человека и животных, понимание адаптивных стратегий против засухи имеет большое значение для выведения засухоустойчивых сортов, поскольку эти культуры произрастают преимущественно в полузасушливых регионах. В свою очередь, методы протеомики и метаболомики служат ценными инструментами, позволяющими всесторонне оценивать молекулярную динамику, которая определяет реакцию растений на засуху. Кроме того, для эффективной оценки реакции бобовых на дефицит влаги необходимо использование надежных моделей, имитирующих засуху. В данном обзоре рассматриваются перспективы использования различных моделей осмотического стресса для изучения протеомных и метаболомных изменений в семенах бобовых культур.

Об авторах

Татьяна Сергеевна Леонова

Лейбниц-институт биохимии растений

Email: Tatiana.Leonova@ipb-halle.de
ORCID iD: 0000-0002-7153-5059
SPIN-код: 6132-3216
Германия, Галле (Заале)

Татьяна Евгеньевна Билова

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: bilova.tatiana@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-6024-3667
SPIN-код: 4992-4778
Scopus Author ID: 6508127438
ResearcherId: M-2405-2015

канд. биол. наук

Россия, Санкт-Петербург

Андрей Александрович Фролов

Лейбниц-институт биохимии растений; Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева

Автор, ответственный за переписку.
Email: Andrej.Frolov@ipb-halle.de
ORCID iD: 0000-0002-7593-7717
SPIN-код: 5105-2490

