Влияние нистатина на инвазию бактерий Serratia grimesii и Serratiaproteamaculans в эпителиальные клетки
- Авторы: Берсон Ю.М.1
-
Учреждения:
- ФГБУН «Институт цитологии Российской академии наук»
- Выпуск: Том 24, № 1 (2024)
- Страницы: 83-96
- Раздел: Оригинальные исследования
- URL: https://journals.rcsi.science/MAJ/article/view/265214
- DOI: https://doi.org/10.17816/MAJ625575
- ID: 265214
Цитировать
Аннотация
Обоснование. При проникновении в нефагоцитирующие клетки бактерии задействуют различные эндоцитарные пути. Для многих бактериальных патогенов было показано участие кавеол/липидных рафтов в процессе бактериальной инвазии. Однако для бактерий рода Serratia мало изучено вовлечение мембранных микродоменов в процесс интернализации бактерий.
Цель — установить участие кавеол/липидных рафтов в инвазии бактерий S. grimesii и S. proteamaculans в нефагоцитирующие эпителиоподобные клетки Caco-2 и M-HeLa с помощью нистатина.
Материалы и методы. Эпителиальные клетки M-HeLa и Caco-2 инкубировали с 50 мкмоль/л нистатина в течение 1 ч при 37 °С, после чего заражали бактериями S. grimesii штамм 30063 и S. proteamaculans штамм 94, множественность заражения составляла 100 бактерий на клетку. Количество внутриклеточных бактерий оценивали с использованием гентамицина. Уровень кавеолина-1 в клетках визуализировали с помощью конфокальной микроскопии и вестерн-блоттинга. Изменение экспрессии генов, кодирующих Toll-подобные рецепторы, измеряли методом обратной транскрипции и полимеразной цепной реакции в режиме реального времени.
Результаты. Обработка эпителиальных клеток нистатином приводит к уменьшению интернализации бактерий S. grimesii и S. proteamaculans в клетки M-HeLa на 30 % и не влияет на проникновение в клетки Caco-2. При этом нистатин не оказывает влияния на перераспределение/нарушение целостности липидных рафтов, не приводит к реорганизации цитоскелета эукариотических клеток. Добавление нистатина увеличивает уровень кавеолина-1 в клетках M-HeLa (в Caco-2 кавеолин-1 не экспрессируется), что приводит к изменению текучести плазматической мембраны. Нистатин способствует секреции провоспалительных цитокинов интерлейкина-6 и интерлейкина-8 в обеих клеточных линиях. Заражение предварительно обработанных нистатином клеток M-HeLa исследуемыми бактериями приводит к увеличению экспрессии генов tlr2 и tlr4, но не превосходит уровень их экспрессии в контрольных образцах, поэтому нельзя однозначно говорить об участии Toll-подобных рецепторов в инвазии бактерий Serratia.
Заключение. Полученные данные позволяют предположить, что взаимодействие бактерий с эукариотическими клетками индуцирует экспрессию кавеолина-1, что приводит к изменению подвижности компонентов плазматической мембраны. Это может быть связано с тем, что в инвазии исследуемых бактерий участвует β1-интегрин, который должен стабилизироваться на плазматической мембране при связывании с лигандом за счет образования мембранного микроокружения, богатого холестерином и сфинголипидами.
Ключевые слова
Полный текст
Открыть статью на сайте журналаОб авторах
Юлия Михайловна Берсон
ФГБУН «Институт цитологии Российской академии наук»
Автор, ответственный за переписку.
Email: juletschka.ber@gmail.com
ORCID iD: 0000-0003-0548-3745
SPIN-код: 5562-1057
Scopus Author ID: 57224308883
аспирант группы молекулярной цитологии прокариот и бактериальной инвазии
Россия, 194064, Санкт-Петербург, Тихорецкий пр., д. 4Список литературы
- Buccini D.F., Cardoso M.H., Franco O.L. Antimicrobial peptides and cell-penetrating peptides for treating intracellular bacterial infections // Front Cell Infect Microbiol. 2020. Vol. 10. P. 612931. doi: 10.3389/fcimb.2020.612931
- Khanna A., Khanna M., Aggarwal A. Serratia marcescens – a rare opportunistic nosocomial pathogen and measures to limit its spread in hospitalized patients // J Clin Diagn Res. 2013. Vol. 7, N 2. P. 243–246. doi: 10.7860/JCDR/2013/5010.2737
- Bozhokina E.S., Tsaplina O.A., Efremova T.N., et al. Bacterial invasion of eukaryotic cells can be mediated by actin-hydrolysing metalloproteases grimelysin and protealysin // Cell Biol Int. 2011. Vol. 35, N 2. P. 111–118. doi: 10.1042/CBI20100314
- Efremova T., Ender N., Brudnaja M., et al. Specific invasion of transformed cells by Escherichia coli A2 strain // Cell Biol Int. 2001. Vol. 25, N 6. P. 557–561. doi: 10.1006/cbir.2001.0670
- de Laurentiis A., Donovan L., Arcaro A.L. Lipid rafts and caveolae in signaling by growth factor receptors // Open Biochem J. 2007. Vol. 1. P. 12–32. doi: 10.2174/1874091X00701010012
- Bagam P., Singh D.P., Inda M.E., Batra S. Unraveling the role of membrane microdomains during microbial infections // Cell Biol Toxicol. 2017. Vol. 33, N 5. P. 429–455. doi: 10.1007/s10565-017-9386-9
- Monjarás Feria J., Valvano M.A. An overview of anti-eukaryotic T6SS effectors // Front Cell Infect Microbiol. 2020. Vol. 10. P. 584751. doi: 10.3389/fcimb.2020.584751
- Machado F.S., Rodriguez N.E., Adesse D., et al. Recent developments in the interactions between caveolin and pathogens // Adv Exp Med Biol, 2012. Vol. 729. P. 65–82. doi: 10.1007/978-1-4614-1222-9_5
- Konkel M.E., Samuelson D.R., Eucker T.P., et al. Invasion of epithelial cells by Campylobacter jejuni is independent of caveolae // Cell Commun Signal. 2013. Vol. 11. P. 100. doi: 10.1186/1478-811X-11-100
- Eierhoff T., Bastian B., Thuenauer R., et al. A lipid zipper triggers bacterial invasion // Proc Natl Acad Sci USA. 2014. Vol. 111, N 35. P. 12895–12900. doi: 10.1073/pnas.1402637111
- Ishii M., Fukuoka Y., Deguchi S., et al. Energy-dependent endocytosis is involved in the absorption of indomethacin nanoparticles in the small intestine // Int J Mol Sci. 2019. Vol. 20, N 3. P. 476. doi: 10.3390/ijms20030476
- Kruger K., Schrader K., Klempt M. Cellular response to titanium dioxide nanoparticles in intestinal epithelial Caco-2 cells is dependent on endocytosis-associated structures and mediated by EGFR // Nanomaterials (Basel). 2017. Vol. 7, N 4. P. 79. doi: 10.3390/nano7040079
- Zhu X.D., Zhuang Y., Ben J.J., et al. Caveolae-dependent endocytosis is required for class A macrophage scavenger receptor-mediated apoptosis in macrophages // J Biol Chem. 2011. Vol. 286, N 10. P. 8231–8239. doi: 10.1074/jbc.M110.145888
- Rosello-Busquets C., Hernaiz-Llorens M., Soriano E., Martínez-Mármol R. Nystatin regulates axonal extension and regeneration by modifying the levels of nitric oxide // Front Mol Neurosci. 2020. Vol. 13. P. 56. doi: 10.3389/fnmol.2020.00056
- Tsai Y.H., Chen W.L. Host lipid rafts as the gates for listeria monocytogenes infection: a mini-review // Front Immunol. 2020. Vol. 11. P. 1666. doi: 10.3389/fimmu.2020.01666
- Zaas D.W., Duncan M., Rae Wright J., Abraham S.N. The role of lipid rafts in the pathogenesis of bacterial infections // Biochim Biophys Acta. 2005. Vol. 1746, N 3. P. 305–313. doi: 10.1016/j.bbamcr.2005.10.003
- Chaudhary N., Gomez G.A., Howes M.T., et al. Endocytic crosstalk: cavins, caveolins, and caveolae regulate clathrin-independent endocytosis // PLoS Biol. 2014. Vol. 12, N 4. P. e1001832. doi: 10.1371/journal.pbio.1001832
- Silva L.N.D., Garcia I.J.P., Valadares J.M.M., et al. Evaluation of cardiotonic steroid modulation of cellular cholesterol and phospholipid // J Membr Biol. 2021. Vol. 254, N 5–6. P. 499–512. doi: 10.1007/s00232-021-00203-z
- Lim J.Y., Barnett T.C., Bastiani M., et al. Caveolin 1 restricts Group A Streptococcus invasion of nonphagocytic host cells // Cell Microbiol. 2017. Vol. 19, N 12. doi: 10.1111/cmi.12772
- Fadeyibi O., Rybalchenko N., Mabry S., et al. The Role of lipid rafts and membrane androgen receptors in androgen’s neurotoxic effects // J Endocr Soc. 2022. Vol. 6, N 5. P. bvac030. doi: 10.1210/jendso/bvac030
- Foster L.J., De Hoog C.L., Mann M.C.L. Unbiased quantitative proteomics of lipid rafts reveals high specificity for signaling factors // Proc Natl Acad Sci USA. 2003. Vol. 100, N 10. P. 5813–5818. doi: 10.1073/pnas.0631608100
- Lamberti Y., Alvarez Hayes J., Perez Vidakovics M.L., Rodriguez M.E. Cholesterol-dependent attachment of human respiratory cells by Bordetella pertussis // FEMS Immunol Med Microbiol. 2009. Vol. 56, N 2. P. 143–150. doi: 10.1111/j.1574-695X.2009.00557.x
- Berson Y., Khaitlina S., Tsaplina O. Involvement of lipid rafts in the invasion of opportunistic bacteria serratia into eukaryotic cells // Int J Mol Sci. 2023. Vol. 24, N 10. P. 9029. doi: 10.3390/ijms24109029
- Pridmore A.C., Jarvis G.A., John C.M., et al. Activation of toll-like receptor 2 (TLR2) and TLR4/MD2 by Neisseria is independent of capsule and lipooligosaccharide (LOS) sialylation but varies widely among LOS from different strains // Infect Immun. 2003. Vol. 71, N 7. P. 3901–3908. doi: 10.1128/IAI.71.7.3901-3908.2003
- Furrie E., Macfarlane S., Thomson G., et al. Toll-like receptors-2, -3 and -4 expression patterns on human colon and their regulation by mucosal-associated bacteria // Immunology. 2005. Vol. 115, N 4. P. 565–574. doi: 10.1111/j.1365-2567.2005.02200.x
- Amemiya K., Dankmeyer J.L., Bernhards R.C., et al. Activation of toll-like receptors by live gram-negative bacterial pathogens reveals mitigation of TLR4 responses and activation of TLR5 by flagella // Front Cell Infect Microbiol. 2021. Vol. 11. P. 745325. doi: 10.3389/fcimb.2021.745325
- Hellwing C., Schoeniger A., Roessler C., et al. Lipid raft localization of TLR2 and its co-receptors is independent of membrane lipid composition // Peer J. 2018. Vol. 6. P. e4212. doi: 10.7717/peerj.4212
- Triantafilou M., Miyake K., Golenbock D.T., Triantafilou K. Mediators of innate immune recognition of bacteria concentrate in lipid rafts and facilitate lipopolysaccharide-induced cell activation // J Cell Sci. 2002. Vol. 115, N Pt 12. P. 2603–2611. doi: 10.1242/jcs.115.12.2603
- Wong S.W., Kwon M.J., Choi A.M., et al. Fatty acids modulate Toll-like receptor 4 activation through regulation of receptor dimerization and recruitment into lipid rafts in a reactive oxygen species-dependent manner // J Biol Chem. 2009. Vol. 284, N 40. P. 27384–27392. doi: 10.1074/jbc.M109.044065
- Soong G., Reddy B., Sokol S., et al. TLR2 is mobilized into an apical lipid raft receptor complex to signal infection in airway epithelial cells // J Clin Invest. 2004. Vol. 113, N 10. P. 1482–1489. doi: 10.1172/JCI20773
- Salyer A.C., Caruso G., Khetani K.K., et al. Identification of adjuvantic activity of amphotericin B in a novel, multiplexed, poly-TLR/NLR high-throughput screen // PLoS One. 2016. Vol. 11, N 2. P. e0149848. doi: 10.1371/journal.pone.0149848
- Razonable R.R., Henault M., Watson H.L., Paya C.V. Nystatin induces secretion of interleukin (IL)-1beta, IL-8, and tumor necrosis factor alpha by a toll-like receptor-dependent mechanism // Antimicrob Agents Chemother. 2005. Vol. 49, N 8. P. 3546–3549. doi: 10.1128/AAC.49.8.3546-3549.2005
- Song J., Bishop B.L., Li G., et al. TLR4-initiated and cAMP-mediated abrogation of bacterial invasion of the bladder // Cell Host Microbe. 2007. Vol. 1, N 4. P. 287–298. doi: 10.1016/j.chom.2007.05.007
- Mittal R., Debs L.H., Patel A.P., et al. Otopathogenic Staphylococcus aureus invades human middle ear epithelial cells primarily through cholesterol dependent pathway // Sci Rep. 2019. Vol. 9, N 1. P. 10777. doi: 10.1038/s41598-019-47079-7
- Goluszko P., Nowicki B. Membrane cholesterol: a crucial molecule affecting interactions of microbial pathogens with mammalian cells // Infect Immun. 2005. Vol. 73, N 12. P. 7791–7796. doi: 10.1128/IAI.73.12.7791-7796.2005
- Harush-Frenkel O., Rozentur E., Benita S., Altschuler Y. Surface charge of nanoparticles determines their endocytic and transcytotic pathway in polarized MDCK cells // Biomacromolecules. 2008. Vol. 9, N 2. P. 435–443. doi: 10.1021/bm700535p
- Zemljic Jokhadar S., Božič B., Kristanc L., Gomišček G. Osmotic effects induced by pore-forming agent nystatin: from lipid vesicles to the cell // PLoS One. 2016. Vol. 11, N 10. P. e0165098. doi: 10.1371/journal.pone.0165098
- Zhang X., Li T., Chen X., et al. Nystatin enhances the immune response against Candida albicans and protects the ultrastructure of the vaginal epithelium in a rat model of vulvovaginal candidiasis // BMC Microbiol. 2018. Vol. 18, N 1. P. 166. doi: 10.1186/s12866-018-1316-3
- Cai C., Zhu H., Chen J. Overexpression of caveolin-1 increases plasma membrane fluidity and reduces P-glycoprotein function in Hs578T/Dox // Biochem Biophys Res Commun. 2004. Vol. 320, N 3. P. 868–874. doi: 10.1016/j.bbrc.2004.06.030
- Hoffmann C., Berking A., Agerer F., et al. Caveolin limits membrane microdomain mobility and integrin-mediated uptake of fibronectin-binding pathogens // J Cell Sci. 2010. Vol. 123, N 24. P. 4280–4291. doi: 10.1242/jcs.064006
- Bonazzi M., Veiga E., Pizarro-Cerdá J., Cossart P. Successive post-translational modifications of E-cadherin are required for InlA-mediated internalization of Listeria monocytogenes // Cell Microbiol. 2008. Vol. 10, N 11. P. 2208–2222. doi: 10.1111/j.1462-5822.2008.01200.x
- Tsaplina O., Bozhokina E. Bacterial outer membrane protein ompx regulates beta1 integrin and epidermal growth factor receptor (EGFR) involved in invasion of M-HeLa cells by Serratia proteamaculans // Int J Mol Sci. 2021. Vol. 22, N 24. P. 13246. doi: 10.3390/ijms222413246
Дополнительные файлы
