Assessment of the Nutrient and Metabolic Profile of the Chum Salmon (Oncorhynchus keta)

Full Text

Вопросу обеспечения потребителя рыбной продукцией безопасной и гарантированного качества уделяется большое внимание как со стороны добывающих, так и рыбоперерабатывающих предприятий. Для решения данной задачи необходимо хорошо знать изменения, протекающие в рыбе, связанные с сезоном добычи, возрастом, полом рыбы, а также с нерестом, и иметь возможность объективно контролировать основные показатели, характеризующие сырье.

В этом отношении значительный интерес представляют тихоокеанские лососи (горбуша Oncorhynchus gorbuscha, кета O. keta, нерка O. nerka, кижуч O. kisutsch, чавыча O. tschawytscha), которые являются наиболее ценными в пищевом отношении видами среди промысловых рыб Дальнего Востока и составляют 10% от среднегодового общего улова Российской Федерации [1, 2]. Одним из важных промысловых видов тихоокеанских лососевых рыб является кета Oncorhynchus keta (Walbaum, 1792) — второй по численности вид после горбуши O. gorbuscha (Walbaum, 1792) [3, 4]. Основным критерием качества кеты в качестве сырья для дальнейшей переработки является цвет мяса, предпочтительно розовый, оранжевый или красный. В морской период жизни кета имеет серебристую окраску тела, без полос и пятен. В состав пищи в местах нагула в корм кеты включается зоопланктон, который является источником каратиноида астаксантина, который придает характерные розовые оттенки мясу. С входом в опресненную воду начинается мобилизация астаксантина в кожу и овоциты, вследствие чего серебристая окраска начинает заменяться “брачным нарядом”, цвет поверхности становится темным, на боках появляются малиново-лиловые вертикальные полосы, а цвет мяса становится вплоть до светло-серого [5, 6]. В это время происходит также изменение нутриентного состава, что отражается на пищевой ценности как сырья, так и продукции, которая производится из этого вида рыбы. Изучение особенностей динамики биохимического состава мышечной ткани в процессе онтогенеза у кеты представляет научный и практический интерес для оценки промысловых запасов и технологии ее переработки с целью получения продукции с задаваемыми свойствами и комплексом органолептических показателей [7].

Известно, что тихоокеанские лососи являются источником липидов, которые в основном на 45–55% сосредоточены в мышцах. Перед нерестом до 15–20% суммарных липидов накапливается в зрелых гонадах лососевых рыб, а масса яичников (ястыков) достигает 20–25% общей биомассы рыб [8]. При оценке основных биоэнергетических параметров мышечной ткани тихоокеанских лососей Охотского моря по данным, собранным в 2003–2015 гг. установлено, что доля липидов в сыром веществе у неполовозрелых и половозрелых особей кеты составляла 4.2 и 4.4% соответственно. С переходом на IV стадию зрелости гонад у кеты наблюдается снижение калорийности, в основном за счет уменьшения количества липидов в тканях, которое связано с интенсивным созреванием икры и молок [8]. Однако показано, что при снижении содержания липидов в мышцах кеты на этапе нерестовой миграции количество фосфолипидов оставалось постоянным [9]. Благодаря высоким эмульгирующим свойствам фосфолипидов возникают предпосылки для использования сырья с нерестовыми изменениями при получении структурированных продуктов.

Установлено, что во время нерестовой миграции в мышечной ткани кеты O. keta происходит также изменение фракционного состава белков, что определяет консистенцию мышечной ткани и ее технологические свойства. Глубина процессов может быть охарактеризована по содержанию свободных аминокислот, нуклеотидов, нуклеозидов, олигопептидов в экстрактах мышечной ткани. Свободные аминокислоты попадают в ткань как при питании рыбы, так и в результате гидролитических процессов при апоптозе, а также некрозе и патологиях. В зависимости от глубины этих процессов меняется содержание свободных аминокислот в мышцах. Отмечено большое количество ансерина (Анс) в экстрактах мышечной ткани кеты при довольно низком уровне Тау, Ала, Гли, Глу и Лиз в экстракте [10, 11]. После гидролиза экстрактов было обнаружено значительное увеличение содержания метилгистидин (Мгис), β-Ала, которые образовались за счет распада Анс. Сумма нуклеотидов и нуклеозидов составляла 3.32~9.22 мкг/г, а преобладающим соединением был инозин-5-монофосфат (ИМФ).

Степень изменения миофибриллярного белка во время нерестовой миграции кеты O. keta оценивали путем исследования экстрактов мышечной ткани с помощью ионообменной колоночной хроматографии [12]. Установлено, что уровень Мгис заметно повышается во время нерестовой миграции, особенно у самок, как в миофибриллярных белках, так и в актине. Одновременно с нерестовыми изменениями происходило значительное увеличение таких свободных аминокислот, как Глу, Гли, Лей, Лиз и резкое снижение содержания Гис. Сделано заключение, что изменение количества Мгис в экстрактах мышечной ткани рыб можно рассматривать как показатель степени изменения белка во время нерестовых миграции кеты и являться маркером при оценке качества сырья для дальнейшего использования.

Одним из перспективных подходов для более глубокого изучения тканей мышц кеты в различном биологическом состоянии является использование методов метаболомики, которая позволяет получить дополнительные сведения об изменениях комплекса биохимических показателей объекта [13]. Анализ метаболома является ключевым моментом для понимания динамических процессов, происходящих в организме. При нормальных условиях концентрация тех или иных соединений в ткани или жидкости определяется их ролью в метаболических процессах и, как правило, меняется в небольших пределах. Однако при патологии метаболомный профиль пораженной ткани может резко измениться. Изучение динамики состава и концентрации метаболитов дает возможность понять молекулярные основы возникновения изменений в организме и охарактеризовать глубину процесса нерестовых изменений для объективной характеристики пищевой ценности, органолептических показателей и технологической пригодности сырья [14, 15].

В связи с этим вопросы рационального и более эффективного использования кеты с нерестовыми изменениями с целью создания полноценной в пищевом отношении продукции требует современных подходов и является весьма актуальной проблемой.

Цель работы — оценить нутриентный и метаболический профиль мышечной ткани кеты с нерестовыми изменениями для определения рационального использования сырья при получении продукции с заданными органолептическими и функциональными свойствами.

МЕТОДИКА

Объекты исследований. В качестве объектов исследования использовали образцы половозрелых особей кеты Oncorhynchus keta (Walbaum, 1792) различного биологического состояния по 4 экземпляра в каждой выборке. Кета с нерестовыми изменениями выловлена в устье реки Ударница (сентябрь, Сахалинская обл., Россия), рыба без нерестовых изменений (далее кета “серебрянка”) выловлена в заливе Святой Ольги (октябрь, Приморский край, Россия). Образцы после вылова были сразу заморожены и доставлены для исследований в лабораторию.

Анализ химического состава. В образцах определяли содержание белковых веществ на автоанализаторе “Kjeltec” модель 1003 (“Tecator”, Швеция) по методу Кьельдаля с коэффициент пересчета содержания азота на содержание белка 6.25. Массовую долю влаги определяли методом высушивания при 104°C, содержание жира по методу Сокслета на автоматическом экстракторе SER148/6 (“VELP”, Италия). Аминокислотный состав белка определяли по методике, описанной в работе [16].

Определение фракционного и жирнокислотного состава липидов. Для экстракции липидов навеску образца 1–2 г помещали в пробирку на 50 мл, приливали 20 мл смеси хлороформ/метанол (2 : 1 по объему), плотно закрывали пробкой и взбалтывали в течение 1.5 ч на лабораторном шейкере. Затем приливали 6.6 мл дистиллированной воды, перемешивали и центрифугировали в течение 5 мин при 3000 g. Нижнюю фазу смеси (хлороформный раствор липофильной фракции) каждого образца отбирали в предварительно доведенные до постоянной массы и взвешенные на аналитических весах круглодонные колбы емкостью 50 мл. Хлороформ из колб отгоняли на вакуумном ротационном испарителе. Оставшуюся липофильную фракцию сушили до постоянной массы (10–20 мин) при температуре 100–105°C, охлаждали в эксикаторе и взвешивали колбу на аналитических весах до постоянной массы.

Фракционный состав липидов определяли методом тонкослойной хроматографии на пластине Silica gel 60 F254 (“Merck”, Германия) в системе растворителей гексан: диэтиловый эфир: уксусная кислота (80 : 30 : 1.5 по объему), как описано в работе [17].

Состав жирных кислот в образцах мышечной ткани определяли путем получения метиловых эфиров жирных кислот общих липидов с использованием метанола и ацетилхлорида с последующим разделением на газовом хроматографе “Agilent 7890А” (“Agilent Technologies”, США) с пламенно-ионизационным детектором на хроматографической колонке 100 м × 0.25 мм × 0.25 мкм “Agilent J&W GC Colums Select FAME” (США). Условия ГХ-анализа: объем пробы 1 мкл, режим с делением потока 30 : 1, газ-носитель азот, скорость потока 0.9 мл/мин, температура инжектора 260°C; температура детектора 270°C. Условия разделения: начальная температура 140°C (изотерма в течение 5 мин), затем увеличение температуры до 220°C со скоростью 4°C/мин, изотерма 25 мин. Сбор и обработку данных осуществляли с помощью программного обеспечения Agilent ChemStation Rev.B.04.03.

Подготовка образцов для спектроскопии ЯМР. Для экстракции водорастворимых полярных метаболитов 25 г гомогенизированной мышечной ткани заливали 50 мл 7.5%-ного раствора ТХУ, перемешивали в гомогенизаторе и фильтровали через бумажный фильтр. Фильтрат нейтрализовали 9 М раствором КОН до значения рН 7.8, фильтровали через бумажный фильтр (№ 1) и центрифугировали при температуре 4°C и 12000 g в течение 10 мин. Аликвоту полученного раствора 500 мкл переносили пипеткой в стандартную ЯМР-ампулу диаметром 5 мм, добавляли 50 мкл раствора TSP (3-(trimethilsilyl)-propionic-2,2,3,3-d₄ acid sodium salt) в D₂O с концентрацией 5.46 ммоль/л (в качестве внутреннего стандарта) и регистрировали на приборе “Bruker Avance III” (“Bruker Biospin Gmbh”, Германия) c рабочей частотой по протонам 800 МГц при 303 К. Обработку спектров проводили с использованием программного обеспечения TopSpin 3.6.1 (“Bruker BioSpin”, США), идентификацию и количественное определение метаболитов — с применением Chenomx NMR Suite 9.02 (“Chenomx Inc”, Канада), а также сопоставляя международные базы данных: Human Metabolome Database (http://www.hmdb.ca/), Biological Magnetic Resonance Data Bank (http://www.bmrb.wisc.edu/metabolomics/).

Расчет показателей пищевой адекватности белковых компонентов рыбного сырья. При оценке биологической ценности белковых компонентов сырья использовали следующие показатели и критерии, предложенные Липатовым с соавт. [18].

Коэффициент утилитарности j-ой незаменимой аминокислоты – $a_j$:

$a_j=\frac{C_{min}}{C_j}$ (1)

где С_min — минимальный скор незаменимых аминокислот оцениваемого белка по отношению к физиологической норме (эталону); С_j — скор j-ой незаменимой аминокислоты оцениваемого белка по отношению к физиологической норме (эталону).

Коэффициент рациональности аминокислотного состава — R_c, численно характеризующий сбалансированность незаменимых аминокислот по отношению к физиологически необходимой норме (эталону). В случае, когда C_min ≤ 1, коэффициент рациональности аминокислотного состава может быть рассчитан по следующей формуле:

$R_c=\frac{{\displaystyle \sum _{j=1}^n}(a_j A_j)}{{\displaystyle \underset{j=1}{\overset{n}{\sum A_j}}}}$ (2)

где A_j — массовая доля j-ой незаменимой аминокислоты в сырье, г/100 г белка.

Показатель “сопоставимой избыточности” содержания незаменимых аминокислот — σ, характеризующий суммарную массу незаменимых аминокислот, не используемых на анаболические нужды в таком количестве белка оцениваемого продукта, которое эквивалентно по их потенциально утилизируемому содержанию 100 г белка эталона:

$\sigma =\frac{{\displaystyle \sum _{j=1}^n}(A_j-C_{min}·A_{эj})}{C_{min}}$ (3)

где A_эj — массовая доля j-ой незаменимой аминокислоты, соответствующая физиологически необходимой норме (эталону), г/100 г белка.

В качестве идеального принят гипотетический белок, содержание незаменимых аминокислот в котором соответствует потребностям в аминокислотах человека в соответствии с рекомендуемым уровнем потребления пищевых и биологически активных веществ.

Статистическая обработка. Статистическую обработку полученных данных: расчет среднего арифметического и среднеквадратичного отклонения проводили с помощью программы Origin PRO 2021. Достоверно различающиеся средние значения при p ≤ 0.05, согласно распределению Стьюдента, отмечены звездочкой. Все результаты приведены как средние арифметические ± среднее квадратичное отклонение.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Для оценки нутриентного профиля проведено определение химического состава мышечной ткани образцов рыб с нерестовыми изменениями и кеты “серебрянки”. Из полученных данных (табл. 1) видно, что кета с нерестовыми изменениями имела в составе мышечной ткани больше влаги и немного меньше белка, по сравнению с образцом кеты “серебрянки”. Содержание жира в образцах нерестовой кеты составляло 4.00 ± 0.18%, а в кете “серебрянке” 6.80 ± 0.27%.

 

Таблица 1. Химический состав мышечной ткани образцов кеты

Пол рыбы		Массовая доля,%
		вода	белок	липиды
Кета с нерестовыми изменениями
1	Самец	79.79 ± 2.39	17.05 ± 0.34	4.36 ± 0.17
2	Самка	80.65 ± 2.42	17.91 ± 0.36	4.79 ± 0.19
3	Самка	79.50 ± 2.39	17.40 ± 0.35	3.54 ± 0.14
4	Самка	79.00 ± 2.37	18.64 ± 0.37	4.83 ± 0.19
5	Смешaнная проба образцов 1–4 (в равных долях)	79.02 ± 2.37 (79.74 ± 4.78)*	17.55 ± 0.36 (17.75 ± 0.71)*	4.00 ± 0.18 (4.38 ± 0.35)*
Кета “серебрянка”
6	Самец	72.98 ± 2.92	20.31 ± 0.47	6.71 ± 0.27
7	Самка	73.24 ± 2.93	20.98 ± 0.42	6.58 ± 0.26
8	Самка	71.84 ± 2.87	21.12 ± 0.43	7.10 ± 0.28
9	Самка	73.04 ± 2.92	20.34 ± 0.41	6.90 ± 0.28
10	Смешанная проба образцов 6–9 (в равных долях)	73.08 ± 2.91 (75.78 ± 5.82)*	20.74 ± 0.41 (20.69 ± 0.86)*	6.80 ± 0.27 (6.82 ± 0.55)*

*В скобках указаны значения, полученные путем статистической обработки результатов измерений в четырех образцах соответствующей группы.

 

Результаты определения аминокислотного состава белка (рис. 1) свидетельствовали о том, что оба образца кеты имели полный набор незаменимых аминокислот и были близки по составу.

 

Рис. 1. Содержание незаменимых (а) и заменимых аминокислот (б) в белках образцов кеты № 5 (I) и № 10 (II) (среднее арифметическое ± среднеквадратичное отклонение).

 

Анализ сбалансированности аминокислотного состава белка по отношению к эталону для двух видов кеты показал, что кета с нерестовыми изменениями имела значения σ = 10.65 ± 0.53, R_c = 0.68 ± 0.03, а кета “серебрянка” — σ = 12.54 ± 0.63, R_c = 0.64 ± 0.03. Суть качественной оценки сравниваемых белков с помощью формализованных показателей заключалось в том, что чем выше значение R_c или меньше значение σ, (в идеале R_c = 1, σ = 0), тем лучше сбалансированы незаменимые аминокислоты и тем рациональнее они могут быть использованы организмом.

Следовательно, мышечная ткань кеты с нерестовыми изменениями, так же как и кеты “серебрянки” имела близкую сбалансированность незаменимых аминокислот и могла быть источником полноценного белка.

Значительный интерес при оценке нутриентного профиля мышечной ткани кеты различного биологического состояния представляли жирнокислотный и фракционный состав липидов, так как рыбное сырье с позиции здорового питания рассматривается в качестве источника полиненасыщенных жирных кислот (ПНЖК). Хорошо известно, что состав липидов рыбы меняется в зависимости от возраста, физиологического состояния, характера питания и района обитания. Установлено, что относительное содержание фосфолипидов в тканях рыбы на протяжении года остается постоянным, в то время как содержание нейтрального жира (триглицеридов) подвержено колебаниям, в частности, в период нагула рыбы — сильно увеличивается, а при истощении в период нереста — уменьшается. Как видно из данных фракционного состава липидов (табл. 2), при относительно небольшом изменении фосфолипидов в мышечной ткани кеты с нерестовыми изменениями наблюдалось снижение содержания триглицеридов. Увеличение доли свободных жирных кислот в образцах нерестовой кеты свидетельствовало о более глубоких процессах, происходящих в нерестовой рыбе, что, по-видимому, объяснялось протекающим некротическим гидролизом в мышцах, по сравнению с кетой “серебрянкой” [19].

 

Таблица 2. Фракционный состав липидов образцов кеты,%

Наименование фракции	Образец № 5	Образец № 10
Полярные липиды (фосфолипиды)	7.0 ± 0.1	8.3 ± 0.1
1,2-Диглицериды	3.4 ± 0.3	1.4 ± 0.7
1,3-Диглицериды + стерины (холестерин)	1.0 ± 0.6	2.4 ± 0.3
Свободные жирные кислоты	32.9 ± 3.1	17.3 ± 5.3
Триглицериды	53.2 ± 4.8	65.8 ± 3.4
Воска	–	2.5 ± 0.8
Эфиры стеринов	0.3 ± 0.2	0.5 ± 0.6
Углеводороды	0.9 ± 0.4	–
Другое	1.2 ± 1.0	1.7 ± 1.7

 

Анализ жирнокислотного состава липидов (рис. 2) показал, что происходило изменение степени насыщенности жиров, которое выражалось в увеличении относительного содержания ненасыщенных кислот при истощении рыбы в период интенсивного развития гонад и нереста, что согласовывалось с ранее проведенными исследованиями [20]. Из представленных данных видно, что мышечная ткань кеты с нерестовыми изменениями содержала значительное количество омега-3 ПНЖК, около 30% от суммы жирных кислот, что было выше, чем в кете “серебрянке”. Вследствие высокой ненасыщенности жира, который содержался в мясе кеты с нерестовыми изменениями, он легко подвергался окислению и полимеризации, что должно учитываться при обеспечении условий хранения сырья.

 

Рис. 2. Суммарное содержание насыщенных, мононенасыщенных, ПНЖК, ПНЖК омега-3, ПНЖК омега-6 в образцах кеты № 5 (I) и № 10 (II).

 

Сравнение нутриентного профиля мышечной ткани кеты с нерестовыми изменениями и кеты “серебрянки” показало, что нерестовые изменения практически не приводили к ухудшению пищевой и биологической ценности кеты. Однако по ряду технологических показателей, таких как бледный цвет мяса, ослабленная консистенция, кета с нерестовыми изменениями уступала кете “серебрянке” и требовала специальных технологических подходов при ее переработке.

Для получения дополнительной информации об изменениях мышечной ткани кеты различного биологического состояния был исследован метаболический профиль путем определения низкомолекулярных органических соединений — метаболитов, как промежуточных, так и конечных продуктов обмена, в мышечной ткани образцов методом спектроскопии ЯМР (рис. 3).

 

Рис. 3. Cпектры ЯМР ¹Н экстрактов мышечной ткани образцов кеты № 5 (I) и № 10 (II).

