РЕДОКС-РЕГУЛИРУЕМАЯ ГЕТЕРОДИМЕРНАЯ NADH:ЦИННАМАТ РЕДУКТАЗА ИЗ Vibrio ruber

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Гены редуктаз несопряженных карбоновых кислот широко распределены среди геномов анаэробных и факультативно-анаэробных микроорганизмов. Однако субстратная специфичность экспериментально определена лишь для небольшого количества этих белков. В ходе данной работы мы наработали в клетках Escherichia coli гетеродимерный белок факультативно-анаэробной морской бактерии Vibrio ruber (GenBank SJN56019 и SJN56021; аннотированные как NADPH азоредуктаза и уроканатредуктаза соответственно) путем его копродукции с флавин трансферазой из Vibrio cholerae. Полученный белок (названный Crd) состоит из sjn56021-кодируемой субъединицы CrdB (домены NADH:flavin, FAD binding 2 и FMN bind) и из дополнительной субъединицы CrdA (SJN56019, единственный домен NADH:flavin), которые взаимодействуют посредством своих доменов NADH:flavin (предсказание Alphafold2). Показано, что каждый домен Crd содержит флавиновую простетическую группу (в сумме три FMN и один FAD), одна из FMN-групп присоединяется к CrdB ковалентно за счет активности флавин трансферазы. В анаэробных условиях Crd способен восстанавливать циннамат, п-кумарат, кофеат и ферулат, используя NADH или метилвиологен в качестве доноров электронов. Белок также умеренно активен по отношению к акрилату, но практически не способен к восстановлению фумарата и уроканата. Различные (гидрокси)циннаматы индуцируют синтез Crd в клетках V. ruber как в анаэробных, так и в аэробных условиях выращивания. При старте Crd-катализируемой реакции добавкой NADH наблюдается временной лаг в несколько минут, что указывает на редокс-регуляцию ферментативной активности. Показано, что окисленная форма Crd неактивна, что, по-видимому, предотвращает продукцию ферментом активных форм кислорода в аэробных условиях. Полученные данные позволяют описать Crd как регулируемую NADH-зависимую циннамат редуктазу, по-видимому, защищающую V. ruber от токсического действия (гидрокси)циннаматов.

Об авторах

Ю. В Берцова

НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

119234 Москва, Россия

М. В Серебрякова

НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

119234 Москва, Россия

В. А Анашкин

НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

119234 Москва, Россия

А. А Байков

НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

119234 Москва, Россия

А. В Богачев

НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского, Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: bogachev@belozersky.msu.ru
119234 Москва, Россия

Список литературы

  1. Tischer, W., Bader, J., and Simon, H. (1979) Purification and some properties of a hitherto-unknown enzyme reducing the carbon-carbon double bond of α,β-unsaturated carboxylate anions, Eur. J. Biochem., 97, 103-112, https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.
  2. Besteiro, S., Biran, M., Biteau, N., Coustou, V., Baltz, T., Canioni, P., and Bringaud, F. (2002) Succinate secreted by Trypanosoma brucei is produced by a novel and unique glycosomal enzyme, NADH-dependent fumarate reductase, J. Biol. Chem., 277, 38001-38012, https://doi.org/10.1074/jbc.M201759200.
  3. Bertsova, Y. V., Oleynikov, I. P., and Bogachev, A. V. (2020) A new water-soluble bacterial NADH: fumarate oxidoreductase, FEMS Microbiol. Lett., 367, fnaa175, https://doi.org/10.1093/femsle/fnaa175.
  4. Bertsova, Y. V., Serebryakova, M. V., Baykov, A. A., and Bogachev, A. V. (2022) A novel, NADH-dependent acrylate reductase in Vibrio harveyi, Appl. Environ. Microbiol., 88, e0051922, https://doi.org/10.1128/aem.00519-22.
  5. Bertsova, Y. V., Kostyrko, V. A., Baykov, A. A., and Bogachev, A. V. (2014) Localization-controlled specificity of FAD:threonine flavin transferases in Klebsiella pneumoniae and its implications for the mechanism of Na+-translocating NADH:quinone oxidoreductase, Biochim. Biophys. Acta, 1837, 1122-1129, https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2013.12.006.
  6. Serebryakova, M. V., Bertsova, Y. V., Sokolov, S. S., Kolesnikov, A. A., Baykov, A. A., and Bogachev, A. V. (2018) Catalytically important flavin linked through a phosphoester bond in a eukaryotic fumarate reductase, Biochimie, 149, 34-40, https://doi.org/10.1016/j.biochi.2018.03.013.
  7. Rohdich, F., Wiese, A., Feicht, R., Simon, H., and Bacher, A. (2001) Enoate reductases of Clostridia. Cloning, sequencing, and expression, J. Biol. Chem., 276, 5779-5787, https://doi.org/10.1074/jbc.M008656200.
  8. Kuno, S., Bacher, A., and Simon, H. (1985) Structure of enoate reductase from a Clostridium tyrobutyricum (C. spec. La1), Biol. Chem. Hoppe Seyler, 366, 463-472, https://doi.org/10.1515/bchm3.1985.366.1.463.
  9. Caldeira, J., Feicht, R., White, H., Teixeira, M., Moura, J. J., Simon, H., and Moura, I. (1996) EPR and Mössbauer spectroscopic studies on enoate reductase, J. Biol. Chem., 271, 18743-18748, https://doi.org/10.1074/jbc.271.31.18743.
  10. Giesel, H., and Simon, H. (1983) On the occurrence of enoate reductase and 2-oxo-carboxylate reductase in clostridia and some observations on the amino acid fermentation by Peptostreptococcus anaerobius, Arch. Microbiol., 135, 51-57, https://doi.org/10.1007/BF00419482.
  11. Mordaka, P. M., Hall, S. J., Minton, N., and Stephens, G. (2018) Recombinant expression and characterisation of the oxygen-sensitive 2-enoate reductase from Clostridium sporogenes, Microbiology (Reading), 164, 122-132, https://doi.org/10.1099/mic.0.000568.
  12. Shieh, W. Y., Chen, Y. W., Chaw, S. M., and Chiu, H. H. (2003) Vibrio ruber sp. nov., a red, facultatively anaerobic, marine bacterium isolated from sea water, Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 53, 479-484, https://doi.org/10.1099/ijs.0.02307-0.
  13. Bogachev, A. V., Bertsova, Y. V., Bloch, D. A., and Verkhovsky, M. I. (2012) Urocanate reductase: Identification of a novel anaerobic respiratory pathway in Shewanella oneidensis MR-1, Mol. Microbiol., 86, 1452-1463, https://doi.org/10.1111/mmi.12067.
  14. Light, S. H., Méheust, R., Ferrell, J. L., Cho, J., Deng, D., Agostoni, M., Iavarone, A. T., Banfield, J. F., D’Orazio, S. E. F., and Portnoy, D. A. (2019) Extracellular electron transfer powers flavinylated extracellular reductases in Gram-positive bacteria, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 116, 26892-26899, https://doi.org/10.1073/pnas.1915678116.
  15. Bogachev, A. V., Baykov, A. A., and Bertsova, Y. V. (2018) Flavin transferase: the maturation factor of flavin-containing oxidoreductases, Biochem. Soc. Trans., 46, 1161-1169, https://doi.org/10.1042/BST20180524.
  16. Koike, H., Sasaki, H., Kobori, T., Zenno, S., Saigo, K., Murphy, M. E., Adman, E. T., and Tanokura, M. (1998) 1.8 Å crystal structure of the major NAD(P)H:FMN oxidoreductase of a bioluminescent bacterium, Vibrio fischeri: overall structure, cofactor and substrate-analog binding, and comparison with related flavoproteins, J. Mol. Biol., 280, 259-273, https://doi.org/10.1006/jmbi.1998.1871.
  17. Bertsova, Y. V., Kulik, L. V., Mamedov, M. D., Baykov, A. A., and Bogachev, A. V. (2019) Flavodoxin with an air-stable flavin semiquinone in a green sulfur bacterium, Photosynth. Res., 142, 127-136, https://doi.org/10.1007/s11120-019-00658-1.
  18. Bertsova, Y. V., Fadeeva, M. S., Kostyrko, V. A., Serebryakova, M. V., Baykov, A. A., and Bogachev, A. V. (2013) Alternative pyrimidine biosynthesis protein ApbE is a flavin transferase catalyzing covalent attachment of FMN to a threonine residue in bacterial flavoproteins, J. Biol. Chem., 288, 14276-14286, https://doi.org/10.1074/jbc.M113.455402.
  19. Laemmli, U. K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4, Nature, 227, 680-685, https://doi.org/10.1038/227680a0.
  20. Ells, A. H. (1959) A colorimetric method for the assay of soluble succinic dehydogenase and pyridinenucleotide-linked dehydrogenases, Arch. Biochem. Biophys., 85, 561-562, https://doi.org/10.1016/0003-9861(59)90527-2.
  21. Jumper, J., Evans, R., Pritzel, A., Green, T., Figurnov, M., Ronneberger, O., Tunyasuvunakool, K., Bates, R., Žídek, A., Potapenko, A., Bridgland, A., Meyer, C., Kohl, S. A. A., Ballard, A. J., Cowie, A., Romera-Paredes, B., Nikolov, S., Jain, R., Adler, J., Back, T., Petersen, S., Reiman, D., Clancy, E., Zielinski, M., Steinegger, M., Pacholska, M., Berghammer, T., Bodenstein, S., Silver, D., Vinyals, O., Senior, A. W., Kavukcuoglu, K., Kohli, P., and Hassabis, D. (2021) Highly accurate protein structure prediction with AlphaFold, Nature, 596, 583-589, https://doi.org/10.1038/s41586-021-03819-2.
  22. Mirdita, M., Schütze, K., Moriwaki, Y., Heo, L., Ovchinnikov, S., and Steinegger, M. (2022) ColabFold: making protein folding accessible to all, Nat. Meth., 19, 679-682, https://doi.org/10.1038/s41592-022-01488-1.
  23. Trott, O., and Olson, A. J. (2010) AutoDock Vina: improving the speed and accuracy of docking with a new scoring function, efficient optimization, and multithreading, J. Comput. Chem., 31, 455-461, https://doi.org/10.1002/jcc.21334.
  24. Case, D.A., Aktulga, H. M., Belfon, K., Ben-Shalom, I. Y., Berryman, J. T., Brozell, S. R., et al. (2022) Amber 2022, University of California, San Francisco.
  25. Bolanos-Garcia, V. M., and Davies, O. R. (2006) Structural analysis and classification of native proteins from E. coli commonly co-purified by immobilised metal affinity chromatography, Biochim. Biophys. Acta, 1760, 1304-1313, https://doi.org/10.1016/j.bbagen.2006.03.027.
  26. Bertsova, Y. V., Serebryakova, M. V., Baykov, A. A., and Bogachev, A. V. (2021) The flavin transferase ApbE flavinylates the ferredoxin:NAD+-oxidoreductase Rnf required for N2 fixation in Azotobacter vinelandii, FEMS Microbiol. Lett., 368, fnab130, https://doi.org/10.1093/femsle/fnab130.
  27. Hertzberger, R., Arents, J., Dekker, H. L., Pridmore, R. D., Gysler, C., Kleerebezem, M., and de Mattos, M. J. (2014) H2O2 production in species of the Lactobacillus acidophilus group: a central role for a novel NADH-dependent flavin reductase, Appl. Environ. Microbiol., 80, 2229-2239, https://doi.org/10.1128/AEM.04272213.
  28. Kim, S., Kim, C. M., Son, Y. J., Choi, J. Y., Siegenthaler, R. K., Lee, Y., Jang, T. H., Song, J., Kang, H., Kaiser, C. A., and Park, H. H. (2018) Molecular basis of maintaining an oxidizing environment under anaerobiosis by soluble fumarate reductase, Nat. Commun., 9, 4867, https://doi.org/10.1038/s41467-018-07285-9.
  29. Agarwal, R., Bonanno, J. B., Burley, S. K., and Swaminathan, S. (2006) Structure determination of an FMN reductase from Pseudomonas aeruginosa PA01 using sulfur anomalous signal, Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr., 62, 383-391, https://doi.org/10.1107/S0907444906001600.
  30. Borshchevskiy, V., Round, E., Bertsova, Y., Polovinkin, V., Gushchin, I., Ishchenko, A., Kovalev, K., Mishin, A., Kachalova, G., Popov, A., Bogachev, A., and Gordeliy, V. (2015) Structural and functional investigation of flavin binding center of the NqrC subunit of sodium-translocating NADH:quinone oxidoreductase from Vibrio harveyi, PLoS One, 10, e0118548, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0118548.
  31. Venskutonytė, R., Koh, A., Stenström, O., Khan, M. T., Lundqvist, A., Akke, M., Bäckhed, F., and Lindkvist-Petersson, K. (2021) Structural characterization of the microbial enzyme urocanate reductase mediating imidazole propionate production, Nat. Commun., 12, 1347, https://doi.org/10.1038/s41467-021-21548-y.
  32. Coustou, V., Besteiro, S., Rivière, L., Biran, M., Biteau, N., Franconi, J. M., Boshart, M., Baltz, T., and Bringaud, F. (2005) A mitochondrial NADH-dependent fumarate reductase involved in the production of succinate excreted by procyclic Trypanosoma brucei, J. Biol. Chem., 280, 16559-16570, https://doi.org/10.1074/jbc.M500343200.
  33. Wargnies, M., Plazolles, N., Schenk, R., Villafraz, O., Dupuy, J.W., Biran, M., Bachmaier, S., Baudouin, H., Clayton, C., Boshart, M., and Bringaud, F. (2021) Metabolic selection of a homologous recombination-mediated gene loss protects Trypanosoma brucei from ROS production by glycosomal fumarate reductase, J. Biol. Chem., 296, 100548, https://doi.org/10.1016/j.jbc.2021.100548.
  34. Page, C. C., Moser, C. C., Chen, X., and Dutton, P. L. (1999) Natural engineering principles of electron tunnelling in biological oxidation-reduction, Nature, 402, 47-52, https://doi.org/10.1038/46972.
  35. Sogin, E. M., Michellod, D., Gruber-Vodicka, H. R., Bourceau, P., Geier, B., Meier, D. V., Seidel, M., Ahmerkamp, S., Schorn, S., D’Angelo, G., Procaccini, G., Dubilier, N., and Liebeke, M. (2022) Sugars dominate the seagrass rhizosphere, Nat. Ecol. Evol., 6, 866-877, https://doi.org/10.1038/s41559-022-01740-z.
  36. Bertsch, J., Parthasarathy, A., Buckel, W., and Müller, V. (2013) An electron-bifurcating caffeyl-CoA reductase, J. Biol. Chem., 288, 11304-11311, https://doi.org/10.1074/jbc.M112.444919.
  37. Martone, P. T., Estevez, J. M., Lu, F., Ruel, K., Denny, M. W., Somerville, C., and Ralph, J. (2009) Discovery of lignin in seaweed reveals convergent evolution of cell-wall architecture, Curr. Biol., 19, 169-175, https://doi.org/10.1016/j.cub.2008.12.031.
  38. Fernando, I. P., Kim, M., Son, K. T., Jeong, Y., and Jeon, Y. J. (2016) Antioxidant activity of marine algal polyphenolic compounds: a mechanistic approach, J. Med. Food, 19, 615-628, https://doi.org/10.1089/jmf.2016.3706.
  39. Rameshkumar, N., and Nair, S. (2009) Isolation and molecular characterization of genetically diverse antagonistic, diazotrophic red-pigmented vibrios from different mangrove rhizospheres, FEMS Microbiol. Ecol., 67, 455-467, https://doi.org/10.1111/j.1574-6941.2008.00638.x.
  40. Smith, E. A., and Macfarlane, G. T. (1996) Enumeration of human colonic bacteria producing phenolic and indolic compounds: effects of pH, carbohydrate availability and retention time on dissimilatory aromatic amino acid metabolism, J. Appl. Bacteriol., 81, 288-302, https://doi.org/10.1111/j.1365-2672.1996.tb04331.x.
  41. Knaus, T., Toogood, H. S., and Scrutton, N. S. (2016) Ene-Reductases and Their Applications. Green Biocatalysis, John Wiley and Sons, Inc., pp. 473-488.
  42. Sievers, F., and Higgins, D. G. (2018) Clustal Omega for making accurate alignments of many protein sequences, Protein Sci., 27, 135-145, https://doi.org/10.1002/pro.3290.

© Российская академия наук, 2024

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах