Influence of Endophytic Bacteria Bacillus subtilis 26D and Bacillus velezensis M66 on the Resistance of Potato Plants to the Early Blight Pathogen Alternaria solani

Full Text

Бурая пятнистость, вызываемая несовершенным грибом Alternaria solani Sorauer (1896) является одним из важнейших заболеваний картофеля, распространенных во всех основных регионах выращивания этой культуры. При благоприятных погодных условиях, в теплые и влажные сезоны, это заболевание может привести к серьезным потерям урожая вследствие как преждевременной дефолиации, оказывающей значительное влияние на урожайность, так и прямого поражения клубней [1]. Tоксины грибов рода Alternaria обладают цитотоксическим, фетотоксическим и тератогенным действием на животных, а также мутагенным для микробных систем, млекопитающих [2]. Ожидается, что будущие климатические изменения, которые, вероятно, могут привести к повышению уровня CO₂ в атмосфере, увеличат заболеваемость альтернариозом и выработку токсинов патогеном [3]. Известно, что этот фактор существенно влияет на фитогормональный статус и защитный потенциал растений, например, на устьичные реакции, что приводит к их более высокой уязвимости к фитопатогенам, таким как альтернариоз [1]. В свою очередь, это ведет к увеличению объема вносимых

химических средств защиты растений, к которым данный патоген может успешно вырабатывать резистентность [2]. Проблемы в борьбе с распространением заболевания связаны с недостаточными знаниями о механизмах защиты растений от A. solani, например, отсутствие выявленных генов устойчивости картофеля к альтернариозу затрудняет получение устойчивых сортов [4]. В этих условиях приоритетной задачей является исследование растения как сложной биологической системы, которая является совокупностью макроорганизма – растения-хозяина, и всех микроорганизмов, которые заселяют экологические ниши в качестве паразитов или мутуалистов [5]. На всю эту систему оказывают влияние биотические и абиотические факторы среды.

Ассоциированные с растениями штаммы видов рода Bacillus (B. thuringiensis Berliner, B. subtilis Cohn, B. amyloliquefaciens Priest et al. 1987 и B. velezensis Ruiz-Garcia et al. 2005), обнаруженные как эндофиты во многих сельскохозяйственных растениях, являются наиболее известными агентами биологического контроля [5, 6]. Например, штамм бактерии B. velezensis SYL-3, выделенный из листьев табака, продемонстрировал ингибирующий эффект против Alternaria alternata ((Fr.) Keissl., 1912) и вируса табачной мозаики (ВТМ). С помощью полногеномного секвенирования растительного биома показано, что обработка этим штаммом значительно изменила структуру микробного сообщества на листьях табака и снизила индекс заболеваний, вызываемых A. alternata и ВТМ [7]. Сообщается, что выделенный из семян гороха штамм B. velezensis LHSB1 продемонстрировал 93.8% ингибирование радиального роста гиф Agroathelia rolfsii (Sacc.) Redhead & Mullineux, а обработка гороха Sclerotinia rolfsii Sacc. значительно снизила как заболеваемость, так и тяжесть стеблевой гнили по сравнению с контролем, даже по сравнению с обработкой фунгицидом [8]. Прямые механизмы защиты растений эндофитами реализуются преимущественно за счет секреции бактериями-эндофитами метаболитов, обладающих антибиотической активностью, главным образом антимикробных пептидов (циклических липопептидов, сидерофоров, поликетидов и др.), а также гидролитических ферментов — хитиназ, глюканаз, протеаз, липаз, амилаз, лактамаз и целлюлаз, разрушающих клетки патогенных грибов [9, 10].

Липопептиды — одна из основных групп бактериальных метаболитов, которые представляют большой интерес для ученых благодаря своей полифункциональности и в настоящее время активно изучаются в том числе и авторами работы [9]. Липопептиды бактерий рода Bacillus — сурфактины, итурины и фенгицины — обладают широким спектром биоцидного, бактерицидного, фунгицидного и инсектицидного действия [9, 11]. Липопептиды проявляют антагонизм по отношению к другим организмам благодаря своей способности связывать липиды плазматической мембраны и изменять проницаемость или разрушать ее структуру, образуя в ней поры, как в случае фенгицина и итурина, или растворяя ее, как в случае сурфактина [12, 13]. Полногеномное секвенирование штаммов B. velezensis выявляет большое количество кластеров биосинтетических генов, кодирующих ферменты синтеза многочисленных антимикробных соединений, включая липопептиды, в том числе сурфактин, итурин, фенгицин и плипстатин [13]. Так, выделенный из ризосферы табака штамм B. velezensis EM-1 также продемонстрировал сильный ингибирующий эффект на A. alternata, Ralstonia solanacearum (Smith 1896) Yabuuchi et al. 1996 и Phytophthora nicotianae Breda de Haan, 1896, что авторы связывают с продукцией бактериями итурина А, макролактина А и макролактина W, а также с увеличением активности каталазы и полифенолоксидазы в табаке [14]. В работе [15] было показано, что штамм B. subtilis 26Д продуцирует сурфактины.

Неоднократно показана способность эндофитных микроорганизмов индуцировать устойчивость растений к различным патогенам, в том числе – возбудителям фитофтороза, среди которых наиболее экономически значим оомицет P infestans (Mont.) de Bary [10, 16]. Роль эндофитов в развитии защитных реакций растений против патогенов тесно связана с регуляцией активности про-/антиоксидантной системы, например, НАДФ-оксидазы и пероксидазы, а также генерации/утилизации активных форм кислорода (АФК), в первую очередь, пероксида водорода [4] и лигнификации пораженных тканей [17]. Лигнификация и суберинизация – это опосредованные пероксидазой процессы, в которых пероксид водорода необходим для перекисного окисления монолигнолов и фенольных компонентов [4, 17]. Было показано, что B. subtilis и B. amyloliquefaciens могут стимулировать биосинтез лигнина посредством активации пероксидазы в инфицированных растениях [10]. Умеренно чувствительный к A. solani сорт картофеля Désirée, в отличие от восприимчивых линий (дефицитных по синтезу салициловой кислоты и нечувствительных к жасмонатам), характеризовался активной генерацией перекиси водорода в месте внедрения патогена [4].

Значительная роль в защитных системах растений принадлежит ингибиторам гидролаз микроорганизмов, например, трипсиноподобных экзопротеиназ у оомицета Phytophthora infestans [9]. У мутантов Alternaria brassicicola (Schwein.) Wiltshire, 1947 с нарушением единичных генов гидролитических ферментов, в том числе химотрипсина, N-ацетилглюкозаминидазы и сериновых протеаз, не наблюдается снижения вирулентности, что связано с функциональной избыточностью семейств генов, свидетельствующая об их критической важности [19]. Повышенная активность ингибиторов протеазы в листьях томата после обработки альгинатом натрия также связывают с ограничением развития симптомов инфекции A. solani в листьях томата [20].

В связи с этим цель работы – оценка влияния бактерий штаммов B. velezensis M66 и B. subtilis 26Д на развитие защитных реакций растений картофеля, инфицированных некротрофным грибом A. solani.

МЕТОДИКА

Растительный и микробный материал. В работе использовали стерильные растения Solanum tuberosum L. сорта Алексеевский, полученные методом микроклонирования, выращенные в пробирках со средой Мурасиге и Скуга в климатической камере KBW E6 (“Binder GmbH”, Германия) с 16-часовым световым периодом при 20–22°С в течение 21 сут.

Культура бактерий штамма B. subtilis 26Д поддерживается в коллекции лаборатории биохимии иммунитета растений Института биохимии и генетики УФИЦ РАН [21]. Клетки бактерии B. velezensis M66 были выделены из внутренних тканей стеблей картофеля сорта Удача (Башкортостан, Россия). Штамм депонирован в коллекции института [21], а последовательность 16S рРНК зарегистрирована в базе GenBank (accession number PP396155). Культуры бактерий выращивали на жидком лизогенном бульоне (LB) (триптон – 1%, дрожжевой экстракт – 0.5%, NaCl – 0.5%) при 20–22°С на лабораторных шейкерах OS-20 (“BioSan”, Латвия) при 120 об./мин.

Для формирования системы “Растение + эндофит” стерильные 15-дневные растения картофеля инокулировали по ранее описанной методике [22] клетками бактерий B. velezensis M66 и B. subtilis 26Д, выращенными на жидкой питательной среде LB в течение суток. Затем, после центрифугирования в течение 15 мин при 4000 g на микроцентрифуге Eppendorf 5415R (США) бактерии ресуспендировали в стерильной дистиллированный воде (титр был выровнен до 1 × 10⁸ кл./мл). Бактериальную суспензию микробиологической петлей (5 мкл) наносили на нижнюю треть стебля (5 × 10⁵ кл./растение). На стебли контрольных растений наносили по 5 мкл воды.

Фитопатоген и инокуляция. Патогенный гриб A. solani U2022 выделен из листьев картофеля сорта Удача с видимыми симптомами заболевания в 2022 г. (место выделения – г. Уфа, Башкортостан). Моноспоровая культура была определена до вида по морфологическим признакам [23], что для крупноспорового вида A. solani считается возможным ведущими специалистами [24]. Патоген выращивали на агаризованной ржаной среде в течение 7 сут [25]. Поверхность колоний промывали дистиллированной водой при температуре 4°С в течение 30 мин, после чего оценивали в камере Фукса–Розенталя количество конидий. Растения инфицировали путем нанесения 20 мкл суспензии спор (10⁵ спор/мл) патогена (по 5 мкл на 4 верхних листа) на 7 сут после инокуляции бактериальной массой [26]. Исследование симптомов проводили с использованием фитопатологических газонов, на 8 сут после заражения растений грибом, пораженность определяли в процентах площади поражения к общей площади листьев. Изображения исследовали с помощью программного обеспечения ImageJ (“NIH”, США).

Определение титра бактерий в тканях растений. Количество колониеобразующих единиц (КОЕ) микроорганизмов в тканях растений определяли через 30 сут после инокуляции растений картофеля бактериями штаммов B. subtilis 26Д и B. velezensis M66 отдельно в побегах, корнях и образовавшихся мини-клубнях. Для этого навески органов растений поверхностно стерилизовали по следующей схеме: 70%-ный этанол – 1 мин; 0.33%-ный пероксид водорода – 3 мин; дистиллированная вода [22, 26]. Перед стерилизацией кожура с мини-клубней удалялась. Навески растений гомогенизировали в стерильных фарфоровых ступках с добавлением 2 мл стерильной воды. Аликвоты гомогената распределяли по поверхности среды LB шпателем Дригальского до полного высыхания. Чашки Петри инкубировали при температуре 28°С в термостате ТС–1/20 СПУ (“Смоленское СКТБ СПУ”, Россия) в течение 24 ч. Подсчет КОЕ производили во втором и третьем разведении, пересчитывая на 1 г сырой массы растений [26].

Биохимические исследования. Навеску пробирочных растений растирали в 0.025 М фосфатном буфере (ФБ), pH 6.2, в соотношении 1 : 5, экстрагировали 30 мин при 4°С и затем центрифугировали 10 мин при 8000 g на микроцентрифуге Eppendorf 5415R (США).

Содержание пероксида водорода оценивали при помощи реагента, который содержал 0.074% соли Мора в 5.81%-ной серной кислоте и 0.009% ксиленолового оранжевого в 1.82%-ном сорбите (в соотношении 1 : 100). К 250 мкл реагента добавляли 25 мкл супернатанта, полученного так, как описано выше. Реакционную смесь инкубировали в течение 45 мин в термостате при 30°С, затем центрифугировали 10 мин при 10000 g и вносили по 200 мкл супернатанта в лунки плоскодонных планшет. Оптическую плотность реакционной смеси измеряли на планшетном спектрофотометре EnSpire© (“PerkinElmer”, США) при 560 нм [26].

Для определения активности ингибитора трипсина к 25 мкл 0.05 М трис-НСl-буфера, рН 8.2, добавляли 50 мкл растительного экстракта, полученного вышеописанным методом, 25 мкл трипсина (1 мг/мл), а затем 50 мкл (1 мг/мл) раствора N-α-бензоил-DL-аргинин-4-нитроанилид (БАПНА) и инкубировали в термостате при 37°С в течение 10 мин. Реакцию останавливали 25 мкл 30%-ной уксусной кислоты. В качестве контроля использовали смесь, состоящую из всех описанных компонентов, но уксусную кислоту добавляли в лунки планшет перед их внесением. Оптическую плотность полученных растворов определяли на планшетном спектрофотометре EnSpire© (“PerkinElmer”, США) при 405 нм. Активность ингибитора выражали в ингибиторных единицах (TIU) [27].

Для определения пероксидазной активности супернатант разбавляли в 30–50 раз в ФБ (рН 6.2) и закапывали в лунки плоскодонных планшетов для иммуноанализа (“Nunc”, США) в следующем порядке: 75 мкл образца, 25 мкл 0.08%-ного орто-фенилендиамина, 25 мкл 0.016%-ной перекиси водорода. Реакцию останавливали, добавляя 50 мкл 4 н серной кислоты.

Для определения активности каталазы (КФ 1.11.1.6) реакцию инициировали добавлением супернатанта к 65 мМ перекиси водорода в 50 мМ растворе ФБ (pH 7.8). Смесь выдерживали при комнатной температуре в течение 2 мин. Реакцию останавливали добавлением 32.4 мМ молибдата аммония. В контрольную пробу вместо супернатанта добавляли дистиллированную воду. Оптическую плотность измеряли на приборе для иммуноферментного анализа Benchmark Microplate Reader (“Bio-Rad”, США) при 490 нм (пероксидаза) и 410 нм (каталаза) [25].

Антагонистическая активность штамма. Для определения прямой противогрибковой активности штамма участок мицелия диаметром 5 мм, взятый из 7-суточной культуры A. solani, помещали на одну сторону чашки Петри с картофельно-глюкозным агаром (КГА). Суспензию суточной культуры исследуемых штаммов бактерий наносили на другую сторону среды штрихом с использованием микробиологической петли (5 мкл). Двойную культуру культивировали при 25°С в течение 7 дней, в 5 повторностях [27].

Идентификация генов липопептидсинтетаз с помощью ПЦР. Геномную ДНК из клеток бактерий выделяли с помощью лизирующего буфера, содержащего 1% смолы Chelex100 (“BioRad Laboratories”, США), 1% Triton X100, 1% Tween 20. и 0.005% крезолового красного. Гены липопептидсинтетаз идентифицировали методом полимеразной цепной реакции (ПЦР) с праймерами (табл. 1), подбор и проверка специфичности которых были выполнены при помощи сервисов Primer Explorer 5 (LAMP Primerdesigning Software: http://primerexplorer.jp/e/), VNTI9 и BLAST NCBI. ПЦР проводили в амплификаторе ТП4-ПЦР-01- “Терцик” (“ДНК-Технология”, Москва, Россия). Праймеры к гену Bac, кодирующему 16S РНК Bacillus spp., использовались в качестве внутреннего контроля. Продукты ПЦР разделяли в 7%-ном ПААГ, окрашенном бромидом этидия.

 

Таблица 1. Праймеры, использованные для исследования присутствия генов липопептидсинтетаз B. velezensis M66

Продукт гена	Номер гена в NCBI	Размер ПЦР-продукта, п.н.	Последовательность праймера, 5′→3′
Фосфопантенил трансфераза	KT750873	~730	ATGAAGATTTACGGAATTTA TTATAAAAGCTCTTCGTACG
Сурфактин синтетаза	EU882341	~675	ATGAAGATTTACGGAATTTATATG TTATAAAAGCTCTTCGTACGAG
Итурин синтетаза А	D21876	~600	ATGAAAATTTACGGAGTATATATG TTATAACAGCTCTTCATACGTT
Итурин синтетаза В	KR149331	~675	AAGAAGGCGTTTTTCAAGCA CGACATACAGTTCTCCCGGT
Фенгицин синтетаза	AJ011849	~964	TTTGGCAGCAGGAGAAGTTT GCTGTCCGTTCTGCTTTTTC
16S рибосомальная РНК	NR102783	~800	ACCAGAAAGCCACGGCTAACTAC GGCGGAAACCCCCTAACACT

 

Для определения протеолитической активности бактериальные клетки при помощи петли помещали на поверхность 3%-ного агара из обезжиренного молока в чашках Петри. Культуры выращивали в течение 48 ч при 37°С. Протеолитическая активность штаммов определялось путем измерения зон вокруг колоний на через 48 ч после размещения. Эксперименты проводились трижды в 5 повторностях.

Статистика. Все опыты проведены в 3–5 биологических и 3 аналитических повторностях. Экспериментальные данные выражали в виде средних значений ± стандартные ошибки, значения которых рассчитывали для всех вариантов обработок с использованием MS Excel. Значимость различий оценивали с применением однофакторного и двухфакторного дисперсионного анализа (ANOVA) с последующим тестом Дункана (p <0.05) с помощью программного обеспечения STATISTICA 12.0.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Оценка числа жизнеспособных клеток бактерий в тканях растений картофеля показала присутствие 100.7 × 10⁴ ± 18.13 КОЕ B. velezensis M66 на г сырой массы побегов к 30 сут после инокуляции, что статистически не отличалось от показателей, характерных для B. subtilis 26Д (табл. 2). В корнях растений содержание бактерий было на порядок меньше для обоих штаммов. Впервые было показано, что во внутренней части полученных на экспериментальных растениях микроклубнях содержатся бактерии, 4.0 × 10⁴ ± 1.35 КОЕ B. subtilis 26Д на г сырой массы, и несколько меньше у B. velezensis M66 – 2.7 × 10⁴ ± 0.38 КОЕ на г сырой массы клубня. Таким образом, исследованные штаммы бактерий персистируют в растительных тканях длительное время и способны заселять в том числе формирующиеся клубни, что открывает перспективы защиты растений в том числе в послеуборочный период. Ранее было показано, что обработка клубней картофеля бактериями B. subtilis 26Д [27] и B. subtilis 10–4 [29] перед закладкой на хранение способствовало увеличению их устойчивости к P. infestans и Fusarium oxysporum Schltdl., 1824 при искусственном инфицировании, и, вероятно, этот эффект был связан с их проникновением во внутренние ткани клубня.

 

Таблица 2. Количество жизнеспособных клеток (КОЕ) бактерий B. velezensis M66 в тканях картофеля через 30 сут после инокуляции

Штамм	Содержание КОЕ, 104/г сырой массы
	Побег	Корень	Клубень
B. subtilis 26Д	79.2 ± 14.46а	16.5 ± 3.65б	4.0 ± 1.35с
B. velezensis M66	100.7 ± 18.13а	9.8 ± 2.03б	2.7 ± 0.38с

Примечание. Разными буквами обозначены показатели, имеющие статистически значимые отличия друг от друга (p ≤ 0.05).

 

Ранее было показано, что под влиянием салициловой кислоты происходит увеличение количества клеток бактерии B. subtilis 26Д в тканях побегов картофеля, что может быть одним из факторов, обусловливающих более высокий защитный эффект против фитофтороза, чем в варианте обработки только B. subtilis 26Д, на фоне крайне низкого воздействия взятой концентрации салициловой кислоты на устойчивость растений к патогену [26].

Обработка растений картофеля исследуемыми штаммами приводила к существенному снижению проявления симптомов альтернариоза на листьях. При этом достоверных различий между бактериальными обработками не наблюдалось (рис. 1а), как и в антагонистической активности штаммов против возбудителя альтернариоза, что выражалось в значительном подавлении роста мицелия гриба на среде КГА (рис. 1б).

 

Рис. 1. Площадь проявления симптомов альтернариоза (а) на листьях картофеля в контроле и под влиянием B. subtilis 26Д и B. velezensis M66 (цифрами показан % пораженной площади листовой пластинки), и подавление роста культуры гриба A. solani (б) исследуемыми штаммами (цифрами показано расстояние между колониями бактерии и гриба). Разными буквами обозначены статистически значимые отличия показателей (при p ≤ 0.05).

 

Антагонистическая активность исследуемых штаммов in vitro может объясняться биосинтезом липопептидных антибиотиков. Так, широко изученный штамм B. subtilis 26Д синтезирует значительное количество сурфактина, что было показано методом высокоэффективной жидкостной хроматографии и электрораспылительного масс-спектрометрического детектирования [15, 30]. Этот штамм обладает генами сурфактинсинтетазы и фенгицинсинтетазы. В геноме штамма B. velezensis M66 было определено наличие последовательности (~600 п.н.) гена итуринсинтазы А, ключевого фермента биосинтеза липопептида итурина (рис. 2а). Помимо этого, исследуемые штаммы имели сравнимую протеолитическую активность, что выражалось в наличии гало вокруг колоний на 3%-ном сухом молоке (рис. 2б).

 

Рис. 2. Антагонистические свойства B. subtilis 26Д и B. velezensis M66 против патогенов. (а) – фотография полиакриламидного геля после разделения продуктов ПЦР последовательностей ДНК бактерий с праймерами к генам, кодирующими ферменты биосинтеза липопептидов: 1 – фосфопантетеинил трансфераза; 2 – сурфактин синтаза; 3 – итуринсинтаза А; 4 – итуринсинтаза В; 5 – фенгицинсинтаза; 6 – ген домашнего хозяйства 16S рРНК; (б) – рост колоний B. subtilis 26Д и B. velezensis M66 на 3%-ном обезжиренном молочном агаре.

 

Эндофитные микроорганизмы принимают активное участие в защите растений, не только конкурируя с патогенами за экологическую нишу [5, 10], но и стимулируя защитные механизмы растений [6, 17, 20]. Так, анализ биохимических показателей выявил, что исследуемые штаммы бактерий практически не оказывали влияние на состояние про-/антиоксидантной системы и активность ингибиторов протеиназ в неинфицированных растениях (рис. 3). Заражение возбудителем альтернариоза растений картофеля, обработанных водой и обоими штаммами бактерий, способствовало одинаковому (около 20%) увеличению содержания пероксида водорода через 1 ч после нанесения спор патогена. Через 24 ч после инфицирования этот уровень сохранился в растениях, обработанных водой и клетками B. velezensis M66, а в обработанных клетками B. subtilis 26Д – вернулся к контрольным показателям. Важно отметить, что через 6 сут после инфицирования в растениях, не содержащих бактерий, наблюдалось двукратное повышение содержания пероксида водорода относительно контрольных показателей, что, вероятно, отражает процессы развития болезни под воздействием некротрофного патогена A. solani [4]. Под действием исследуемых бактериальных штаммов содержание пероксида водорода через 6 сут после инфицирования, напротив, снижалось относительно здоровых растений, обработанных водой. Следует отметить, это позволило деактивировать перекись водорода в растительных клетках, сохраняя их жизнедеятельность. Точно также, как и в экспериментах в настоящей работе, эндофитный гриб Aspergillus terreus Thom, 1918, выделенный из листьев базилика Ocimum basilicum L., продемонстрировал непосредственную противогрибковую активность против гриба A. solani, а заражение обработанных этим грибом растений баклажана патогеном A. solani вызывало повышение уровня активности супероксиддисмутазы, каталазы, пероксидазы и полифенолоксидазы, что было причиной меньшего развития пятнистости [31]. Обработка растений альгинатом натрия также существенно снизила пораженность A. solani и значительное повышение уровня экспрессии гена супероксиддисмутазы [20]. Продуцирующий липопептиды (в основном, фенгицин) штамм B. subtilis CtpxS2-1 показал высокую противогрибковую активность против Colletotrichum acutatum J.H. Simmonds, 1968, а так же способность индуцировать физиологическую устойчивость растений люпина против этого патогена. Авторы публикации связали это с увеличением уровня транскриптов хозяйских генов PR-1, PR-4, SOD, PIN-1 и PIN-3, а также увеличением активности каталазы, пероксидазы и супероксиддисмутазы [32].

 

Рис. 3. Влияние бактерий B. subtilis 26Д и B. velezensis M66 на содержание пероксида водорода (а), активность каталазы (б), пероксидаз (в) и ингибиторов трипсина (г) в здоровых и инфицированных возбудителем альтернариоза растениях картофеля: 1 – 1 ч, 2– 24 ч, 3 – 6 сут после нанесения спор патогена. Разными буквами обозначены статистически значимые отличия показателей, наблюдаемых в соответствующей временной точке (при p ≤ 0.05).

 

Обращает на себя внимание двукратное снижение активности пероксидаз в инфицированных A. solani контрольных растениях через 1 ч (увеличение этого параметра произошло только через 6 сут) и ингибиторов протеиназ через 1 час и 6 сут после нанесения спор патогена, что указывает на активное подавление иммунных реакций растений патогеном в этом варианте. При этом через 1 ч после инфицирования в обработанных B. subtilis 26Д растениях картофеля увеличивалась активность пероксидаз (на 1/3 относительно контрольных показателей), а в обработанных B. velezensis M66 – активность ингибиторов протеиназ. В обоих случаях активность ингибиторов протеиназ и пероксидаз была выше контрольных показателей на поздних этапах взаимодействия с патогеном как в случае B. velezensis M66, так и B. subtilis 26Д. Так как одним из основных факторов агрессивности патогенов являются продуцируемые ими гидролазы, обеспечивающие внедрение гриба в ткани, например, за счет разрушения клеточных стенок растений и деградации защитных белков [18], выработка их ингибиторов в растениях может быть эффективным механизмом ограничения патогенного процесса.

Полученные результаты показали эффективность биопрепарата на основе эндофитных бактерий B. velezensis M66, сравнимую с широко применяемым штаммом B. subtilis 26Д в защите растений картофеля от альтернариоза как путем прямого воздействия на патоген, который наблюдали in vitro, так и индуцирования ими защитного ответа, связанного с регуляцией редокс-статуса растений и выработки ими ингибиторов протеиназ. Использование B. velezensis M66 в качестве компонентов биопрепаратов для защиты растений благодаря глубокой интеграции в систему регуляции фитоиммунного потенциала растений, невысокой стоимости, низкой энергоемкости при производстве, возможность сочетания с другими профилактическими мерами, неспособность вызывать инфекционные процессы в организме человека и животных, и непатогенности для растений является весьма перспективным.

Финансирование работы. Работа выполнена в рамках проекта РНФ № 24-26-00025 “Перспектива применения выделенных на территории Южного Урала эндофитных штаммов бактерий рода Bacillus для повышения устойчивости сельскохозяйственных растений к комплексу биотических факторов среды”.

Соблюдение этических стандартов. Настоящая статья не содержит каких-либо исследований с использованием животных либо с участием людей в качестве объектов.

Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

About the authors

A. V. Sorokan

Institute of Biochemistry and Genetics – a separate structural division of the Ufa Federal Research Center of the Russian Academy of Sciences

Author for correspondence.
Email: fourtyanns@googlemail.com
Russian Federation, Ufa, 450054

V. F. Gabdrakhmanova

Institute of Biochemistry and Genetics – a separate structural division of the Ufa Federal Research Center of the Russian Academy of Sciences

Email: fourtyanns@googlemail.com
Russian Federation, Ufa, 450054

I. S. Mardanshin

Bashkir Research Institute of Agriculture – a separate structural division of the Ufa Federal Research Center of the Russian Academy of Sciences

Email: fourtyanns@googlemail.com
Russian Federation, Ufa, 450059

I. V. Maksimov

Institute of Biochemistry and Genetics – a separate structural division of the Ufa Federal Research Center of the Russian Academy of Sciences

Email: fourtyanns@googlemail.com
Russian Federation, Ufa, 450054

References

Supplementary files