д-р биол. наук

Германия, Галле (Заале); Москва, Россия

Список литературы

  1. Mbow C., Rosenzweig C., Barioni L.G., et al. Food security. В кн.: Climate change and land: An IPCC special report on climate change, desertification, land degradation, sustainable land management, food security, and greenhouse gas fluxes in terrestrial ecosystems. Cambridge University Press, 2019. P. 437–550. doi: 10.1017/9781009157988.007
  2. Dietz K.-J., Zörb C., Geilfus C.-M. Drought and crop yield // Plant Biol. 2021. Vol. 23, N. 6. P. 881–893. doi: 10.1111/PLB.13304
  3. Zandalinas S.I., Mittler R., Balfagón D., et al. Plant adaptations to the combination of drought and high temperatures // Physiol Plant. 2018. Vol. 162, N. 1. P. 2–12. doi: 10.1111/PPL.12540
  4. Farooq M., Wahid A., Kobayashi N., et al. Plant drought stress: Effects, mechanisms and management. В кн.: Lichtfouse E., Navarrete M., Debaeke P., et al editors. Sustainable agriculture. Dordrecht: Springer; 2009. P. 153–188. doi: 10.1007/978-90-481-2666-8_12/COVER
  5. Daryanto S., Wang L., Jacinthe P.A. Global synthesis of drought effects on food legume production // PLoS One. 2015. Vol. 10, N. 6. ID e0127401. doi: 10.1371/JOURNAL.PONE.0127401
  6. Khatun M., Sarkar S., Era F.M., et al. Drought stress in grain legumes: Effects, tolerance mechanisms and management // Agronomy. 2021. Vol. 11, N. 12. ID 2374. doi: 10.3390/AGRONOMY11122374
  7. Yan S., Bhawal R., Yin Z., et al. Recent advances in proteomics and metabolomics in plants // Mol Hortic. 2022. Vol. 2. ID 17. doi: 10.1186/S43897-022-00038-9
  8. Osmolovskaya N., Shumilina J., Kim A., et al. Methodology of drought stress research: experimental setup and physiological characterization // Int J Mol Sci. 2018. Vol. 19, N. 12. ID 4089. doi: 10.3390/ijms19124089
  9. Hussain S., Hussain S., Qadir T., et al. Drought stress in plants: An overview on implications, tolerance mechanisms and agronomic mitigation strategies // Plant Sci Today. 2019. Vol. 6, N. 4. P. 389–402. doi: 10.14719/PST.2019.6.4.578
  10. Shanker A.K., Maheswari M., Yadav S.K., et al. Drought stress responses in crops // Funct Integr Genom. 2014. Vol. 14, N. 1. P. 11–22. doi: 10.1007/S10142-013-0356-X
  11. Hammad S.A.R., Ali O.A.M. Physiological and biochemical studies on drought tolerance of wheat plants by application of amino acids and yeast extract // Ann Agric Sci. 2014. Vol. 59, N. 1. P. 133–145. doi: 10.1016/J.AOAS.2014.06.018
  12. Sarwat M., Tuteja N. Hormonal signaling to control stomatal movement during drought stress // Plant Gene. 2017. Vol. 11-B. P. 143–153. doi: 10.1016/J.PLGENE.2017.07.007
  13. Harrison E.L., Arce Cubas L., Gray J.E., Hepworth C. The influence of stomatal morphology and distribution on photosynthetic gas exchange // Plant J. 2020. Vol. 101, N. 4. P. 768–779. doi: 10.1111/TPJ.14560
  14. Anjum S.A., Xie X.-Y., Wang L.-C., et al. Morphological, physiological and biochemical responses of plants to drought stress // Afr J Agric Res. 2011. Vol. 6, N. 9. P. 2026–2032. doi: 10.5897/AJAR10.027
  15. Razi K., Muneer S. Drought stress-induced physiological mechanisms, signaling pathways and molecular response of chloroplasts in common vegetable crops // Crit Rev Biotechnol. 2021. Vol. 41, N. 5. P. 669–691. doi: 10.1080/07388551.2021.1874280
  16. Chaves M.M., Flexas J., Pinheiro C. Photosynthesis under drought and salt stress: regulation mechanisms from whole plant to cell // Ann Bot. 2009. Vol. 103, N. 4. P. 551–560. doi: 10.1093/AOB/MCN125
  17. Waser N.M., Price M.V. Drought, pollen and nectar availability, and pollination success // Ecology. 2016. Vol. 97, N. 6. P. 1400–1409. doi: 10.1890/15-1423.1
  18. Awasthi R., Kaushal N., Vadez V., et al. Individual and combined effects of transient drought and heat stress on carbon assimilation and seed filling in chickpea // Funct Plant Biol. 2014. Vol. 41, N. 11. P. 1148–1167. doi: 10.1071/FP13340
  19. Ghanbari A.A., Mousavi S.H., Mousapour G.A., Rao I.M. Effects of water stress on leaves and seeds of bean (Phaseolus vulgaris L.) // Turk J Field Crops. 2013. Vol. 181, N. 1. P. 73–77.
  20. Sehgal A., Sita K., Siddique K.H.M., et al. Drought or/and heat-stress effects on seed filling in food crops: Impacts on functional biochemistry, seed yields, and nutritional quality // Front Plant Sci. 2018. Vol. 871. ID 1705. doi: 10.3389/FPLS.2018.01705
  21. Ochatt S.J. Agroecological impact of an in vitro biotechnology approach of embryo development and seed filling in legumes // Agron Sustain Dev. 2015. Vol. 35, N. 2. P. 535–552. doi: 10.1007/S13593-014-0276-8
  22. Zia R., Nawaz M.S., Siddique M.J., et al. Plant survival under drought stress: Implications, adaptive responses, and integrated rhizosphere management strategy for stress mitigation // Microbiol Res. 2021. Vol. 242. ID 126626. doi: 10.1016/J.MICRES.2020.126626
  23. Basu S., Ramegowda V., Kumar A., Pereira A. Plant adaptation to drought stress // F1000Res. 2016. Vol. 5, N. F1000 Faculty Rev. ID 1554. doi: 10.12688/F1000RESEARCH.7678.1
  24. Kooyers N.J. The evolution of drought escape and avoidance in natural herbaceous populations // Plant Sci. 2015. Vol. 234. P. 155–162. doi: 10.1016/J.PLANTSCI.2015.02.012
  25. Bandurska H. Drought stress responses: Coping strategy and resistance // Plants. 2022. Vol. 11, N. 7. ID 922. doi: 10.3390/PLANTS11070922
  26. Ashraf M. Inducing drought tolerance in plants: recent advances // Biotechnol Adv. 2010. Vol. 28, N. 1. P. 169–183. doi: 10.1016/J.BIOTECHADV.2009.11.005
  27. Ma Y., Dias M.C., Freitas H. Drought and salinity stress responses and microbe-induced tolerance in plants // Front Plant Sci. 2020. Vol. 11, N. 13. ID 591911. doi: 10.3389/FPLS.2020.591911
  28. Rodrigues J., Inzé D., Nelissen H., Saibo N.J.M. Source-sink regulation in crops under water deficit // Trends Plant Sci. 2019. Vol. 24, N. 7. P. 652–663. doi: 10.1016/J.TPLANTS.2019.04.005
  29. Karlova R., Boer D., Hayes S., Testerink C. Root plasticity under abiotic stress // Plant Physiol. 2021. Vol. 187, N. 3. ID 1057. doi: 10.1093/PLPHYS/KIAB392
  30. Dinneny J.R. Developmental responses to water and salinity in root systems // Annu Rev Cell Dev Biol. 2019. Vol. 35. P. 239–257. doi: 10.1146/ANNUREV-CELLBIO-100617-062949
  31. Robbins N.E., Dinneny J.R. Growth is required for perception of water availability to pattern root branches in plants // PNAS USA. 2018. Vol. 115, N. 4. P. E822–E831. doi: 10.1073/PNAS.1710709115
  32. Bailey-Serres J., Parker J.E., Ainsworth E.A., et al. Genetic strategies for improving crop yields // Nature. 2019. Vol. 575, N. 7781. P. 109–118. doi: 10.1038/S41586-019-1679-0
  33. Gupta A., Rico-Medina A., Caño-Delgado A.I. The physiology of plant responses to drought // Science. 2020. Vol. 368, N. 6488. P. 266–269. doi: 10.1126/SCIENCE.AAZ7614
  34. Chen K., Li G.-J., Bressan R.A., et al. Abscisic acid dynamics, signaling, and functions in plants // J Integr Plant Biol. 2020. Vol. 62, N. 1. P. 25–54. doi: 10.1111/jipb.12899
  35. Groppa M.D., Benavides M.P. Polyamines and abiotic stress: recent advances // Amino Acids. 2008. Vol. 34, N. 1. P. 35–45. doi: 10.1007/S00726-007-0501-8
