Регуляция системы CRISPR-Cas патогенной бактерии Clostridiodes difficile факторами, ассоциированными с биопленкой, и глюкозой

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Clostridioides difficile — анаэробная спорообразующая энтеропатогенная бактерия, являющаяся одним из наиболее распространенных оппортунистических патогенов человека. Ее патогенность обусловлена продукцией токсинов, споруляцией, формированием биопленок и способностью противостоять множественным стрессовым воздействиям внутри организма-хозяина. Помимо этих хорошо известных механизмов, C. difficile обладает довольно сложной системой CRISPR-Cas, включающей в себя два cas-оперона и множество CRISPR-кассет. Хотя системы CRISPR-Cas преимущественно исследуются с точки зрения их функций адаптивных иммунных механизмов против бактериофагов и других мобильных генетических элементов, накапливающиеся данные свидетельствуют о том, что эти системы также могут быть включены в другие внутриклеточные процессы, участвующие в регуляции физиологии, адаптации и вирулентности бактерий. Однако регуляция и функциональная динамика системы CRISPR-Cas у C. difficile остаются в значительной степени неизученными. В настоящем исследовании была изучена регуляция системы CRISPR-Cas у C. difficile под действием факторов, индуцирующих образование биопленок. При помощи метода количественной ПЦР была выявлена индукция нескольких CRISPR-кассет и неполного cas-оперона при высоких внутриклеточных уровнях циклического ди-гуанозинмонофосфата, вторичного мессенджера и ключевого регулятора перехода к неподвижному фенотипу у бактерий. Данные результаты были частично подтверждены экспериментами по эффективности интерференции. Другой фактор образования биопленок, вторичная желчная соль дезоксихолат натрия, также увеличивала экспрессию двух cas-оперонов и одной CRISPR-кассеты, что свидетельствует об ее возможной роли в регуляции данной системы CRISPR-Cas при стрессах, связанных с обитанием внутри организма-хозяина. Кроме того, в данной работе мы выявили, что глюкоза обладает регуляторным эффектом на систему CRISPR-Cas у C. difficile. Повышенная концентрация глюкозы в питательной среде индуцировала экспрессию неполного cas-оперона и CRISPR 3–4 кассет, но при этом подавляла функциональность данной системы на уровне эффективности интерференции. Таким образом, полученные результаты демонстрируют, что система CRISPR-Cas энтеропатогенной бактерии C. difficile реагирует на сигналы, индуцирующие образование биопленок, и на доступность питательных веществ на уровне экспрессии ее составных компонентов и на функциональном уровне. Полученные данные показывают возможную связь между регуляцией системы CRISPR-Cas и ключевыми аспектами физиологии этой бактерии, ее адаптацией к организму-хозяину. Настоящая работа также выявила потенциальное наличие неклассических функций у CRISPR-Cas системы C. difficile, которые могут играть важную роль в выживании и патогенезе C. difficile.

Об авторах

Анна Сергеевна Майкова

ФБУН НИИ эпидемиологии и микробиологии имени Пастера; ФГАОУ ВО Санкт-Петербургский политехнический университет Петра Великого

Автор, ответственный за переписку.
Email: ann-maikova@yandex.ru

к.б.н., научный сотрудник лаборатории молекулярной генетики патогенных микроорганизмов, научный сотрудник научно-исследовательского комплекса «Нанобиотехнологии»

Россия, Санкт-Петербург; Санкт-Петербург

Д. Е. Полев

ФБУН НИИ эпидемиологии и микробиологии имени Пастера

Email: ann-maikova@yandex.ru

к.б.н., старший научный сотрудник, руководитель группы метагеномных исследований

Россия, Санкт-Петербург

М. А. Ходорковский

ФГАОУ ВО Санкт-Петербургский политехнический университет Петра Великого

Email: ann-maikova@yandex.ru

к.ф.-м.н., директор научно-исследовательского комплекса «Нанобиотехнологии»

Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Abe K., Nomura N., Suzuki S. Biofilms: hot spots of horizontal gene transfer (HGT) in aquatic environments, with a focus on a new HGT mechanism. FEMS Microbiol. Ecol., 2020, vol. 96, no. 5, pp. fiaa031. doi: 10.1093/femsec/fiaa031
  2. Abt M.C., McKenney P.T., Pamer E.G. Clostridium difficile colitis: pathogenesis and host defence. Nat. Rev. Microbiol., 2016, vol. 14, no. 10, pp. 609–620. doi: 10.1038/nrmicro.2016.108
  3. Antunes A., Camiade E., Monot M., Courtois E., Barbut F., Sernova N.V., Rodionov D.A., Martin-Verstraete I., Dupuy B. Global transcriptional control by glucose and carbon regulator CcpA in Clostridium difficile. Nucleic Acids Res., 2012, vol. 40, no. 21, pp. 10701–10718. doi: 10.1093/nar/gks864
  4. Banawas S.S. Clostridium difficile infections: a global overview of drug sensitivity and resistance mechanisms. Biomed. Res. Int., 2018, vol. 2018: 8414257. doi: 10.1155/2018/8414257
  5. Bertani G. Studies on lysogenesis. I. The mode of phage liberation by lysogenic Escherichia coli. J. Bacteriol., 1951, vol. 62, no. 3, pp. 293–300. doi: 10.1128/jb.62.3.293-300.1951
  6. Bordeleau E., Fortier L.-C., Malouin F., Burrus V. c-di-GMP turnover in Clostridium difficile is controlled by a plethora of diguanylate cyclases and phosphodiesterases. PLoS Genet., 2011, vol. 7, no. 3: e1002039. doi: 10.1371/journal.pgen.1002039
  7. Boudry P., Semenova E., Monot M., Datsenko K.A., Lopatina A., Sekulovic O., Ospina-Bedoya M., Fortier L.C., Severinov K., Dupuy B., Soutourina O. Function of the CRISPR-Cas system of the human pathogen Clostridium difficile. mBio, 2015, vol. 6, no. 5: e01112-15. doi: 10.1128/mBio.01112-15
  8. Buddle J.E., Fagan R.P. Pathogenicity and virulence of Clostridioides difficile. Virulence, 2023, vol. 14, no. 1: 2150452. doi: 10.1080/21505594.2022.2150452
  9. Dapa T., Leuzzi R., Ng Y.K., Baban S.T., Adamo R., Kuehne S.A., Scarselli M., Minton N.P., Serruto D., Unnikrishnan M. Multiple factors modulate biofilm formation by the anaerobic pathogen Clostridium difficile. J. Bacteriol., 2013, vol. 195, no. 3, pp. 545–555. doi: 10.1128/JB.01980-12
  10. Dubois T., Tremblay Y.D.N., Hamiot A., Martin-Verstraete I., Deschamps J., Monot M., Briandet R., Dupuy B. A microbiota-generated bile salt induces biofilm formation in Clostridium difficile. NPJ Biofilms Microbiomes, 2019, vol. 5, no. 1: 14. doi: 10.1038/s41522-019-0087-4
  11. Fagan R.P., Fairweather N.F. Clostridium difficile has two parallel and essential Sec secretion systems. J. Biol. Chem., 2011, vol. 286, no. 31, pp. 27483–27493. doi: 10.1074/jbc.M111.263889
  12. He M., Miyajima F., Roberts P., Ellison L., Pickard D.J., Martin M.J., Connor T.R., Harris S.R., Fairley D., Bamford K.B., D’Arc S., Brazier J., Brown D., Coia J.E., Douce G., Gerding D., Kim H.J., Koh T.H., Kato H., Senoh M., Louie T., Michell S., Butt E., Peacock S.J., Brown N.M., Riley T., Songer G., Wilcox M., Pirmohamed M., Kuijper E., Hawkey P., Wren B.W., Dougan G., Parkhill J., Lawley T.D. Emergence and global spread of epidemic healthcare-associated Clostridium difficile. Nat. Genet., 2013, vol. 45, no. 1, pp. 109–113. doi: 10.1038/ng.2478
  13. Hussain H.A., Roberts A.P., Mullany P. Generation of an erythromycin-sensitive derivative of Clostridium difficile strain 630 (630Δerm) and demonstration that the conjugative transposon Tn916ΔE enters the genome of this strain at multiple sites. J. Med. Microbiol., 2005, vol. 54, pp. 137–141. doi: 10.1099/jmm.0.45790-0
  14. Kang D.-Y., Kim A., Kim J.N. CcpA and CodY regulate CRISPR-Cas system of Streptococcus mutans. Microbiol. Spectr., 2023, vol. 11, no. 4: e0182623. doi: 10.1128/spectrum.01826-23
  15. Kharadi R.R., Selbmann K., Sundin G.W. A complete twelve-gene deletion null mutant reveals that cyclic di-GMP is a global regulator of phase-transition and host colonization in Erwinia amylovora. PLoS Pathog., 2022, vol. 18, no. 8: e1010737. doi: 10.1371/journal.ppat.1010737
  16. Kordus S.L., Thomas A.K., Lacy D.B. Clostridioides difficile toxins: mechanisms of action and antitoxin therapeutics. Nat. Rev. Microbiol., 2022, vol. 20, no. 5, pp. 285–298. doi: 10.1038/s41579-021-00660-2
  17. Lee I.P.A., Eldakar O.T., Gogarten J.P., Andam C.P. Bacterial cooperation through horizontal gene transfer. Trends Ecol. Evol., 2022, vol. 37, no. 3, pp. 223–232. doi: 10.1016/j.tree.2021.11.006
  18. Livak K.J., Schmittgen T.D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2–ΔΔCT method. Methods, 2001, vol. 25, no. 4, pp. 402–408. doi: 10.1006/meth.2001.1262
  19. Maikova A., Boudry P., Shiriaeva A., Vasileva A., Boutserin A., Medvedeva S., Semenova E., Severinov K., Soutourina O. Protospacer-adjacent motif specificity during Clostridioides difficile Type I-B CRISPR-Cas interference and adaptation. mBio, 2021, vol. 12, no. 4: e02136-21. doi: 10.1128/mBio.02136-21
  20. Maikova A., Peltier J., Boudry P., Hajnsdorf E., Kint N., Monot M., Poquet I., Martin-Verstraete I., Dupuy B., Soutourina O. Discovery of new type I toxin-antitoxin systems adjacent to CRISPR arrays in Clostridium difficile. Nucleic Acids Res., 2018, vol. 46, no. 9, pp. 4733–4751. doi: 10.1093/nar/gky124
  21. Maikova A., Severinov K., Soutourina O. New insights into functions and possible applications of Clostridium difficile CRISPR-Cas system. Front. Microbiol., 2018, vol. 9, pp. 1740. doi: 10.3389/fmicb.2018.01740
  22. Marraffini L.A. CRISPR-Cas immunity in prokaryotes. Nature, 2015, vol. 526, no. 7571, pp. 55–61. doi: 10.1038/nature15386
  23. Medina-Aparicio L., Rodriguez-Gutierrez S., Rebollar-Flores J.E., Martínez-Batallar Á.G., Mendoza-Mejía B.D., Aguirre-Partida E.D., Vázquez A., Encarnación S., Calva E., Hernández-Lucas I. The CRISPR-Cas system is involved in OmpR genetic regulation for outer membrane protein synthesis in Salmonella Typhi. Front. Microbiol., 2021, vol. 12: 657404. doi: 10.3389/fmicb.2021.657404
  24. Metcalf D., Sharif S., Weese J.S. Evaluation of candidate reference genes in Clostridium difficile for gene expression normalization. Anaerobe, 2010, vol. 16, no. 4, pp. 439–443. doi: 10.1016/j.anaerobe.2010.06.007
  25. Mick E., Stern A., Sorek R. Holding a grudge: persisting anti-phage CRISPR immunity in multiple human gut microbiomes. RNA Biol., 2013, vol. 10, no. 5, pp. 900–906. doi: 10.4161/rna.23929
  26. Oren A., Rupnik M. Clostridium difficile and Clostridioides difficile: two validly published and correct names. Anaerobe, 2018, vol. 52, pp. 125–126. doi: 10.1016/j.anaerobe.2018.07.005
  27. Patterson A.G., Chang J.T., Taylor C., Fineran P.C. Regulation of the Type I-F CRISPR-Cas system by CRP-cAMP and GalM controls spacer acquisition and interference. Nucleic Acids Res., 2015, vol. 43, no. 12, pp. 6038–6048. doi: 10.1093/nar/gkv517
  28. Peltier J., Soutourina O. Identification of c-di-GMP-responsive riboswitches. C-di-GMP Signaling: Methods and Protocols. Ed. Sauer K. Springer, 2017, pp. 377–402. doi: 10.1007/978-1-4939-7240-1_29
  29. Purcell E.B., McKee R.W., McBride S.M., Waters C.M., Tamayo R. Cyclic diguanylate inversely regulates motility and aggregation in Clostridium difficile. J. Bacteriol., 2012, vol. 194, no. 13, pp. 3307–3316. doi: 10.1128/jb.00100-12
  30. Quesada-Gómez C., López-Ureña D., Acuña-Amador L., Villalobos-Zúñiga M., Du T., Freire R., Guzmán-Verri C., Gamboa-Coronado M. del M., Lawley T.D., Moreno E., Mulvey M.R., Brito G.A. de C., Rodríguez-Cavallini E., Rodríguez C., Chaves-Olarte E. Emergence of an outbreak-associated Clostridium difficile variant with increased virulence. J. Clin. Microbiol., 2015, vol. 53, no. 4, pp. 1216–1226. doi: 10.1128/jcm.03058-14
  31. Römling U. Cyclic di-GMP signaling: where did you come from and where will you go? Mol. Microbiol., 2023, vol. 120, no. 4, pp. 564–574. doi: 10.1111/mmi.15119
  32. Shinkai A., Kira S., Nakagawa N., Kashihara A., Kuramitsu S., Yokoyama S. Transcription activation mediated by a cyclic AMP receptor protein from Thermus thermophilus HB8. J. Bacteriol., 2007, vol. 189, no. 10, pp. 3891–3901. doi: 10.1128/JB.01739-06
  33. Shmakov S.A., Sitnik V., Makarova K.S., Wolf Y.I., Severinov K.V., Koonin E.V. The CRISPR spacer space is dominated by sequences from species-specific mobilomes. mBio, 2017, vol. 8, no. 5: e01397-17. doi: 10.1128/mBio.01397-17
  34. Sorek R., Lawrence C.M., Wiedenheft B. CRISPR-mediated adaptive immune systems in bacteria and archaea. Annu. Rev. Biochem., 2013, vol. 82, pp. 237–266. doi: 10.1146/annurev-biochem-072911-172315
  35. Soutourina O. RNA-based control mechanisms of Clostridium difficile. Curr. Opin. Microbiol., 2017, vol. 36, pp. 62–68. doi: 10.1016/j.mib.2017.01.004
  36. Soutourina O., Monot M., Boudry P., Saujet L., Pichon C., Sismeiro O., Semenova E., Severinov K., Le Bouguenec C., Coppée J.Y., Dupuy B., Martin-Verstraete I. Genome-wide identification of regulatory RNAs in the human pathogen Clostridium difficile. PLoS Genet., 2013, vol. 9, no. 5: e1003493. doi: 10.1371/journal.pgen.1003493
  37. Stern A., Mick E., Tirosh I., Sagy O., Sorek R. CRISPR targeting reveals a reservoir of common phages associated with the human gut microbiome. Genome Res., 2012, vol. 22, no. 10, pp. 1985–1994. doi: 10.1101/gr.138297.112
  38. Yang C.D., Chen Y.H., Huang H.Y., Huang H.D., Tseng C.P. CRP represses the CRISPR/Cas system in Escherichia coli: evidence that endogenous CRISPR spacers impede phage P1 replication. Mol. Microbiol., 2014, vol. 92, no. 5, pp. 1072–1091. doi: 10.1111/mmi.12614
  39. Zakrzewska M., Burmistrz M. Mechanisms regulating the CRISPR-Cas systems. Front. Microbiol., 2023, vol. 14: 1060337. doi: 10.3389/fmicb.2023.1060337

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Майкова А.С., Полев Д.Е., Ходорковский М.А., 2025

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.

Согласие на обработку персональных данных

 

Используя сайт https://journals.rcsi.science, я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных») даю согласие на обработку персональных данных на этом сайте (текст Согласия) и на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика» (текст Согласия).