Гены древесно-кустарниковых растений, вовлеченные в формирование устойчивости к засухе и засоленности почв

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Обоснование. Изучение молекулярных механизмов регуляции генов в ответ на различие типы стрессов у древесно-кустарниковых растений, в частности засухи и высокой засоленности почв, становятся обязательным условием для выведения или создания новых устойчивых сортов, форм и гибридов с заданными хозяйственно-ценными признаками. В настоящий момент степень и глубина изучения генов, вовлеченных в формирование устойчивости к засухе и высокой засоленности почв у древесно-кустарниковых растений крайне низка по сравнению с сельскохозяйственными растениями, что значительно затрудняет и замедляет селекционный процесс, который должен базироваться на достижениях молекулярной биологии и генетики.

Цель. Обобщить, описать и отобрать потенциальные гены, вовлеченные в формирование засухо- и солеустойчивости у ряда древесно-кустарниковых растений, используемых в агролесомелиорации и защитном лесоразведении, произрастающий на территориях с аридным и субаридным климатом.

Материалы и методы. Для достижения поставленной цели исследования был произведён обзор свыше 250 научных источников, поиск в открытых базах данных генов и их гомологов с помощью программы BLAST, связанных с формированием засухо- и солеустойчивости у древесно-кустарниковых растений, используемых в агролесомелиорации и защитном лесоразведении.

Результаты. В данной работе обобщены и описаны 28 генов, вовлеченных в формирование засухоустойчивости, и 14 генов с солеустойчивостью у родов Quercus, Populus и семейств Fabaceae, Rosaceae, Oleaceae.

Заключение. Таким образом, в результате анализа генов, связанных с формированием засухо- и солеустойчивости у древесно-кустарниковых растений, обозначены основные мишени, которые могут быть взяты за основу для молекулярной селекции с последующим выявлением возможных маркеров и их возможной связи с хозяйственно-ценными признаками.

Об авторах

Анна Вадимовна Третьякова

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный научный центр агроэкологии, комплексных мелиораций и защитного лесоразведения Российской академии наук»

Автор, ответственный за переписку.
Email: tretaykova@vfanc.ru
ORCID iD: 0009-0001-4478-4711
SPIN-код: 8498-4535
ResearcherId: JAN-9574-2023

инженер-исследователь лаборатории геномных и постгеномных технологий

 

Россия, пр-т Университетский, 97, г. Волгоград, 400062, Российская Федерация

Всеволод Олегович Малов

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный научный центр агроэкологии, комплексных мелиораций и защитного лесоразведения Российской академии наук»

Email: malov-v@vfanc.ru
ORCID iD: 0000-0003-2766-0124
SPIN-код: 7408-8285
ResearcherId: HHR-9077-2022

инженер-исследователь лаборатории геномных и постгеномных технологий

 

Россия, пр-т Университетский, 97, г. Волгоград, 400062, Российская Федерация

Павел Андреевич Крылов

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Федеральный научный центр агроэкологии, комплексных мелиораций и защитного лесоразведения Российской академии наук»

Email: krylov-p@vfanc.ru
ORCID iD: 0000-0001-9587-5886
SPIN-код: 9652-7459
Scopus Author ID: 57213164834
ResearcherId: V-6884-2017

кандидат биологических наук, ведущий научный сотрудник с и.о. заведующего лабораторией геномных и постгеномных технологий

 

Россия, пр-т Университетский, 97, г. Волгоград, 400062, Российская Федерация

Список литературы

  1. Belyaev, A. I., Krylov, P. A., Pugacheva, A. M., & Derevshchikova, L. V. (2023). Analysis of genomes of tree and shrub plants used in agroforestry reclamation in southern regions of Russia. Proceedings of the Nizhnevolzhsky Agro-University Complex: Science and Higher Professional Education, 70(2), 30-42 (Беляев, А. И., Крылов, П. А., Пугачева, А. М., & Деревщикова, Л. В. (2023). Анализ наличия геномов древесно-кустарниковых растений, используемых в агролесомелиорации южных регионов России. Известия Нижневолжского агроуниверситетского комплекса: Наука и высшее профессиональное образование, 70(2), 30-42). https://doi.org/10.32786/2071-9485-2023-02-03. EDN: https://elibrary.ru/ttkjca
  2. Kryuchkov, S. N., & Matiss, G. Ya. (2014). Forest planting in arid conditions. Volgograd: VNIALMI. 300 p. (Крючков, С. Н., & Матисс, Г. Я. (2014). Лесоразведение в засушливых условиях. Волгоград: ВНИАЛМИ. 300 с.) ISBN: 5-900761-29-0. EDN: https://elibrary.ru/ysbxrb
  3. Kulik, K. N., Belyaev, A. I., & Pugacheva, A. M. (2023). Role of protective forest planting in combating drought and desertification of agrolandscapes. Arid Ecosystems, 94(1), 4-14 (Кулик, К. Н., Беляев, А. И., & Пугачёва, А. М. (2023). Роль защитного лесоразведения в борьбе с засухой и опустыниванием агроландшафтов. Аридные экосистемы, 94(1), 4-14). https://doi.org/10.24412/1993-3916-2023-1-4-14. EDN: https://elibrary.ru/cszxwa
  4. Arend, M., Schnitzler, J. P., Ehlting, B., Hänsch, R., Lange, T., Rennenberg, H., Himmelbach, A., Grill, E., & Fromm, J. (2009). Expression of the Arabidopsis mutant ABI1 gene alters abscisic acid sensitivity, stomatal development, and growth morphology in gray poplars. Plant Physiol., 151(4), 2110-2119. https://doi.org/10.1104/pp.109.144956
  5. Ariga, H., Katori, T., Yoshihara, R., Hase, Y., Nozawa, S., Narumi, I., Iuchi, S., Kobayashi, M., Tezuka, K., Sakata, Y., Hayashi, T., & Taji, T. (2013). Arabidopsis sos1 mutant in a salt-tolerant accession revealed an importance of salt acclimation ability in plant salt tolerance. Plant Signal Behav., 8(7), e24779. https://doi.org/10.4161/psb.24779
  6. Asif, M. A., Zafar, Y., Iqbal, J., et al. (2011). Enhanced Expression of AtNHX1, in Transgenic Groundnut (Arachis hypogaea L.) Improves Salt and Drought Tolerence. Mol Biotechnol., 49, 250-256. https://doi.org/10.1007/s12033-011-9399-1. EDN: https://elibrary.ru/ozmfnn
  7. Ben Rejeb, K., Benzarti, M., Debez, A., Bailly, C., Savouré, A., & Abdelly, C. (2015). NADPH oxidase-dependent H2O2 production is required for salt-induced antioxidant defense in Arabidopsis thaliana. J Plant Physiol, 174, 5-15. https://doi.org/10.1016/j.jplph.2014.08.022
  8. Chen, K., Li, G. J., Bressan, R. A., Song, C. P., Zhu, J. K., & Zhao, Y. (2020). Abscisic acid dynamics, signaling, and functions in plants. J Integr Plant Biol., 62(1), 25-54. https://doi.org/10.1111/jipb.12899. EDN: https://elibrary.ru/yxwwtp
  9. Cheol Park, H., Cha, J. Y., & Yun, D. J. (2013). Roles of YUCCAs in auxin biosynthesis and drought stress responses in plants. Plant Signal Behav., 8(6), e24495. https://doi.org/10.4161/psb.24495
  10. Chu, M., Chen, P., Meng, S., Xu, P., & Lan, W. (2021). The Arabidopsis phosphatase PP2C49 negatively regulates salt tolerance through inhibition of AtHKT1;1. J Integr Plant Biol., 63(3), 528-542. https://doi.org/10.1111/jipb.13008. EDN: https://elibrary.ru/voblyu
  11. Clemens, S. (2001). Molecular mechanisms of plant metal tolerance and homeostasis. Planta, 212(4), 475-486. https://doi.org/10.1007/s004250000458. EDN: https://elibrary.ru/atgnqz
  12. De Angeli, A., Monachello, D., Ephritikhine, G., Frachisse, J. M., Thomine, S., Gambale, F., & Barbier-Brygoo, H. (2006). The nitrate/proton antiporter AtCLCa mediates nitrate accumulation in plant vacuoles. Nature, 442(7105), 939-942. https://doi.org/10.1038/nature05013
  13. Distéfano, A. M., Valiñas, M. A., Scuffi, D., Lamattina, L., Ten Have, A., García-Mata, C., & Laxalt, A. M. (2015). Phospholipase D δ knock-out mutants are tolerant to severe drought stress. Plant Signal Behav., 10(11), e1089371. https://doi.org/10.1080/15592324.2015.1089371
  14. Eldridge, D. J., Ding, J., Dorrough, J., et al. (2024). Hotspots of biogeochemical activity linked to aridity and plant traits across global drylands. Nat. Plants, 10, 760-770. https://doi.org/10.1038/s41477-024-01670-7. EDN: https://elibrary.ru/vpfehm
  15. Elliott, K. J., & Swank, W. T. (1994). Impacts of drought on tree mortality and growth in a mixed hardwood forest. Journal of vegetation science, 5(2), 229-236. https://doi.org/10.2307/3236155
  16. Gao, S., Gao, J., Zhu, X., Song, Y., Li, Z., Ren, G., Zhou, X., & Kuai, B. (2016). ABF2, ABF3, and ABF4 Promote ABA-Mediated Chlorophyll Degradation and Leaf Senescence by Transcriptional Activation of Chlorophyll Catabolic Genes and Senescence-Associated Genes in Arabidopsis. Mol Plant, 9(9), 1272-1285. https://doi.org/10.1016/j.molp.2016.06.006
  17. Martins, G. de F., Antonio, L. de O., Freire, C. F., Bakke, I. A., & França, D. F. (2023). Gas exchange and initial growth of Mimosa tenuiflora (Willd.) Poir. plants under salinity conditions. Concilium, 23(2), 555-569. https://doi.org/10.53660/clm-792-23a47
  18. Gy, I., Gasciolli, V., Lauressergues, D., Morel, J. B., Gombert, J., Proux, F., Proux, C., Vaucheret, H., & Mallory, A. C. (2007). Arabidopsis FIERY1, XRN2, and XRN3 are endogenous RNA silencing suppressors. Plant Cell, 19(11), 3451-3461. https://doi.org/10.1105/tpc.107.055319
  19. Han, Y., Zhang, X., Wang, W., Wang, Y., & Ming, F. (2013). The suppression of WRKY44 by GIGANTEA-miR172 pathway is involved in drought response of Arabidopsis thaliana. PLoS One, 8(11), e73541. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0073541
  20. Hao, G. P., Zhang, X. H., Wang, Y. Q., Wu, Z. Y., & Huang, C. L. (2009). Nucleotide variation in the NCED3 region of Arabidopsis thaliana and its association study with abscisic acid content under drought stress. J Integr Plant Biol, 51(2), 175-183. https://doi.org/10.1111/j.1744-7909.2008.00786.x
  21. Hasanuzzaman, M., Araújo, S., & Gill, S. S. (2020). The plant family fabaceae. https://doi.org/10.1007/978-981-15-4752-2
  22. Hechenberger, M., Schwappach, B., Fischer, W. N., Frommer, W. B., Jentsch, T. J., & Steinmeyer, K. (1996). A family of putative chloride channels from Arabidopsis and functional complementation of a yeast strain with a CLC gene disruption. J Biol Chem, 271(52), 33632-33638. https://doi.org/10.1074/jbc.271.52.33632. EDN: https://elibrary.ru/yciqrm
  23. Hsieh, T. H., Li, C. W., Su, R. C., Cheng, C. P., Sanjaya, Tsai, Y. C., & Chan, M. T. (2010). A tomato bZIP transcription factor, SlAREB, is involved in water deficit and salt stress response. Planta, 231(6), 1459-1473. https://doi.org/10.1007/s00425-010-1147-4. EDN: https://elibrary.ru/nzitmr
  24. Jossier, M., Kroniewicz, L., Dalmas, F., Le Thiec, D., Ephritikhine, G., Thomine, S., Barbier-Brygoo, H., Vavasseur, A., Filleur, S., & Leonhardt, N. (2010). The Arabidopsis vacuolar anion transporter, AtCLCc, is involved in the regulation of stomatal movements and contributes to salt tolerance. Plant J, 64(4), 563-576. https://doi.org/10.1111/j.1365-313x.2010.04352.x. EDN: https://elibrary.ru/pmabmj
  25. Kang, K. K., & Cho, Y. G. (2022). Genetic Research and Plant Breeding. Genes (Basel), 14(1), 51. https://doi.org/10.3390/genes14010051. EDN: https://elibrary.ru/flfiim
  26. Lee, K., & Seo, P. J. (2015). Coordination of seed dormancy and germination processes by MYB96. Plant Signal Behav, 10(9), e1056423. https://doi.org/10.1104/pp.15.00162
  27. Legnaioli, T., Cuevas, J., & Mas, P. (2009). TOC1 functions as a molecular switch connecting the circadian clock with plant responses to drought. EMBO J, 28(23), 3745-3757. https://doi.org/10.1038/emboj.2009.297
  28. Lei, G., Shen, M., Li, Z. G., Zhang, B., Duan, K. X., Wang, N., Cao, Y. R., Zhang, W. K., Ma, B., Ling, H. Q., Chen, S. Y., & Zhang, J. S. (2011). EIN2 regulates salt stress response and interacts with a MA3 domain-containing protein ECIP1 in Arabidopsis. Plant Cell Environ, 34(10), 1678-1692. https://doi.org/10.1111/j.1365-3040.2011.02363.x
  29. Liu, J., Elmore, J. M., Fuglsang, A. T., Palmgren, M. G., Staskawicz, B. J., & Coaker, G. (2009). RIN4 functions with plasma membrane H±ATPases to regulate stomatal apertures during pathogen attack. PLoS Biol, 7(6), e1000139. https://doi.org/10.1371/journal.pbio.1000139
  30. Liu, X. M., Nguyen, X. C., Kim, K. E., Han, H. J., Yoo, J., Lee, K., Kim, M. C., Yun, D. J., & Chung, W. S. (2013). Phosphorylation of the zinc finger transcriptional regulator ZAT6 by MPK6 regulates Arabidopsis seed germination under salt and osmotic stress. Biochem Biophys Res Commun, 430(3), 1054-1059. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2012.12.039
  31. Liu, Z., Guo, C., Wu, R., Hu, Y., Zhou, Y., Wang, J., Yu, X., Zhang, Y., Bawa, G., & Sun, X. (2022). FLS2-RBOHD-PIF4 Module Regulates Plant Response to Drought and Salt Stress. Int J Mol Sci, 23(3), 1080. https://doi.org/10.3390/ijms23031080. EDN: https://elibrary.ru/rzcxnp
  32. Luo, X., Li, C., He, X., Zhang, X., & Zhu, L. (2020). ABA signaling is negatively regulated by GbWRKY1 through JAZ1 and ABI1 to affect salt and drought tolerance. Plant Cell Rep, 39(2), 181-194. https://doi.org/10.1007/s00299-019-02480-4. EDN: https://elibrary.ru/fpjfhg
  33. Mane, S. P., Vasquez-Robinet, C., Sioson, A. A., Heath, L. S., & Grene, R. (2007). Early PLDalpha-mediated events in response to progressive drought stress in Arabidopsis: a transcriptome analysis. J Exp Bot, 58(2), 241-252. https://doi.org/10.1093/jxb/erl262
  34. Mittal, A., Gampala, S. S., Ritchie, G. L., Payton, P., Burke, J. J., & Rock, C. D. (2014). Related to ABA-Insensitive3(ABI3)/Viviparous1 and AtABI5 transcription factor coexpression in cotton enhances drought stress adaptation. Plant Biotechnol J, 12(5), 578-589. https://doi.org/10.1111/pbi.12162
  35. Miura, K., Okamoto, H., Okuma, E., Shiba, H., Kamada, H., Hasegawa, P. M., & Murata, Y. (2013). SIZ1 deficiency causes reduced stomatal aperture and enhanced drought tolerance via controlling salicylic acid-induced accumulation of reactive oxygen species in Arabidopsis. Plant J, 73(1), 91-104. https://doi.org/10.1111/tpj.12014
  36. Mizoguchi, M., Umezawa, T., Nakashima, K., Kidokoro, S., Takasaki, H., Fujita, Y., Yamaguchi-Shinozaki, K., & Shinozaki, K. (2010). Two closely related subclass II SnRK2 protein kinases cooperatively regulate drought-inducible gene expression. Plant Cell Physiol, 51(5), 842-847. https://doi.org/10.1093/pcp/pcq041. EDN: https://elibrary.ru/nyxkdb
  37. Moazzam-Jazi, M., Ghasemi, S., Seyedi, S. M., & Niknam, V. (2018). COP1 plays a prominent role in drought stress tolerance in Arabidopsis and Pea. Plant Physiol Biochem, 130, 678-691. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2018.08.015. EDN: https://elibrary.ru/yixptv
  38. Moreno-Calles, A., Casas, A., Blancas, J., et al. (2010). Agroforestry systems and biodiversity conservation in arid zones: the case of the Tehuacán Valley, Central México. Agroforest Syst, 80, 315-331. https://doi.org/10.1007/s10457-010-9349-0. EDN: https://elibrary.ru/gknatu
  39. Pitzschke, A., Datta, S., & Persak, H. (2014). Salt stress in Arabidopsis: lipid transfer protein AZI1 and its control by mitogen-activated protein kinase MPK3. Mol Plant, 7(4), 722-738. https://doi.org/10.1093/mp/sst157
  40. Rajashekar, C. B., Zhou, H. E., Zhang, Y., Li, W., & Wang, X. (2006). Suppression of phospholipase Dalpha1 induces freezing tolerance in Arabidopsis: response of cold-responsive genes and osmolyte accumulation. J Plant Physiol, 163(9), 916-926. https://doi.org/10.1016/j.jplph.2005.08.006
  41. Rehman, S., & Mahmood, T. (2015). Functional role of DREB and ERF transcription factors: regulating stress-responsive network in plants. Acta Physiol Plant, 37, 178. https://doi.org/10.1007/s11738-015-1929-1. EDN: https://elibrary.ru/frqxzj
  42. Riboni, M., Galbiati, M., Tonelli, C., & Conti, L. (2013). Gigantea enables drought escape response via abscisic acid-dependent activation of the florigens and suppressor of overexpression of constans. Plant Physiol., 162(3), 1706-1719. https://doi.org/10.1104/pp.113.217729
  43. Sakamoto, H., Maruyama, K., Sakuma, Y., Meshi, T., Iwabuchi, M., Shinozaki, K., & Yamaguchi-Shinozaki, K. (2004). Arabidopsis Cys2/His2-type zinc-finger proteins function as transcription repressors under drought, cold, and high-salinity stress conditions. Plant Physiol., 136(1), 2734-2746. https://doi.org/10.1104/pp.104.046599. EDN: https://elibrary.ru/xnyjqt
  44. Sakuma, Y., Maruyama, K., Osakabe, Y., Qin, F., Seki, M., Shinozaki, K., & Yamaguchi-Shinozaki, K. (2006). Functional analysis of an Arabidopsis transcription factor, DREB2A, involved in drought-responsive gene expression. Plant Cell, 18(5), 1292-1309. https://doi.org/10.1105/tpc.105.035881
  45. Schöning, J. C., Streitner, C., Meyer, I. M., Gao, Y., & Staiger, D. (2008). Reciprocal regulation of glycine-rich RNA-binding proteins via an interlocked feedback loop coupling alternative splicing to nonsense-mediated decay in Arabidopsis. Nucleic Acids Res., 36(22), 6977-6987. https://doi.org/10.1093/nar/gkn847
  46. Shkolnik-Inbar, D., & Bar-Zvi, D. (2010). ABI4 mediates abscisic acid and cytokinin inhibition of lateral root formation by reducing polar auxin transport in Arabidopsis. Plant Cell, 22(11), 3560-3573. https://doi.org/10.1105/tpc.110.074641. EDN: https://elibrary.ru/nyxgux
  47. Shu, K., Chen, Q., Wu, Y., Liu, R., Zhang, H., Wang, S., Tang, S., Yang, W., & Xie, Q. (2016). Abscisic acid-insensitive 4 negatively regulates flowering through directly promoting Arabidopsis flowering locus C transcription. J Exp Bot., 67(1), 195-205. https://doi.org/10.1093/jxb/erv459
  48. Singh, K., & Chandra, A. (2021). DREBs-potential transcription factors involve in combating abiotic stress tolerance in plants. Biologia, 76, 3043-3055. https://doi.org/10.1007/s11756-021-00840-8. EDN: https://elibrary.ru/igqkgv
  49. Sobola, O. O., Amadi, D. C., & Jamala, G. Y. (2015). The role of agroforestry in environmental sustainability. IOSR Journal of Agriculture and Veterinary Science, 8(5), 20-25. https://doi.org/10.9790/2380-08512025
  50. Sottosanto, J. B., Saranga, Y., & Blumwald, E. (2007). Impact of AtNHX1, a vacuolar Na+/H+ antiporter, upon gene expression during short- and long-term salt stress in Arabidopsis thaliana. BMC Plant Biology, 7, 18. https://doi.org/10.1186/1471-2229-7-18. EDN: https://elibrary.ru/tjqilz
  51. Szechyńska-Hebda, M., Czarnocka, W., Hebda, M., Bernacki, M. J., & Karpiński, S. (2016). PAD4, LSD1 and EDS1 regulate drought tolerance, plant biomass production, and cell wall properties. Plant Cell Reports, 35(3), 527-539. https://doi.org/10.1007/s00299-016-1955-5. EDN: https://elibrary.ru/nrsvca
  52. Tikhomirova, T. S., Krutovsky, K. V., & Shestibratov, K. A. (2022). Molecular Traits for Adaptation to Drought and Salt Stress in Birch, Oak and Poplar Species. Forests, 14(1), 7. https://doi.org/10.3390/f14010007. EDN: https://elibrary.ru/uukoib
  53. Trejo-Téllez, L. I. (2023). Salinity Stress Tolerance in Plants. Plants, 12, 3520. https://doi.org/10.3390/plants12203520. EDN: https://elibrary.ru/xmkys
  54. Trivedi, D. K., Gill, S. S., & Tuteja, N. (2016). Abscisic Acid (ABA): Biosynthesis, Regulation, and Role in Abiotic Stress Tolerance. In Abiotic Stress Response in Plants (pp. 315-326). https://doi.org/10.1002/9783527694570.ch15
  55. von der Fecht-Bartenbach, J., Bogner, M., Dynowski, M., & Ludewig, U. (2010). CLC-b-mediated NO-3/H+ exchange across the tonoplast of Arabidopsis vacuoles. Plant Cell Physiology, 51(6), 960-968. https://doi.org/10.1093/pcp/pcq062. EDN: https://elibrary.ru/nyymvf
  56. Wang, P., Du, Y., Zhao, X., Miao, Y., & Song, C. P. (2013). The MPK6-ERF6-ROS-responsive cis-acting Element7/GCC box complex modulates oxidative gene transcription and the oxidative response in Arabidopsis. Plant Physiology, 161(3), 1392-1408. https://doi.org/10.1104/pp.112.210724
  57. Wang, W., Peng, C., Kneeshaw, D. D., Larocque, G. R., & Luo, Z. (2012). Drought-induced tree mortality: ecological consequences, causes, and modeling. Environmental Reviews, 20(2), 109-121. https://doi.org/10.1139/a2012-004. EDN: https://elibrary.ru/poxqip
  58. Wang, Y., Li, L., Ye, T., Lu, Y., Chen, X., & Wu, Y. (2013). The inhibitory effect of ABA on floral transition is mediated by ABI5 in Arabidopsis. Journal of Experimental Botany, 64(2), 675-684. https://doi.org/10.1093/jxb/ers361
  59. Wilson, P. B., Estavillo, G. M., Field, K. J., Pornsiriwong, W., Carroll, A. J., Howell, K. A., Woo, N. S., Lake, J. A., Smith, S. M., Harvey Millar, A., von Caemmerer, S., & Pogson, B. J. (2009). The nucleotidase/phosphatase SAL1 is a negative regulator of drought tolerance in Arabidopsis. Plant J., 58(2), 299-317. https://doi.org/10.1111/j.1365-313x.2008.03780.x
  60. Xu, D. B., Chen, M., Ma, Y. N., Xu, Z. S., Li, L. C., Chen, Y. F., & Ma, Y. Z. (2015). A G-protein β subunit, AGB1, negatively regulates the ABA response and drought tolerance by down-regulating AtMPK6-related pathway in Arabidopsis. PLoS One, 10(1), e0116385. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0116385
  61. Yáñez, M., Cáceres, S., Orellana, S., Bastías, A., Verdugo, I., Ruiz-Lara, S., & Casaretto, J. A. (2009). An abiotic stress-responsive bZIP transcription factor from wild and cultivated tomatoes regulates stress-related genes. Plant Cell Rep., 28(10), 1497-1507. https://doi.org/10.1007/s00299-009-0749-4. EDN: https://elibrary.ru/jaczur
  62. Yang, D. H., Kwak, K. J., Kim, M. K., Park, S. J., Yang, K. Y., & Kang, H. (2014). Expression of Arabidopsis glycine-rich RNA-binding protein AtGRP2 or AtGRP7 improves grain yield of rice (Oryza sativa) under drought stress conditions. Plant Sci., 214, 106-112. https://doi.org/10.1016/j.plantsci.2013.10.006
  63. Yuan, Lu., F., J., Zeng., Xiaoda, Li., & Bo, Zhang. (2021). Physiological changes of three woody plants exposed to progressive salt stress. Photosynthetica, 59(1), 171-184. https://doi.org/10.32615/PS.2021.007. EDN: https://elibrary.ru/pnbgdy
  64. Yue, Y., Zhang, M., Zhang, J., Duan, L., & Li, Z. (2011). Arabidopsis LOS5/ABA3 overexpression in transgenic tobacco (Nicotiana tabacum cv. Xanthi-nc) results in enhanced drought tolerance. Plant Sci., 181(4), 405-411. https://doi.org/10.1016/j.plantsci.2011.06.010

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать


Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».