  36. Ozturk M., Turkyilmaz Unal B., García-Caparrós P., et al. Osmoregulation and its actions during the drought stress in plants // Physiol Plant. 2021. Vol. 172, N. 2. P. 1321–1335. doi: 10.1111/PPL.13297
  37. Hayat S., Hayat Q., Alyemeni M.N., et al. Role of proline under changing environments: a review // Plant Signal Behav. 2012. Vol. 7, N. 11. P. 1456–1466. doi: 10.4161/PSB.21949
  38. Annunziata M.G., Ciarmiello L.F., Woodrow P., et al. Spatial and temporal profile of glycine betaine accumulation in plants under abiotic stresses // Front Plant Sci. 2019. Vol. 10. ID 230. doi: 10.3389/FPLS.2019.00230
  39. Kaur H., Manna M., Thakur T., et al. Imperative role of sugar signaling and transport during drought stress responses in plants // Physiol Plant. 2021. Vol. 171, N. 4. P. 833–848. doi: 10.1111/PPL.13364
  40. Mathan J., Singh A., Ranjan A. Sucrose transport in response to drought and salt stress involves ABA-mediated induction of OsSWEET13 and OsSWEET15 in rice // Physiol Plant. 2021. Vol. 171, N. 4. P. 620–637. doi: 10.1111/PPL.13210
  41. La V.H., Lee B.-R., Islam T., et al. Antagonistic shifting from abscisic acid- to salicylic acid-mediated sucrose accumulation contributes to drought tolerance in Brassica napus // Environ Exp Bot. 2019. Vol. 162. P. 38–47. doi: 10.1016/J.ENVEXPBOT.2019.02.001
  42. Shumilina J., Kusnetsova A., Tsarev A., et al. Glycation of plant proteins: Regulatory roles and interplay with sugar signalling? // Int J Mol Sci. 2019. Vol. 20, N. 9. ID 2366. doi: 10.3390/ijms20092366
  43. Iordachescu M., Imai R. Trehalose biosynthesis in response to abiotic stresses // J Integr Plant Biol. 2008. Vol. 50, N. 10. P. 1223–1229. doi: 10.1111/J.1744-7909.2008.00736.X
  44. Yuan F., Yang H., Xue Y., et al. OSCA1 mediates osmotic-stress-evoked Ca2+ increases vital for osmosensing in Arabidopsis // Nature. 2014. Vol. 514, N. 7522. P. 367–371. doi: 10.1038/NATURE13593
  45. Fahad S., Bajwa A.A., Nazir U., et al. Crop production under drought and heat stress: Plant responses and management options // Front Plant Sci. 2017. Vol. 8. ID 1147. doi: 10.3389/FPLS.2017.01147
  46. Apel K., Hirt H. Reactive oxygen species: Metabolism, oxidative stress, and signal transduction // Annu Rev Plant Biol. 2004. Vol. 55. P. 373–379. doi: 10.1146/ANNUREV.ARPLANT.55.031903.141701
  47. Sun Z., Li S., Chen W., et al. Plant dehydrins: Expression, regulatory networks, and protective roles in plants challenged by abiotic stress // Int J Mol Sci. 2021. Vol. 22, N. 23. ID 12619. doi: 10.3390/IJMS222312619
  48. Priya M., Dhanker O.P., Siddique K.H.M., et al. Drought and heat stress-related proteins: an update about their functional relevance in imparting stress tolerance in agricultural crops // Theor Appl Genet. 2019. Vol. 132, N. 6. P. 1607–1638. doi: 10.1007/S00122-019-03331-2
  49. Kalogeropoulos N., Chiou A., Ioannou M., et al. Nutritional evaluation and bioactive microconstituents (phytosterols, tocopherols, polyphenols, triterpenic acids) in cooked dry legumes usually consumed in the Mediterranean countries // Food Chem. 2010. Vol. 121, N. 3. P. 682–690. doi: 10.1016/J.FOODCHEM.2010.01.005
  50. Robinson G.H.J., Balk J., Domoney C. Improving pulse crops as a source of protein, starch and micronutrients // Nutr Bull. 2019. Vol. 44, N. 3. ID 202. doi: 10.1111/NBU.12399
  51. Stagnari F., Maggio A., Galieni A., Pisante M. Multiple benefits of legumes for agriculture sustainability: an overview // Chem Biol Technol Agric. 2017. Vol. 4. ID 2. doi: 10.1186/S40538-016-0085-1
  52. Jensen E.S., Peoples M.B., Boddey R.M., et al. Legumes for mitigation of climate change and the provision of feedstock for biofuels and biorefineries. A review // Agron Sustain Dev. 2012. Vol. 32, N. 2. P. 329–364. doi: 10.1007/S13593-011-0056-7
  53. Preissel S., Reckling M., Schläfke N., Zander P. Magnitude and farm-economic value of grain legume pre-crop benefits in Europe: A review // Field Crops Res. 2015. Vol. 175. P. 64–79. doi: 10.1016/J.FCR.2015.01.012
  54. St. Luce M., Grant C.A., Zebarth B.J., et al. Legumes can reduce economic optimum nitrogen rates and increase yields in a wheat-canola cropping sequence in Western Canada // Field Crops Res. 2015. Vol. 179. P. 12–25. doi: 10.1016/J.FCR.2015.04.003
  55. Nadeem M., Li J., Yahya M., et al. Research progress and perspective on drought stress in legumes: A review // Int J Mol Sci. 2019. Vol. 20, N. 10. ID 2541. doi: 10.3390/IJMS20102541
  56. Ullah A., Farooq M. The challenge of drought stress for grain legumes and options for improvement // Arch Agron Soil Sci. 2022. Vol. 68, N. 11. P. 1601–1618. doi: 10.1080/03650340.2021.1906413
  57. Farooq M., Gogoi N., Barthakur S., et al. Drought stress in grain legumes during reproduction and grain filling // J Agron Crop Sci. 2017. Vol. 203, N. 2. P. 81–102. doi: 10.1111/JAC.12169
  58. Busse M.D., Bottomley P.J. Growth and nodulation responses of Rhizobium meliloti to water stress induced by permeating and nonpermeating solutes // Appl Environ Microbiol. 1989. Vol. 55, N. 10. ID 2431. doi: 10.1128/AEM.55.10.2431-2436.1989
  59. Guerin V., Trinchant J.C., Rigaud J. Nitrogen fixation (C2H2 reduction) by broad bean (Vicia faba L.) Nodules and bacteroids under water-restricted conditions // Plant Physiol. 1990. Vol. 92, N. 3. P. 595–601. doi: 10.1104/PP.92.3.595
  60. Davis L.C., Imsande J. Direct test for altered gas exchange rates in water-stressed soybean nodules // Ann Bot. 1988. Vol. 61, N. 2. P. 169–177. doi: 10.1093/oxfordjournals.aob.a087539
  61. Purcell L.C., King C.A. Drought and nitrogen source effects on nitrogen nutrition, seed growth, and yield in soybean // J Plant Nutr. 2008. Vol. 19, N. 6. P. 969–993. doi: 10.1080/01904169609365173
  62. Du Y., Zhao Q., Chen L., et al. Effect of drought stress at reproductive stages on growth and nitrogen metabolism in soybean // Agronomy. 2020. Vol. 10, N. 2. ID 302. doi: 10.3390/AGRONOMY10020302
  63. Alghamd S.S. Chemical composition of FABA bean (Vicia faba L.) genotypes under various water regimes // Pakistan J Nutr. 2009. Vol. 8, N. 4. P. 477–482. doi: 10.3923/PJN.2009.477.482
  64. Ibrahim S.A., Hala K. Growth, yield and chemical constituents of soybean (Glycin max L.) plants as affect by plant spacing under different irrigation intervals // Res J Agric Biol Sci. 2007. Vol. 3, N. 6. P. 657–663.
  65. Hossein Behboudian M., Qifu M., Turner N.C., Palta J.A. Reactions of chickpea to water stress: yield and seed composition // J Sci Food Agric. 2001. Vol. 81, N. 13. P. 1288–1291. doi: 10.1002/JSFA.939
  66. Hummel M., Hallahan B.F., Brychkova G., et al. Reduction in nutritional quality and growing area suitability of common bean under climate change induced drought stress in Africa // Sci Rep. 2018. Vol. 8. ID 16187. doi: 10.1038/s41598-018-33952-4
  67. Mansourifar C., Shaban M., Ghobadi M., Ajirlu A.R. Effect of drought stress and N fertilizer on yield, yield components and grain storage proteins in chickpea (Cicer arientum L.) cultivars // Afr J Agron. 2021. Vol. 9, N. 1. P. 1–9.
  68. Khalil S.E., Ismael E.G. Growth, yield and seed quality of Lupinus termis as affected by different soil moisture levels and different ways of yeast application // J Am Sci. 2010. Vol. 6, N. 8. P. 141–153.
  69. Dwivedi S.L., Nigam S.N., Nageswara Rao R.C., et al. Effect of drought on oil, fatty acids and protein contents of groundnut (Arachis hypogaea L.) seeds // Field Crops Res. 1996. Vol. 48, N. 2–3. P. 125–133. doi: 10.1016/S0378-4290(96)01027-1
  70. Kirnak H., Dogan E., Turkoglu H. Effect of drip irrigation intensity on soybean seed yield and quality in the semi arid Harran plain, Turkey // Span J Agric Res. 2010. Vol. 8, N. 4. P. 1208–1217. doi: 10.5424/SJAR/2010084-1239
  71. Bellaloui N., Mengistu A., Kassem M.A., et al. Effects of genetics and environment on fatty acid stability in soybean seed // Food Nutr Sci. 2013. Vol. 4, N. 9. P. 165–175. doi: 10.4236/FNS.2013.49A1024
  72. Gebeyehu S., Wiese H., Schubert S. Effects of drought stress on seed sink strength and leaf protein patterns of common bean genotypes // Afr Crop Sci J. 2010. Vol. 18, N. 2. P. 75–88. doi: 10.4314/ACSJ.V18I2.65799
  73. Sehgal A., Sita K., Bhandari K., et al. Influence of drought and heat stress, applied independently or in combination during seed development, on qualitative and quantitative aspects of seeds of lentil (Lens culinaris Medikus) genotypes, differing in drought sensitivity // Plant Cell Environ. 2019. Vol. 42, N. 1. P. 198–211. doi: 10.1111/PCE.13328
  74. Nakagawa A.C.S., Itoyama H., Ariyoshi Y., et al. Drought stress during soybean seed filling affects storage compounds through regulation of lipid and protein metabolism // Acta Physiol Plant. 2018. Vol. 40, N. 6. ID 111. doi: 10.1007/S11738-018-2683-Y
  75. Rozrokh M., Sabaghpour S.H., Armin M., Asgharipour M. The effects of drought stress on some biochemical traits in twenty genotypes of chickpea // Eur J Exp Biol. 2012. Vol. 2. P. 1980–1987.
  76. El Haddad N., Choukri H., Ghanem M.E., et al. High-temperature and drought stress effects on growth, yield and nutritional quality with transpiration response to vapor pressure deficit in lentil // Plants. 2022. Vol. 11, N. 1. ID 95. doi: 10.3390/PLANTS11010095/S1
  77. Ellis N., Hattori C., Cheema J., et al. NMR metabolomics defining genetic variation in pea seed metabolites // Front Plant Sci. 2018. Vol. 9. ID 367950. doi: 10.3389/FPLS.2018.01022
  78. Farooq M., Hussain M., Usman M., et al. Impact of abiotic stresses on grain composition and quality in food legumes // J Agric Food Chem. 2018. Vol. 66, N. 34. P. 8887–8897. doi: 10.1021/acs.jafc.8b02924
  79. Langridge P., Reynolds M. Breeding for drought and heat tolerance in wheat // Theor Appl Genet. 2021. Vol. 134, N. 6. P. 1753–1769. doi: 10.1007/S00122-021-03795-1
  80. Wang J., Li C., Li L., et al. Exploitation of drought tolerance-related genes for crop improvement // Int J Mol Sci. 2021. Vol. 22, N. 19. ID 10265. doi: 10.3390/IJMS221910265
  81. McMillen M.S., Mahama A.A., Sibiya J., et al. Improving drought tolerance in maize: Tools and techniques // Front Genet. 2022. Vol. 13. ID 1001001. doi: 10.3389/FGENE.2022.1001001
  82. Farooq M., Wahid A., Kobayashi N., et al. Plant drought stress: effects, mechanisms and management // Agron Sustain Dev. 2009. Vol. 29, N. 1. P. 185–212. doi: 10.1051/AGRO:2008021
  83. Bodner G., Nakhforoosh A., Kaul H.-P. Management of crop water under drought: a review // Agron Sustain Dev. 2015. Vol. 35, N. 2. P. 401–442. doi: 10.1007/S13593-015-0283-4
  84. Ford K.L., Cassin A., Bacic A. Quantitative proteomic analysis of wheat cultivars with differing drought stress tolerance // Front Plant Sci. 2011. Vol. 2. ID 44. doi: 10.3389/FPLS.2011.00044
  85. Deen S., Amist N., Singh N.B. PEG imposed water deficit and physiological alterations in hydroponic cabbage // Iran J Plant Physiol. 2016. Vol. 6, N. 2. P. 1651–1658.
  86. Ji H., Liu L., Li K., et al. PEG-mediated osmotic stress induces premature differentiation of the root apical meristem and outgrowth of lateral roots in wheat // J Exp Bot. 2014. Vol. 65, N. 17. P. 4863–4872. doi: 10.1093/JXB/ERU255
  87. Chen T., Fluhr R. Singlet oxygen plays an essential role in the root’s response to osmotic stress // Plant Physiol. 2018. Vol. 177, N. 4. P. 1717–1727. doi: 10.1104/PP.18.00634
  88. Van Der Weele C.M., Spollen W.G., Sharp R.E., Baskin T.I. Growth of Arabidopsis thaliana seedlings under water deficit studied by control of water potential in nutrient-agar media // J Exp Bot. 2000. Vol. 51, N. 350. P. 1555–1562. doi: 10.1093/JEXBOT/51.350.1555
  89. Frolov A., Bilova T., Paudel G., et al. Early responses of mature Arabidopsis thaliana plants to reduced water potential in the agar-based polyethylene glycol infusion drought mode // J Plant Physiol. 2017. Vol. 208. P. 70–83. doi: 10.1016/j.jplph.2016.09.013
  90. Paudel G., Bilova T., Schmidt R., et al. Osmotic stress is accompanied by protein glycation in Arabidopsis thaliana // J Exp Bot. 2016. Vol. 67, N. 22. P. 6283–6295. doi: 10.1093/jxb/erw395
  91. Leonova T., Shumilina J., Kim A., et al. Agar-based polyethylene glycol (PEG) infusion model for pea (Pisum sativum L.) — perspectives of translation to legume crop plants // Biol Commun. 2022. Vol. 67, N. 3. P. 236–244. doi: 10.21638/spbu03.2022.309
  92. Koskosidis A., Khah E., Mavromatis A., et al. Effect of PEG-induced drought stress on germination of ten chickpea (Cicer arietinum L.) genotypes // Not Bot Horti Agrobot Cluj Napoca. 2020. Vol. 48, N. 1. P. 294–304. doi: 10.15835/NBHA48111799
  93. Foti C., Kalampokis I.F., Aliferis K.A., Pavli O.I. Metabolic responses of two contrasting lentil genotypes to PEG-Induced drought stress // Agronomy. 2021. Vol. 11, N. 6. ID 1190. doi: 10.3390/AGRONOMY11061190
  94. Yang Z.-B., Eticha D., Rotter B., et al. Physiological and molecular analysis of polyethylene glycol-induced reduction of aluminium accumulation in the root tips of common bean (Phaseolus vulgaris) // New Phytol. 2011. Vol. 192, N. 1. P. 99–113. doi: 10.1111/J.1469-8137.2011.03784.X
  95. Fang P., Li M., Guo Q., et al. Genome-wide analysis of the SMXL gene family in common bean and identification of karrikin-responsive PvSMXL2 as a negative regulator of PEG-induced drought stress // Gene. 2023. Vol. 887. ID 147741. doi: 10.1016/J.GENE.2023.147741
  96. Leonova T., Popova V., Tsarev A., et al. Does protein glycation impact on the drought-related changes in metabolism and nutritional properties of mature pea (Pisum sativum L.) seeds? // Int J Mol Sci. 2020. Vol. 21, N. 2. ID 567. doi: 10.3390/ijms21020567
  97. Bündig C., Vu T.H., Meise P., et al. Variability in osmotic stress tolerance of starch potato genotypes (Solanum tuberosum L.) as revealed by an in vitro screening: role of proline, osmotic adjustment and drought response in pot trials // J Agron Crop Sci. 2017. Vol. 203, N. 3. P. 206–218. doi: 10.1111/JAC.12186
  98. Jahan M.S., Zhao C.J., Shi L.B., et al. Physiological mechanism of melatonin attenuating to osmotic stress tolerance in soybean seedlings // Front Plant Sci. 2023. Vol. 14. ID 1193666. doi: 10.3389/FPLS.2023.1193666
  99. Shivakrishna M.P., Reddy A.K., Rao D.M. Effect of PEG-6000 imposed drought stress on RNA content, relative water content (RWC), and chlorophyll content in peanut leaves and roots // Saudi J Biol Sci. 2018. Vol. 25, N. 2. P. 285–289. doi: 10.1016/J.SJBS.2017.04.008
  100. Muscolo A., Junker A., Klukas C., et al. Phenotypic and metabolic responses to drought and salinity of four contrasting lentil accessions // J Exp Bot. 2015. Vol. 66, N. 18. ID 5467. doi: 10.1093/JXB/ERV208
  101. Ramalingam A., Kudapa H., Pazhamala L.T., et al. Proteomics and metabolomics: Two emerging areas for legume improvement // Front Plant Sci. 2015. Vol. 6. ID 165222. doi: 10.3389/FPLS.2015.01116
  102. Weckwerth W. Unpredictability of metabolism — the key role of metabolomics science in combination with next-generation genome sequencing // Anal Bioanal Chem. 2011. Vol. 400, N. 7. ID 1967–1978. doi: 10.1007/S00216-011-4948-9
  103. Bouchnak I., Brugière S., Moyet L., et al. Unraveling hidden components of the chloroplast envelope proteome: Opportunities and limits of better MS sensitivity // Mol Cell Proteom. 2019. Vol. 18, N. 7. P. 1285–1306. doi: 10.1074/MCP.RA118.000988
  104. Yang Y., Saand M.A., Huang L., et al. Applications of multi-omics technologies for crop improvement // Front Plant Sci. 2021. Vol. 12. ID 563953. doi: 10.3389/FPLS.2021.563953
  105. Li H., Yang M., Zhao C., et al. Physiological and proteomic analyses revealed the response mechanisms of two different drought-resistant maize varieties // BMC Plant Biol. 2021. Vol. 21. ID 513. doi: 10.1186/S12870-021-03295-W
  106. Yahoueian S.H., Bihamta M.R., Babaei H.R., Bazargani M.M. Proteomic analysis of drought stress response mechanism in soybean (Glycine max L.) leaves // Food Sci Nutr. 2021. Vol. 9, N. 4. P. 2010–2020. doi: 10.1002/FSN3.2168
  107. Gupta S., Mishra S.K., Misra S., et al. Revealing the complexity of protein abundance in chickpea root under drought-stress using a comparative proteomics approach // Plant Physiol Biochem. 2020. Vol. 151. P. 88–102. doi: 10.1016/J.PLAPHY.2020.03.005
  108. Kottapalli K.R., Zabet-Moghaddam M., Rowland D., et al. Shotgun label-free quantitative proteomics of water-deficit-stressed midmature peanut (Arachis hypogaea L.) seed // J Proteome Res. 2013. Vol. 12, N. 11. P. 5048–5057. doi: 10.1021/PR400936D
  109. Poza-Viejo L., Redondo-Nieto M., Matías J., et al. Shotgun proteomics of quinoa seeds reveals chitinases enrichment under rainfed conditions // Sci Rep. 2023. Vol. 13, N. 1. ID 4951. doi: 10.1038/s41598-023-32114-5
  110. Farag M.A., Sharaf El-Din M.G., Selim M.A., et al. Nuclear magnetic resonance metabolomics approach for the analysis of major legume sprouts coupled to chemometrics // Molecules. 2021. Vol. 26, N. 3. ID 761. doi: 10.3390/MOLECULES26030761
  111. Fayek N.M., Mekky R.H., Dias C.N., et al. UPLC-MS metabolome-based seed classification of 16 vicia species: A prospect for phyto-equivalency and chemotaxonomy of different accessions // J Agric Food Chem. 2021. Vol. 69, N. 17. P. 5252–5266. doi: 10.1021/ACS.JAFC.0C06054/SUPPL_FILE/JF0C06054_SI_001.PDF
  112. Gundaraniya S.A., Ambalam P.S., Tomar R.S. Metabolomic profiling of drought-tolerant and susceptible peanut (Arachis hypogaea L.) genotypes in response to drought stress // ACS Omega. 2020. Vol. 5, N. 48. P. 31209–31219. doi: 10.1021/ACSOMEGA.0C04601
  113. Subramani M., Urrea C.A., Kalavacharla V. Comparative analysis of untargeted metabolomics in tolerant and sensitive genotypes of common bean (Phaseolus vulgaris L.) seeds exposed to terminal drought stress // Metabolites. 2022. Vol. 12, N. 10. ID 944. doi: 10.3390/METABO12100944/S1

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рисунок. Воздействие засухи на растения и стратегии устойчивости к ней растений

Скачать (276KB)
Метаданные

© Эко-Вектор, 2024

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.
 


Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».