Анализ накопления районов гомозиготности у кур пушкинской породы с использованием данных полногеномного генотипирования

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Актуальность. Поиск генетических факторов, влияющих на формирование продуктивных качеств новых селекционных форм и популяций кур, — важное направление изучения геномов животных. Полученные знания могут быть востребованными в проектах по созданию современных отечественных высокопродуктивных линий птицы.

Цель — провести сравнительный анализ локализации гомозиготных районов на хромосомах кур у представителей четырех пород из Центра коллективного пользования «Генетическая коллекция редких и исчезающих пород кур» для выявления «следов селекции» и поиска генов, ассоциированных с продуктивными признаками.

Материалы и методы. На основе биоинформационного анализа 42 275 маркеров SNP, выявленных с помощью микрочипа Illumina Chicken 60K SNP iSelect BeadChip, получены данные о распределении гомозиготных районов четырех популяций кур ЦКП «Генетическая коллекция редких и исчезающих пород кур» (ВНИИГРЖ, Санкт-Петербург): пушкинская (n = 20), корниш (n = 22), черно-пестрый австралорп (n = 20), русская белая (n = 23).

Результаты и выводы. У кур пушкинской породы наблюдаемая гетерозиготность составила 0,372 ± 0,004, что выше, чем в других популяциях. По показателю инбридинга, основанному на анализе гомозиготных районов, максимальный уровень выявлен у кур породы корниш. Для пушкинской породы отмечено накопление гомозиготных районов на хромосомах 1, 2, 6, 8. Обнаруженные гомозиготные районы являются доказательством интенсивного отбора, а аннотированные в этих локусах гены, позволяют предположить функциональные особенности участков, находящихся под селекционным давлением.

Об авторах

Наталия Викторовна Дементьева

Всероссийский научно-исследовательский институт генетики и разведения сельскохозяйственных животных — филиал Федерального исследовательского центра животноводства — ВИЖ им. акад. Л.К. Эрнста

Email: dementevan@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-0210-9344
SPIN-код: 8768-8906
Scopus Author ID: 57189759592
ResearcherId: Т-4551-2018

канд. биол. наук, вед. научн. сотр.

Россия, г. Пушкин, Санкт-Петербург

Юрий Сергеевич Щербаков

Всероссийский научно-исследовательский институт генетики и разведения сельскохозяйственных животных — филиал Федерального исследовательского центра животноводства — ВИЖ им. акад. Л.К. Эрнста

Email: yura.10.08.94.94@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-6434-6287
SPIN-код: 3547-1009
Scopus Author ID: 57221619264
ResearcherId: AAR-5595-2020

мл. научн. сотр.

Россия, г. Пушкин, Санкт-Петербург

Ольга Викторовна Митрофанова

Всероссийский научно-исследовательский институт генетики и разведения сельскохозяйственных животных — филиал Федерального исследовательского центра животноводства — ВИЖ им. акад. Л.К. Эрнста

Email: mo1969@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-4702-2736
SPIN-код: 4378-9500
Scopus Author ID: 57188701229
ResearcherId: S-5336-2018

канд. биол. наук, ученый секретарь

Россия, г. Пушкин, Санкт-Петербург

Анатолий Борисович Вахрамеев

Всероссийский научно-исследовательский институт генетики и разведения сельскохозяйственных животных — филиал Федерального исследовательского центра животноводства — ВИЖ им. акад. Л.К. Эрнста

Автор, ответственный за переписку.
Email: ab_poultry@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-5166-979X
SPIN-код: 6810-7339
Scopus Author ID: 56862214400
ResearcherId: AAD-1068-2022

ст. научн. сотр.

Россия, г. Пушкин, Санкт-Петербург

Вадим Камильевич Хлесткин

Всероссийский научно-исследовательский институт генетики и разведения сельскохозяйственных животных — филиал Федерального исследовательского центра животноводства — ВИЖ им. акад. Л.К. Эрнста

Email: khlestkin@bionet.nsc.ru
ORCID iD: 0000-0001-9605-8028
SPIN-код: 6367-2970
Scopus Author ID: 56368129500
ResearcherId: D-5493-2018

канд. хим. наук, директор

Россия, г. Пушкин, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. vniigen.ru [интернет]. ВНИИГРЖ — Всероссийский научно-исследовательский институт генетики и разведения сельскохозяйственных животных. Доступ по ссылке: https://vniigen.ru/ckp-geneticheskaya-kollekciya-redkix-i-ischezayushhix-porod-kur/
  2. Патент РФ № 3633/17.07.2006. Попов И.И., Прохоренко П.Н., Борисенко Е.В., и др. «Куры: Пушкинская». Москва: ФГБУ «Госсорткомиссия», 2007. Доступ по ссылке: https://reestr.gossortrf.ru/sorts/9358991/
  3. Zhang Q., Guldbrandtsen B., Bosse M., et al. Runs of homozygosity and distribution of functional variants in the cattle genome // BMC Genomics. 2015. Vol. 16. ID 542. doi: 10.1186/s12864-015-1715-x
  4. Joaquim L.B., Chud T.C.S., Marchesi J.A.P., et al. Genomic structure of a crossbred Landrace pig population // PLOS ONE. 2019. Vol. 14, No. 2. ID e0212266. doi: 10.1371/journal.pone.0212266
  5. Weng Z., Xu Y., Zhong M., et al. Runs of homozygosity analysis reveals population characteristics of yellow-feathered chickens using re-sequencing data // Br Poult Sci. 2021. ID 2003752. doi: 10.1080/00071668.2021.2003752
  6. Rostamzadeh Mahdabi E., Esmailizadeh A., Ayatollahi Mehrgardi A., Asadi Fozi M. A genome-wide scan to identify signatures of selection in two Iranian indigenous chicken ecotypes // Genet Sel Evol. 2021. Vol. 53. ID 72. doi: 10.1186/s12711-021-00664-9
  7. Cendron F., Mastrangelo S., Tolone M., et al. Genome-wide analysis reveals the patterns of genetic diversity and population structure of 8 Italian local chicken breeds // Poult Sci. 2021. Vol. 100, No. 2. P. 441–451. doi: 10.1016/j.psj.2020.10.023
  8. Kirin M., McQuillan R., Franklin C.S., et al. Genomic runs of homozygosity record population history and consanguinity // PLoSOne. 2010. Vol. 5, No. 11. ID e13996. doi: 10.1371/journal.pone.0013996
  9. Doekes H.P., Bijma P., Windig J.J. How Depressing is Inbreeding? A Meta-Analysis of 30 Years of Research on the Effects of Inbreeding in Livestock // Genes. 2021. Vol. 12, No. 6. ID 926. doi: 10.3390/genes12060926
  10. Mastrangelo S., Tolone M., Di Gerlando R., et al. Genomic inbreeding estimation in small populations: evaluation of runs of homozygosity in three local dairy cattle breeds // Animal. 2016. Vol. 10, No. 5. P. 746–754. doi: 10.1017/S1751731115002943
  11. Abdelmanova A.S., Dotsev A.V., Romanov M.N., et al. Unveiling Comparative Genomic Trajectories of Selection and Key Candidate Genes in Egg-Type Russian White and Meat-Type White Cornish Chickens // Biology. 2021. Vol. 10, No. 9. ID 876. doi: 10.3390/biology10090876
  12. Peripolli E., Munari D.P., Silva M.V.G.B., et al. Runs of homozygosity: current knowledge and applications in livestock // Animal Genetics. 2016. Vol. 48, No. 3. P. 255–271. doi: 10.1111/age.12526
  13. Alexander D.H., Novembre J., Lange K. Fast model-based estimation of ancestryin unrelated individuals // Genome Res. 2009. Vol. 19, No. 9. P. 1655–1664. doi: 10.1101/gr.094052.109
  14. Tao Z., Zhu C., Song W., et al. Inductive expression of the NOD1 signalling pathway in chickens infected with Salmonella pullorum // Br Poult Sci. 2017. Vol. 58, No. 3. P. 242–250. doi: 10.1080/00071668.2017.1280771
  15. Abadjieva D., Ankova D., Grigorova S., Kistanova E. The effect of Artichoke (Cynara scolymus L.) on the expression of calcium-binding proteins in the eggshell gland of laying hens // Pol J Vet Sci. 2021. Vol. 24, No. 1. P. 127–133. doi: 10.24425/pjvs.2021.136801
  16. Halgrain M., Bernardet N., Crepeau M., et al. Eggshell decalcification and skeletal mineralization during chicken embryonic development: defining candidate genes in the chorioallantoic membrane // Poult Sci. 2022. Vol. 101, No. 2. ID 101622. doi: 10.1016/j.psj.2021.101622
  17. Miczán V., Kelemen K., Glavinics J.R., et al. NECAB1 and NECAB2 are Prevalent Calcium-Binding Proteins of CB1/CCK-Positive GABAergic Interneurons // Cereb Cortex. 2021. Vol. 31, No. 3. P. 1786–1806. doi: 10.1093/cercor/bhaa326
  18. Peng Y., Song Y., Wang H. Systematic Elucidation of the Aneuploidy Landscape and Identification of Aneuploidy Driver Genes in Prostate Cancer // Front Cell Dev Biol. 2022. Vol. 9. ID 723466. doi: 10.3389/fcell.2021.723466
  19. Morioka S., Nigorikawa K., Okada E., et al. TMEM55a localizes to macrophage phagosomes to downregulate phagocytosis // J Cell Sci. 2018. Vol. 131, No. 5. ID jcs213272. doi: 10.1242/jcs.213272
  20. Kim H.J., Kim J. OTUD6A Is an Aurora Kinase A-Specific Deubiquitinase // Int J Mol Sci. 2021. Vol. 22, No. 4. ID 1936. doi: 10.3390/ijms22041936
  21. Davoodi P., Ehsani A., Vaez Torshizi R., Masoudi A.A. New insights into genetics underlying of plumage color // Anim Genet. 2022. Vol. 53, No. 1. P. 80–93. doi: 10.1111/age.13156
  22. Shi Y., Wang Y., Jiang H., et al. Mitochondrial dysfunction induces radioresistance in colorectal cancer by activating [Ca2+]m-PDP1-PDH-histone acetylation retrograde signaling // Cell Death Dis. 2021. Vol. 12. ID 837. doi: 10.1038/s41419-021-03984-2
  23. Kobierecka P.A., Wyszyńska A.K., Gubernator J., et al. Chicken Anti-Campylobacter Vaccine – Comparison of Various Carriers and Routes of Immunization // Front Microbiol. 2016. Vol. 7. ID 740. doi: 10.3389/fmicb.2016.00740
  24. Mao H.G., Xu X.L., Cao H.Y., et al. H-FABP gene expression and genetic association with meat quality traits in domestic pigeons (Columba livia) // Br Poult Sci. 2021. Vol. 62, No. 2. P. 172–179. doi: 10.1080/00071668.2020.1839016
  25. Guo Y., Cheng L., Li X., et al. Transcriptional regulation of CYP19A1 expression in chickens: ESR1, ESR2 and NR5A2 form a functional network // Gen Comp Endocrinol. 2022. Vol. 315. ID 113939. doi: 10.1016/j.ygcen.2021.113939
  26. Shcherbakova A., Tiemann B., Buettner F.F.R., Bakker H. Distinct C-mannosylation of netrin receptor thrombospondin type 1 repeats by mammalian DPY19L1 and DPY19L3 // PNAS USA. 2017. Vol. 114, No. 10. P. 2574–2579. doi: 10.1073/pnas.1613165114
  27. Tong H., Liu X., Li T., et al. INTS8 accelerates the epithelial-to-mesenchymal transition in hepatocellular carcinoma by upregulating the TGF-β signaling pathway // Cancer Manag Res. 2019. Vol. 11. ID 1869–1879. doi: 10.2147/CMAR.S184392
  28. Li D., Pan Z., Zhang K., et al. Identification of the Differentially Expressed Genes of Muscle Growth and Intramuscular Fat Metabolism in the Development Stage of Yellow Broilers // Genes. 2020. Vol. 11, No. 3. ID 244. doi: 10.3390/genes11030244
  29. Dinh E., Rival T., Carrier A., et al. TP53INP1 exerts neuroprotection under ageing and Parkinson’s disease-related stress condition // Cell Death Dis. 2021. Vol. 12. ID 460. doi: 10.1038/s41419-021-03742-4
  30. Chen Q., Wang Y., Liu Z., et al. Transcriptomic and proteomic analyses of ovarian follicles reveal the role of VLDLR in chicken follicle selection // BMC Genomics. 2020. Vol. 21, No. 1. ID 486. doi: 10.1186/s12864-020-06855-w
  31. Luo W., Chen J., Li L., et al. c-Myc inhibits myoblast differentiation and promotes myoblast proliferation and muscle fibre hypertrophy by regulating the expression of its target genes, miRNAs and lincRNAs // Cell Death Differ. 2019. Vol. 26, No. 3. P. 426–442. doi: 10.1038/s41418-018-0129-0
  32. Bello S.F., Xu H., Guo L., et al. Hypothalamic and ovarian transcriptome profiling reveals potential candidate genes in low and high egg production of white Muscovy ducks (Cairina moschata) // Poult Sci. 2021. Vol. 100, No. 9. ID 101310. doi: 10.1016/j.psj.2021.101310
  33. Xing S., Liu R., Zhao G., Groenen M.A.M., et al. Time Course Transcriptomic Study Reveals the Gene Regulation During Liver Development and the Correlation with Abdominal Fat Weight in Chicken // Front Genet. 2021. Vol. 12. ID 723519. doi: 10.3389/fgene.2021.723519
  34. Vilchez Larrea S., Valsecchi W.M., Fernández Villamil S.H., Lafon Hughes L.I. First body of evidence suggesting a role of a tankyrase-binding motif (TBM) of vinculin (VCL) in epithelial cells // PeerJ. 2021. Vol. 9. ID e11442. doi: 10.7717/peerj.1144
  35. Chen G., Sun J., Xie M., et al. PLAU Promotes Cell Proliferation and Epithelial-Mesenchymal Transition in Head and Neck Squamous Cell Carcinoma // Front Genet. 2021. Vol. 12. ID 651882. doi: 10.3389/fgene.2021.651882
  36. Wingo A.P., Velasco E.R., Florido A., et al. Expression of the PPM1F Gene Is Regulated by Stress and Associated With Anxiety and Depression // Biol Psychiatry. 2018. Vol. 83, No. 3. P. 284–295. doi: 10.1016/j.biopsych.2017.08.013
  37. Shi C.Y., Kingston E.R., Kleaveland B., et al. The ZSWIM8 ubiquitin ligase mediates target-directed microRNA degradation // Science. 2020. Vol. 370, No. 6523. ID eabc9359. doi: 10.1126/science.abc9359
  38. Zhong Y., Chen L., Li J., et al. Integration of summary data from GWAS and eQTL studies identified novel risk genes for coronary artery disease // Medicine (Baltimore). 2021. Vol. 100, No. 11. ID e24769. doi: 10.1097/MD.0000000000024769
  39. Ruan W., Yang Y., Yu Q., et al. FUT11 is a target gene of HIF1α that promotes the progression of hepatocellular carcinoma // Cell Biol Int. 2021. Vol. 45, No. 11. P. 2275–2286. doi: 10.1002/cbin.11675
  40. van Eldik W., Beqqali A., Monshouwer-Kloots J., et al. Cytoskeletal heart-enriched actin-associated protein (CHAP) is expressed in striated and smooth muscle cells in chick and mouse during embryonic and adult stages // Int J Dev Biol. 2011. Vol. 55. P. 649–655. doi: 10.1387/ijdb.103207wv
  41. Zhang Z., Du H., Yang C., et al. Comparative transcriptome analysis reveals regulators mediating breast muscle growth and development in three chicken breeds // Anim Biotechnol. 2019. Vol. 30, No. 3. P. 233–241. doi: 10.1080/10495398.2018.1476377
  42. Bottje W., Kong B.-W., Reverter A., et al. Progesterone signalling in broiler skeletal muscle is associated with divergent feed efficiency // BMC Syst Biol. 2017. Vol. 11. ID 29. doi: 10.1186/s12918-017-0396-2
  43. Chen L., He Q., Liu Y., et al. PPP3CB Inhibits Migration of G401 Cells via Regulating Epithelial-to-Mesenchymal Transition and Promotes G401 Cells Growth // Int J Mol Sci. 2019. Vol. 20, No. 2. ID 275. doi: 10.3390/ijms20020275
  44. Guo K., Lin X., Li Y., et al. Proteomic analysis of chicken embryo fibroblast cells infected with recombinant H5N1 avian influenza viruses with and without NS1 eIF4GI binding domain // Oncotarget. 2017. Vol. 9. P. 8350–8367. doi: 10.18632/oncotarget.23615
  45. Ríos H., Paganelli A.R., Fosser N.S. The role of PDLIM1, a PDZ-LIM domain protein, at the ribbon synapses in the chicken retina // J Comp Neurol. 2020. Vol. 528, No. 11. P. 1820–1832. doi: 10.1002/cne.24855
  46. Zhang X., Yan Y., Lin W., et al. Circular RNA Vav3 sponges gga-miR-375 to promote epithelial-mesenchymal transition // RNA Biol. 2019. Vol. 16, No. 1. P. 118–132. doi: 10.1080/15476286.2018.1564462
  47. Yuan J., Li S., Sheng Z., et al. Genome-wide run of homozygosity analysis reveals candidate genomic regions associated with environmental adaptations of Tibetan native chickens // BMC Genomics. 2022. Vol. 23. ID 91. doi: 10.1186/s12864-021-08280-z
  48. Митрофанова О.В., Дементьева Н.В., Федорова Е.С., и др. Оценка вариабельности признаков яйценоскости на основе анализа SNP-маркеров и поиск следов селекции в геноме кур русской белой породы // Экологическая генетика. 2020. Т. 18, № 4. C. 423–432. doi: 10.17816/ecogen46405

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Индекс инбридинга, рассчитанный на основе ROH-параметров для кур четырех популяций. ABS — черно-пестрый австралорп, Сor — корниш, Pu — пушкинская, RW — русская белая

Скачать (128KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Популяционная принадлежность 85 особей кур, выполненная с помощью программы Admixture на основании анализа 42275 SNP-маркеров, для числа кластеров k = 2 (A), k = 3 (B), k = 4 (C). ABS — черно-пестрый австралорп, Сor — корниш, Pu — пушкинская, RW — русская белая

Скачать (126KB)
Метаданные

© ООО "Эко-Вектор", 2022


 


Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах