Создание системы гетерологичной экспрессии и оптимизация способа наработки β-субъединицы холерного токсина в клетках E. coli

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Холера является опасным инфекционным заболеванием, вероятность заражения которым резко возрастает в условиях ограниченного доступа к чистой питьевой воде. Эффективным способом предотвращения холеры является применение вакцин. Одним из их компонентов может служить белок CtxB - β-субъединица холерного токсина. В настоящей работе мы создали генетическую систему для наработки рекомбинантного CtxB в клетках Escherichia coli и подобрали условия для синтеза и очистки целевого продукта на уровне лабораторной культуры. Установлено, что наиболее простым и эффективным способом выделения рекомбинантного белка является выращивание культуры E. coli на синтетической среде М9 с глицерином с последующей очисткой CtxB из среды культивирования методом металл-хелатной хроматографии. После 48-часовой индукции концентрация целевого продукта в среде может достигать значений 50 мг/литр, при этом белок сохраняет свою пентамерную структуру, что позволяет рассматривать созданную систему как перспективный инструмент промышленного синтеза рекомбинантного CtxB в медицинских и исследовательских целях.

Об авторах

Х. Х Жамгочян

ФИЦ Биотехнологии РАН, Институт биохимии им. А.Н. Баха

119071 Москва, Россия

М. В Замахаев

ФИЦ Биотехнологии РАН, Институт биохимии им. А.Н. Баха

119071 Москва, Россия

Н. Н Случанко

ФИЦ Биотехнологии РАН, Институт биохимии им. А.Н. Баха

119071 Москва, Россия

А. В Гончаренко

ФИЦ Биотехнологии РАН, Институт биохимии им. А.Н. Баха

Email: pylaevanna@gmail.com
119071 Москва, Россия

М. С Шумков

ФИЦ Биотехнологии РАН, Институт биохимии им. А.Н. Баха

119071 Москва, Россия

Список литературы

  1. Almagro-Moreno, S., and Taylor, R. K. (2013) Cholera: environmental reservoirs and impact on disease transmission, Microbiol. Spectr., 1, doi: 10.1128/microbiolspec.OH-0003-2012.
  2. Hu, D., Liu, B., Feng, L., Ding, P., Guo, X., Wang, M., Cao, B., Reeves, P. R., and Wang, L. (2016) Origins of the current seventh cholera pandemic, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 113, E7730-E7739, doi: 10.1073/pnas.1608732113.
  3. WHO. TheWeekly Epidemiological Record (2021) URL: www.who.int/publications/journals/weeklyepidemiological-record (дата обращения: 18.08.2023).
  4. Всемирная организация здравоохранения (11 февраля 2023 г.). Новости о вспышках болезней. Холера - ситуация в мире, URL: www.who.int/ru/emergencies/disease-outbreak-news/item/2023-DON437 (дата обращения: 18.08.2023).
  5. Clemens, J., Shin, S., Sur, D., Nair, G. B., and Holmgren, J. (2011) New-generation vaccines against cholera, Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol., 8, 701-710. doi: 10.1038/nrgastro.2011.174.
  6. Hui Xian, T., Parasuraman, S., Ravichandran, M., and Prabhakaran, G. (2022) Dual-use vaccine for diarrhoeal diseases: cross-protective immunogenicity of a cold-chain-free, live-attenuated, oral cholera vaccine against enterotoxigenic Escherichia coli (ETEC) challenge in BALB/c mice, Vaccines, 10, 2161, doi: 10.3390/vaccines10122161.
  7. WHO. Cholera vaccine, URL: www.who.int/teams/immunization-vaccines-and-biologicals/diseases/cholera (дата обращения: 18.08.2023).
  8. Ravichandran, M., Tew, H. X., Prabhakaran, G., Parasuraman, S., and Norazmi, M. N. (2022) Live, genetically attenuated, cold-chain-free cholera vaccine - a research and development journey: light at the end of a long tunnel, Malays. J. Med. Sci., 29, 1-7, doi: 10.21315/mjms2022.29.2.1.
  9. Sumarokov, A. A., Ivanov, N. R., Dzhaparidze, M. N., Rystsova, E. A., Reznikov, Iu. B., et al. (1991) The characteristics of the reactogenicity and immunological activity of a new cholera bivalent chemical vaccine based on the results of controlled trials, Zhurn. Mikrobiol. Epidemiol. Immunobiol., 7, 55-58.
  10. Sumarokov, A. A., Dzhaparidze, M. N., Eliseev, Iu. Iu., Nikitina, G. P., Poliakov, K. A., et al. (1993) The determination of the optimal inoculation dose of an oral cholera bivalent chemical vaccine in a controlled trial of the vaccination of children and adolescents, Zhurn. Mikrobiol. Epidemiol. Immunobiol., 5, 55-60.
  11. Вакцина холерная бивалентная химическая, инструкция по применению, URL: www.vidal.ru/drugs/cholera_bivalent_chemical_vaccine__42897 (дата обращения: 18.08.2023).
  12. Zhang, R. G., Westbrook, M. L., Westbrook, E. M., Scott, D. L., and Otwinowski, Z. (1995) The 2.4 A crystal structure of cholera toxin B subunit pentamer: choleragenoid, J. Mol. Biol., 251, 550-562, doi: 10.1006/jmbi.1995.0455.
  13. Korotkov, K. V., Sandkvist, M., and Hol, W. G. (2012) The type II secretion system: biogenesis, molecular architecture and mechanism, Nat. Rev. Microbiol., 10, 336-351, doi: 10.1038/nrmicro2762.
  14. Overbye, L. J., Sandkvist, M., and Bagdasarian, M. (1993) Genes required for extracellular secretion of enterotoxin are clustered in Vibrio cholerae, Gene, 132, 101-106, doi: 10.1016/0378-1119(93)90520-D.
  15. Wernick, N. L., Chinnapen, D. J., Cho, J. A., and Lencer, W. I. (2010) Cholera toxin: an intracellular journey into the cytosol by way of the endoplasmic reticulum, Toxins (Basel), 2, 310-325, doi: 10.3390/toxins2030310.
  16. Baldauf, K. J., Royal, J. M., Hamorsky, K. T., and Matoba, N. (2015) Cholera toxin B: one subunit with many pharmaceutical applications., Toxins (Basel), 7, 974-996, doi: 10.3390/toxins7030974.
  17. Jelinek, T., and Kollaritsch, H. (2008) Vaccination with Dukoral against travelers' diarrhea (ETEC) and cholera, Expert Rev. Vaccines, 7, 561-567, doi: 10.1586/14760584.7.5.561.
  18. Lebens, M., Johansson, S., Osek, J., Lindblad, M., and Holmgren, J. (1993) Large-scale production of Vibrio cholerae toxin B subunit for use in oral vaccines, Biotechnology, 11, 1574-1578, doi: 10.1038/nbt1293-1574.
  19. Rhie, G. E., Jung, H. M., Park, J., Kim, B. S., and Mekalanos, J. J. (2008) Construction of cholera toxin B subunit-producing Vibrio cholerae strains using the Mariner-FRT transposon delivery system, FEMS Immunol. Med. Microbiol., 52, 23-28, doi: 10.1111/j.1574-695X.2007.00346.x.
  20. Slos, P., Dutot, P., Reymund, J., Kleinpeter, P., and Prozzi, D. (1998) Production of cholera toxin B subunit in Lactobacillus, FEMS Microbiol. Lett., 169, 29-36, doi: 10.1111/j.1574-6968.1998.tb13295.x.