 

Идентифицировано и определено количественное содержание ряда аминокислот, нуклеотидов, нуклеозидов, азотистых соединений (табл. 3). Отмечено, что увеличение содержания таких метаболитов, как Асп, Глу, Иле, Лей, Тре, Сер, Лиз, характерно для кеты с нерестовыми изменениями. Кроме того, показателем нерестового состояния рыбы было повышенное количество глюкозы, которое составляло 42.39 ± 2.12 мг/100 г, по сравнению с содержанием в рыбе “серебрянке” — 13.45 ± 0.67 мг/100 г. Такое отличие в содержании Глю закономерно и объясняется ограниченным питанием рыбы во время нерестовой миграции.

 

Таблица 3. Содержание идентифицированных метаболитов в образцах кеты

№ п/п	Метаболит	Структурный фрагмент	1H химические сдвиги (ppm)	Образец № 5, мг/100 г	Образец № 10, мг/100 г
Незаменимые аминокислоты
1	Лей	δCH3; δ'CH3	0.95 (t)	10.87±1.33*	7.00±0.85
2	Иле	δCH3; β'CH3	0.94 (t); 1.01 (d)	6.17±0.16*	2.95±0.08
3	Вал	γCH3; γ'CH3	0.99 (d); 1.04(d)	9.44±2.20*	6.10±1.42
4	Мет	SCH3	2.14 (s)	5.00±0.35*	1.86±0.13
5	Лиз	γCH2; δCH2; βCH2	1.47 (m); 1.73 (m); 1.91 (m)	18.67±1.69*	9.91±0.90
6	Тре	βCH	4.26 (m)	8.40±0.45*	4.90±0.26
7	Фен	2×CH, ring; СН; 2×CH, ring	7.33 (d); 7.37(t); 7.43 (t)	7.26±0.60*	5.58±0.46
8	Три	CH, ring; CH, ring; CH, ring;	7.28 (t); 7.54 (d); 7.73 (d)	0.70±0.03*	0.28±0.01
9	Цис	2×SCH2	3.34 (m)	2.48±0.12*	0.24±0.01
10	Тир	2×CH, ring; 2×CH, ring	6.89 (d); 7.19 (d)	6.59±0.50*	5.52±0.42
Заменимые аминокислоты
11	Ала	βCH3	1.48 (d)	19.86±1.11*	17.34±0.97
12	Гис	NCH; NCHN	7.06 (s); 7.79 (s)	8.52±1.24*	11.35±1.65
13	Гли	αCH2	3.56 (s)	23.90±1.58*	7.42±0.49
14	Таурин	CH2; SCH2	3.25 (t); 3.42 (t)	35.46±1.06*	48.91±1.47
15	Глн	γCH2	2.45 (m)	0.61±0.04*	3.05±0.19
16	Глу	βCH2; γCH2	2.08 (m); 2.35 (t)	27.26±0.93*	15.92±0.54
17	Асп	βCH2	2.68 (m); 2.81 (dd)	12.17±0.61*	5.06±0.25
18	Арг	γCH2; βCH2	1.69 (m); 1.91 (m)	8.28±0.41*	5.16±0.26
19	Про	CH; NCH	2.01 (m); 3.38 (m)	6.58±0.33*	3.68±0.18
20	Сер	βCH2	3.96 (m)	11.40±0.57*	3.49±0.17
21	Орн	γCH2; βCH2	1.79 (m); 1.93 (m)	2.93±0.15*	1.12±0.06
Дипептиды
22	Ансерин	CH2; CH2; CH2; CH3; СН; CH, ring; NCHN	2.67 (m); 3.09 (dd); 3.21 (m); 3.71 (s); 4.47 (s уширенный); 6.95 (s); 7.92 (s)	287.10±4.31*	353.90±5.31
Органические кислоты
23	Молочная кислота	βCH3; αCH	1.33 (d); 4.12(q)	189.04±3.58*	348.16±6.60
24	Уксусная кислота	CH3	1.91 (s)	0.61±0.13*	1.31±0.28
25	Янтарная кислота	2×CH2	2.40 (s)	0.59±0.14*	5.59±1.32
26	Фумаровая кислота	2×СН	6.52 (s)	0.57±0.03*	0.16±0.01
Углеводороды
27	Г1Ф	C1H	5.45 (q)	0.46±0.03*	0.26±0.02
28	Глюкоза (α + β)	C4H; C5H; C1H; C1H	3.42 (m); 3.65 (m); 4.65 (d); 5.23 (d)	42.39±2.12*	13.45±0.67
29	Рибоза	CH	4.93 (d); 5.25 (s); 5.38 (d)	3.50±0.18*	3.20±0.16
30	Манноза	CH; CH	4.90 (s); 5.19 (s)		0.96±0.18
Азотистые основания
31	TMA	3×CH3	2.90 (s)	0.83±0.03	0.86±0.03
32	TMAO	3×CH3	3.26 (s)	33.70±0.36*	42.08±0.44
33	ДМА	2×CH3	2.73 (s)	1.02±0.05*	0.68±0.03
34	Бетаин	3×CH3	3.25 (s)	1.15±0.06	1.17±0.06
35	Холин	3×CH3; αCH2; βCH2	3.20 (s); 3.51 (t); 4.07 (m)	10.69±0.23	10.72±0.23
Нуклеотиды
36	АТФ+AДФ	CH, ring CH, ring	8.27 (s) 8.52 (s)	2.45±0.12*	8.43±0.42
37	AMФ	CH, ring	8.60 (s)	0.15±0.01	0.16±0.01
38	ИМФ	C1H, ribose; CH, ring; CH, ring	6.14 (d); 8.23 (s); 8.57 (s)	7.05±0.21*	45.43±1.36
39	Инозин	С4H, ribose С3H, ribose C1H, ribose; CH, ring	4.28 (q); 4.44 (t); 6.09 (d); 8.34 (s)	27.98±0.45*	67.78±1.08
40	Гип	NCHN; NCHN	8.19 (s); 8.21 (s)	9.41±1.24*	12.53±0.65
Прочие
41	Этанол	βCH3	1.18 (t)	0.63±0.03*	0.14±0.01
42	Саркозин	CH3; CH	2.75 (s); 3.61(s)	0.20±0.01*	0.22±0.01
43	Кре/Фкр	NCH3; NCH2	3.04 (s); 3.93 (s)	159.83±2.70*	196.91±3.33
44	Карнитин	CH; CH	2.44 (m); 4.56 (m)	1.32±0.07*	1.09±0.05
45	Цитруллин	NH	6.39 (s уширенный)	1.45±0.07*	0.27±0.01
46	Глицерол	CH2; CH2	3.56 (m); 3.66 (dd)	33.69±1.68*	25.96±1.30
47	Урацил	CH, ring; CH, ring	5.80 (d); 7.53 (d)	0.42±0.02*	0.55±0.03
48	Мочевина	2×NH2	5.79 (s уширенный)	0.63±0.03*	1.14±0.06
49	β-Аланин	CH2	2.55 (t)	0.39±0.08*	0.71±0.15
50	Мгис	NCH; NCHN	7.01 (s); 7.67 (s);	1.23±0.08*	0.21±0.01
51	Никотин- амид	CH, ring; NCH, ring; NCH, ring	7.60 (m); 8.70 (d); 8.94 (s)	1.29±0.04*	3.02±0.09

Примечание. Жирным шрифтом отмечены значения химического сдвига соединения, принятого для количественного расчета.

Г1Ф — глюкоза-1-фосфат; Гип — гипоксантин; ДМА — диметиламин; Кре — креатин; Мгис — метилгистидин; Мур — муравьиная кислота; ТМА — триметиламин; ТМАО — триметиламиноксид; Фкр — креатинфосфат.

 

При изучении степени деградации миофибриллярного белка во время нерестовой миграции кеты установлено, что уровень Мгис повышается во время нерестовой миграции. Согласно полученным данным (табл. 3) в кете “серебрянке” содержалось Мгис 0.21 ± 0.01 мг/100 г, в нерестовой рыбе — 1.23 ± 0.06 мг/100 г.

Результаты анализа метаболического профиля образцов мышечной ткани кеты были использованы для характеристики кеты с нерестовыми изменения, по сравнению с кетой “серебрянкой” в качестве пищевого сырья. Как было показано выше, по таким органолептическим показателям, как цвет и консистенция, кета с нерестовыми изменениями уступала кете “серебрянке”. Однако представляло большой интерес объективно оценить динамику изменения вкуса в образцах нерестовой кеты и кеты “серебрянки” путем анализа выявленных метаболитов. Согласно литературным данным, накопление таких аминокислот, как Про, Тре, Сер, Ала и Гли придает сладкий вкус продукту, в то время как Тау, Три, Лей, Фен, Иле, Мет, Тир, Вал, Арг, Гис, а также соединения Ино и Гип увеличивали привкус горечи [21, 22]. Особое внимание заслуживал анализ метаболитов, которые обладали вкусом умами, который был предложен в начале XX века, как отличающийся от соленого, сладкого, кислого и горького под названием “вкусный вкус”. В результате было установлено, что вкус умами определяется в основном содержанием Глу или ее солей и ИМФ, но содержание АМФ и Асп также учитываются в комплексной оценке вкуса умами [23].

Для оценки вклада основных метаболитов в насыщенность вкуса образцов мышечной ткани проведен расчет индекса вкуса (ИВ) каждого метаболита путем отношения содержания соединения к значению порога его вкуса [24]. Порог вкуса свободных аминокислот в соответствии с литературными данными широко используется для комплексной оценки различной пищевой продукции [25].

Изменения значений индекса вкуса (рис. 4) показали, что наибольший вклад в показатель вкуса образцов мышечной ткани кеты вносят соединения, придающие вкус умами. При этом суммарный показатель индекса вкуса умами для мяса кеты “серебрянки” составлял 2.43 ± 0.06, а для кеты с нерестовыми изменениями — 1.43 ± 0.03, что свидетельствовало о сохранении достаточно высокого уровня вкусовых качеств образца, который обеспечивался содержанием глютаминовой кислоты, известной как основная вкусовая добавка.

 

Рис. 4. Показатели индекса вкуса образцов кеты № 5 (I) и № 10 (II): сладкий (а), горький (б), умами (в).

 

Для комплексной оценки вкуса каждого образца был рассчитан индекс вкуса как сумма всех составляющих: для мышечной ткани кеты “серебрянки” — 4.06 ± 0.11, а для кеты с нерестовыми изменениями — 3.46 ± 0.09. Из полученных данных следует, что по вкусовым ощущения мышечная ткань кеты “серебрянки” имела несколько более насыщенный вкус по сравнению с кетой, имеющей нерестовые изменения, что объяснялось расходом основных соединений на построение гонад в нерестовый период. Однако суммарный индекс вкуса мяса кеты с нерестовыми изменениями остался достаточно высоким, превышающим аналогичный показатель, рассчитанный для семги, горбуши [24].

С позиции оценки пищевой ценности полученные результаты свидетельствовали о небольшом ухудшении потребительских качеств мышечной ткани кеты с нерестовыми изменениями, которые обусловлены уменьшением содержания липидов и накоплением свободных жирных кислот при относительно стабильной биологической ценности белка. Однако метаболический профиль образцов кеты показал значительное накопление ряда свободных аминокислот в мышечной ткани кеты с нерестовыми изменениями, по сравнению с кетой “серебрянкой”. Расчет индекса вкуса показал, что по вкусовым ощущениям мышечная ткань кеты “серебрянки” имела более насыщенный вкус, по сравнению с кетой, имеющей нерестовые изменения. Увеличение содержание Асп, Глу и Глю и накопление Мгис характерно для образцов кеты с нерестовыми изменениями.

На основании результатов анализа пищевой ценности и метаболического профиля мышечной ткани кеты с нерестовыми изменениями разработаны рекомендации по ее рациональному использованию, предусматривающие производство пищевого рыбного фарша для последующего производства широкого ассортимента специализированной пищевой продукции с заданными свойствами путем введения добавок, стабилизирующих консистенцию, цвет, а также при изготовлении функциональных пищевых добавок [26].

About the authors

L. S. Abramova

Russian Federal Research Institute оf Fisheries and Oceanography

Email: kozin82a@gmail.com
Russian Federation, Moscow, 105187

A. V. Kozin

Russian Federal Research Institute оf Fisheries and Oceanography

Author for correspondence.
Email: kozin82a@gmail.com
Russian Federation, Moscow, 105187

References

Supplementary files