  21. Goto, N., Maeyama, J., Yasuda, Y., Isaka, M., and Matano, K. (2000) Safety evaluation of recombinant cholera toxin B subunit produced by Bacillus brevis as a mucosal adjuvant, Vaccine, 18, 2164-2171, doi: 10.1016/s0264-410x(99)00337-0.
  22. Zeighami, H., Sattari, M., and Rezayat, M. (2010) Cloning and expression of a cholera toxin beta subunit in Escherichia coli, Ann. Microbiol., 60, 451-454, doi: 10.1007/s13213-010-0062-z.
  23. Dakterzada, F., Mobarez, A. M., Roudkenar, M. H., and Forouzandeh, M. (2012) Production of pentameric cholera toxin B subunit in Escherichia coli, Avicenna J. Med. Biotechnol., 4, 89-94.
  24. Slos, P., Speck, D., Accart, N., Kolbe, H. V., and Schubnel, D. (1994) Recombinant cholera toxin B subunit in Escherichia coli: high-level secretion, purification, and characterization, Protein Expr. Purif., 5, 518-526, doi: 10.1006/prep.1994.1071.
  25. Matoba, N. (2015) N-glycosylation of CHOLERA toxin B subunit: serendipity for novel plant-made vaccines? Front Plant Sci., 6, 1132, doi: 10.3389/fpls.2015.01132.
  26. Hamorsky, K. T., Kouokam, J. C., Bennett, L. J., Baldauf, K. J., and Kajiura, H. (2013) Rapid and scalable plant-based production of a cholera toxin B subunit variant to aid in mass vaccination against cholera outbreaks, PLoS Negl. Trop. Dis., 7, e2046, doi: 10.1371/journal.pntd.0002046.
  27. Mudrak, B., and Kuehn, M. J. (2010) Specificity of the type II secretion systems of enterotoxigenic Escherichia coli and Vibrio cholerae for heat-labile enterotoxin and cholera toxin, J. Bacteriol., 192, 1902-1911, doi: 10.1128/JB.01542-09.
  28. Strain - DH5α. The Coli Genetic Stock Center (CGSC). Yale University, URL: https://cgsc.biology.yale.edu/Strain.php?ID=150015 (дата обращения: 18.08.2023).
  29. Karpov, D. S., Goncharenko, A. V., Usachev, E. V., Vasina, D. V., Divisenko, E. V., Chalenko, Y. M., Pochtovyi, A. A., Ovchinnikov, R. S., Makarov, V. V., Yudin, S. M., Tkachuk, A. P., and Gushchin, V. A. (2021) A strategy for the rapid development of a safe Vibrio cholerae candidate vaccine strain, Int. J. Mol. Sci., 22, 11657, doi: 10.3390/ijms222111657.
  30. Quan, S., Hiniker, A., Collet, J. F., and Bardwell, J. C. (2013) Isolation of bacteria envelope proteins, Methods Mol. Biol., 966, 359-366, doi: 10.1007/978-1-62703-245-2_22.
  31. Laemmli, U. K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4, Nature, 227, 680-685, doi: 10.1038/227680a0.
  32. Brunelle, J. L., and Green, R. (2014) One-dimensional SDS-polyacrylamide gel electrophoresis (1D SDS-PAGE), Methods Enzymol., 541, 151-159, doi: 10.1016/B978-0-12-420119-4.00012-4.
  33. GelAnalyzer 19.1, URL: www.gelanalyzer.com (дата обращения: 18.08.2023).
  34. Hamorsky, K., and Matoba, N. (2016) Facile method for the production of recombinant cholera toxin B subunit in E. coli, Methods Mol. Biol., 1404, 511-518, doi: 10.1007/978-1-4939-3389-1_33.
  35. Naha, A., Mandal, R. S., Samanta, P., Saha, R. N., and Shaw, S. (2020) Deciphering the possible role of ctxB7 allele on higher production of cholera toxin by Haitian variant Vibrio cholerae O1, PLoS Negl. Trop. Dis., 14, e0008128, doi: 10.1371/journal.pntd.0008128.
  36. Wang, Y. (2002) The function of OmpA in Escherichia coli, Biochem. Biophys. Res. Commun., 292, 396-401, doi: 10.1006/bbrc.2002.6657.
  37. Keen, N. T., and Tamaki, S. (1986) Structure of two pectate lyase genes from Erwinia chrysanthemi EC16 and their high-level expression in Escherichia coli, J. Bacteriol., 168, 595-606, doi: 10.1128/jb.168.2.595-606.1986.
  38. Lei, S. P., Lin, H. C., Wang, S. S., Callaway, J., and Wilcox, G. (1987) Characterization of the Erwinia carotovora pelB gene and its product pectate lyase, J. Bacteriol., 169, 4379-4383, doi: 10.1128/jb.169.9.4379-4383.1987.
  39. Ruppert, A., Arnold, N., and Hobom, G. (1994) OmpA-FMDV VP1 fusion proteins: production, cell surface exposure and immune responses to the major antigenic domain of foot-and-mouth disease virus, Vaccine, 12, 492-498, doi: 10.1016/0264-410x(94)90305-0.
  40. Low, K. O., Mahadi M. N., and Illias R. M. (2013) Optimisation of signal peptide for recombinant protein secretion in bacterial hosts, Appl. Microbiol. Biotechnol., 97, 3811-3826, doi: 10.1007/s00253-013-4831-z.
  41. Zhou, Y., Lu, Z., Wang, X., Selvaraj, J. N., and Zhang, G. (2018) Genetic engineering modification and fermentation optimization for extracellular production of recombinant proteins using Escherichia coli, Appl. Microbiol. Biotechnol., 102, 1545-1556, doi: 10.1007/s00253-017-8700-z.
  42. Lee, J. H., Choi, S. Y., Jeon, Y. S., Lee, H. R., and Kim, E. J. (2009) Classification of hybrid and altered Vibrio cholerae strains by CTX prophage and RS1 element structure, J. Microbiol., 47, 783-788, doi: 10.1007/s12275-009-0292-6.
  43. Dertzbaugh, M. T., and Cox, L. M. (1998) The affinity of cholera toxin for Ni2+ ion, Protein Eng., 11, 577-581, doi: 10.1093/protein/11.7.577.
  44. Zhu, P., Stanisheuski, S., Franklin, R., Vogel, A., Vesely, C. H., Reardon, P., Sluchanko, N. N., Beckman, J. S., Karplus, P. A., Mehl, R. A., and Cooley, R. B. (2023) Autonomous synthesis of functional, permanently phosphorylated proteins for defining the interactome of monomeric 14-3-3ζ, ACS Cent Sci., 9, 816-835, doi: 10.1021/acscentsci.3c00191.
  45. Shatov, V. M., Muranova, L. K., Zamotina, M. A., Sluchanko, N. N., and Gusev, N. B. (2023) α-Crystallin domains of five human small heat shock proteins (sHsps) differ in dimer stabilities and ability to incorporate themselves into oligomers of full-length sHsps, Int. J. Mol. Sci., 24, 1085, doi: 10.3390/ijms24021085.
  46. Slonimskiy, Y. B., Zupnik, A. O., Varfolomeeva, L. A., Boyko, K. M., Maksimov, E. G., and Sluchanko, N. N. (2022) A primordial orange carotenoid protein: structure, photoswitching activity and evolutionary aspects, Int. J. Biol. Macromol., 222, 167-180, doi: 10.1016/j.ijbiomac.2022.09.131.
  47. Янишевский Н. В., Гинцбург А. Л., Вертиев Ю. В., Демме Ю. М., Каратаев Г. И. (1987) Конструирование рекомбинантных плазмид, кодирующих биосинтез β-субъединицы холерного токсина, Мол. Генет., 4.
  48. Смирнова Н. И., Чеховская Г. В., Ливанова Л. Ф., Кобкова И. М. (2004) Штамм бактерий Escherichia coli КМ 147 - продуцент β-субъединицы холерного токсина, Патент на изобретение № 2238975.

© Российская академия наук, 2023

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах