Раннее обнаружение загрязнения микропластиками по изменению фототаксиса пресноводного мезозоопланктона на парную фотостимуляцию

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

В условиях лабораторного эксперимента установлено, что реакции Daphnia magna Straus и Daphnia pulex Leydig, 1860 на фотостимуляцию зависят от интенсивности привлекающего света. Это затрудняет индикацию появления или изменения концентрации поллютанта. Вариабельность поведенческой реакции связана с нелинейным ответом планктонных ансамблей на интенсивность фотостимула. По мере увеличения интенсивности освещения вариабельность фототропной реакции проходила фазы возрастания, снижения и относительной стабилизации. В работе предложена модификация метода фотостимуляции — применение парной фотостимуляции, заключающейся в двух последовательных воздействиях возрастающей интенсивности. Первый стимул стабилизирует поведенческий ответ, а прирост реакции на второй стимул позволяет более точно оценить реактивность планктонного ансамбля. Показана высокая достоверность и повышенная чувствительность данного метода обнаружения контаминации среды микропластиком по сравнению с методом одиночной фотостимуляции или традиционного биотестирования по гибели тест-организмов.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

В. В. Демин

Национальный исследовательский Томский государственный университет

Email: S.morgalev@gmail.com
Россия, Томск

Ю. Н. Моргалев

Центр биотестирования безопасности нанотехнологий и наноматериалов, Национальный исследовательский Томский государственный университет

Email: S.morgalev@gmail.com
Россия, Томск

С. Ю. Моргалев

Центр биотестирования безопасности нанотехнологий и наноматериалов, Национальный исследовательский Томский государственный университет

Email: S.morgalev@gmail.com
Россия, Томск

Т. Г. Моргалева

Центр биотестирования безопасности нанотехнологий и наноматериалов, Национальный исследовательский Томский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: S.morgalev@gmail.com
Россия, Томск

А. Ю. Давыдова

Национальный исследовательский Томский государственный университет

Email: S.morgalev@gmail.com
Россия, Томск

И. Г. Половцев

Национальный исследовательский Томский государственный университет

Email: S.morgalev@gmail.com
Россия, Томск

О. В. Кондратова

Центр биотестирования безопасности нанотехнологий и наноматериалов, Национальный исследовательский Томский государственный университет

Email: S.morgalev@gmail.com
Россия, Томск

А. А. Косякова

Центр биотестирования безопасности нанотехнологий и наноматериалов, Национальный исследовательский Томский государственный университет

Email: S.morgalev@gmail.com
Россия, Томск

А. К. Мостовая

Центр биотестирования безопасности нанотехнологий и наноматериалов, Национальный исследовательский Томский государственный университет

Email: S.morgalev@gmail.com
Россия, Томск

Список литературы

  1. Ильина О.В., Колобов М.Ю., Ильинский В.В. 2021. Пластиковое загрязнение прибрежных поверхностных вод среднего и южного Байкала // Водн. ресурсы. Т. 48(1). С. 42. https://doi.org/10.31857/s0321059621010181
  2. Ержанова А.Е. Гигиеническое нормирование. https://ppt-online.org/123121. Accessed May 03, 2023.
  3. Сапрыкин А., Самойлов П.П. 2021. Микро- и нанопластики в окружающей среде (Аналитика, источники, распределение и проблемы экологии) // Экология. Сер. аналитических обзоров мировой литературы. № 110. С. 1. https://www.spsl.nsc.ru/wp-content/uploads/2022/04/V_110.pdf
  4. Anokhin P.K. 1974. Biology and Neurophysiology of the Conditioned Reflex and Its Role in Adaptive Behavior. Oxford: Pergamon Press. https://archive.org/details/biologyneurophys0000anok
  5. Au S.Y., Bruce T.F., Bridges W.C., Klaine S.J. 2015. Responses of Hyalella azteca to acute and chronic microplastic exposures // Environ. Toxicol. Chem. V. 34. P. 2564. https://doi.org/10.1002/etc.3093
  6. Bai Z., Wang N., Wang M. 2021. Effects of microplastics on marine copepods // Ecotoxicol. Environ. Saf. V. 217. P. 112243. https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2021.112243
  7. Bedrossiantz J., Martínez-Jerónimo F., Bellot M. et al. 2020. A high-throughput assay for screening environmental pollutants and drugs impairing predator avoidance in Daphnia magna // Sci. Total Environ. V. 740. P. 14004520. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2020.140045
  8. Besseling E., Wang B., Lurling M., Koelmans A.A. 2014. Nanoplastic affects growth of S. obliquus and reproduction of D. magna // Environ. Sci. Technol. V. 48. P. 12336. https://doi.org/10.1021/es503001d
  9. Bhuvaneshwari M., Sagar B., Doshi S. et al. 2017. Comparative study on toxicity of ZnO and TiO2 nanoparticles on Artemia salina: effect of pre-UV-A and visible light irradiation // Environ. Sci. Pollut. Res. V. 24. P. 5633. https://doi.org/10.1007/s11356-016-8328-z
  10. Browne M.A., Nive S.J., Galloway T.S. et al. 2013. Microplastic moves pollutants and additives to worms, reducing functions linked to health and biodiversity // Curr. Biol. V. 23. P. 2388. https://doi.org/10.1016/j.cub.2013.10.012
  11. Browne M.A., Underwood A.J., Chapman M.G. et al. 2015. Linking effects of anthropogenic debris to ecological impacts // Proc. Biol. Sci. V. 282(1807). P. 20142929. https://dx.doi.org/10.1098/rspb.2014.2929
  12. Colangeli P., Schlägel U.E., Obertegger U. et al. 2019. Negative phototactic response to UVR in three cosmopolitan rotifers: A video analysis approach // Hydrobiologia. V. 844. P. 43. https://doi.org/10.1007/s10750-018-3801-y
  13. Cole M., Lindeque P., Fileman E. et al. 2015. The impact of polystyrene microplastics on feeding, function and fecundity in the marine copepod Calanus helgolandicus // Environ. Sci. Technol. V. 49(2). P. 1130. https://doi.org/10.1021/es504525u
  14. Cózar A., Echevarría F., González-Gordillo J.I. et al. 2014. Plastic debris in the open ocean // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V. 111(28). P. 10244. https://doi.org/10.1073/pnas.1314705111
  15. Dyomin V., Davydova A., Olshukov A., Polovtsev I. 2019а. Hardware means for monitoring research of plankton in the habitat: problems, state of the art, and prospects // OCEANS. Marseille. Marseille. France. P. 1. https://doi.org/10.1109/OCEANSE.2019.8867512
  16. Dyomin V., Gribenyukov A., Davydova A. et al. 2019b. Holography of particles for diagnostic tasks // Applied Optics. V. 58. P. 300. https://doi.org/10.1364/AO.58.00G300
  17. Dyomin V., Davydova A., Morgalev Y. et al. 2020. Planktonic response to light as a pollution indicato // J. Great Lakes Res. V. 46(1). P. 41. https://doi.org/10.1016/j.jglr.2019.10.012
  18. Dyomin V., Morgalev Y., Polovtsev I. et al. 2021. Phototropic response features for different systematic groups of mesoplankton under adverse environmental conditions // Ecol. Evol. V. 11(23). P. 16487. https://doi.org/10.1002/ece3.8072
  19. Frank Y.A., Vorobiev D.S., Kayler O.A. et al. 2021. Evidence for Microplastics Contamination of the Remote Tributary of the Yenisei River, Siberia — The Pilot Study Results // Water. V. 13(23). P. 3248. https://doi.org/.org/10.3390/w13223248
  20. Ivanova E.V., Pozdnyakov Sh.R., Tikhonova D.A. 2021. Analysis of microplastic concentrations in water and bottom sediments as a new aspect of ecological monitoring // IOP Conf. Ser.: Earth Environ. Sci. V. 834. P. 12057. https://doi.org/10.1088/1755-1315/834/1/012057
  21. Jambeck J.R., Geyer R., Wilcox C. et al. 2015. Plastic waste inputs from land into the ocean // Science. V. 347. P. 768. https://dx.doi.org/10.1126/science.1260352
  22. Karami A., Romano N., Galloway T., Hamzah H. 2016. Virgin microplastics cause toxicity and modulate the impacts of phenanthrene on biomarker responses in African catfish (Clarias gariepinus) // Environ Res. V. 151. P. 58. https://doi.org/10.1016/j.envres.2016.07.024
  23. Kim H., Lee J., Hagiwara A. 2018. Phototactic behavior of live food rotifer Brachionus plicatilis species complex and its significance in larviculture: A review // Aquaculture. V. 497. P. 253. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2018.07.070
  24. Lehutso R., Wesley-Smith J., Thwala M. 2021. Aquatic Toxicity Effects and Risk Assessment of ‘Form Specific’ Product-Released Engineered Nanomaterials // Int. J. Mol. Sci. V. 22. P. 12468. https://doi.org/10.3390/ijms22221246
  25. Lisina A.A., Platonov M.M., Lomakov O.L. et al. 2021. Microplastic Abundance in Volga River: Results of a Pilot Study in Summer 2020 // Geography, Environment, Sustainability. V. 14(3). P. 82. https://doi.org/10.24057/2071-9388-2021-041
  26. Li W.C., Tse H.F., Fok L. 2016. Plastic waste in the marine environment: A review of sources, occurrence and effects // Sci. Total Environ. V. 566. P. 333. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2016.05.084
  27. Lu Y., Zhang Y., Deng Y. et al. 2016. Uptake and accumulation of polystyrene microplastics in zebrafish (Danio rerio) and toxic effects in liver // Environ. Sci. Technol. V. 50(7). P. 4054. https://doi.org/10.1021/acs.est.6b00183
  28. Maher T., Zaccariello D., Stearns D. 2014. Photobehavioral Responses of Daphnia magna to Selected Light Cues // www.eposters.net/pdfs/photobehavioral-responses-of-daphnia-magna-to-selected-light-cues.pdf. Accessed May 03, 2023.
  29. Mattsson K., Johnson E.V., Malmendal A. et al. 2017. Brain damage and behavioural disorders in fish induced by plastic nanoparticles delivered through the food chain // Sci. Reports. V. 7(1). P. 11452. https://doi.org/10.1038/s41598-017-10813-0
  30. Mimouni P., Luciani A., Clément P. 1993. How females of the rotifer Asplanchna brightwelli swim in darkness and light: An automated tracking study // Hydrobiologia V. 255. P. 101. https://doi.org/10.1007/BF00025827
  31. Moeller H.V., Laufkötter C., Sweeney E.M., Johnson M.D. 2019. Light-dependent grazing can drive formation and deepening of deep chlorophyll maxima // Nat. Commun. V. 10. P. 1978. https://doi.org/10.1038/s41467-019-09591-2
  32. Morgalev Yu., Dyomin V., Morgalev S. et al. 2022. Environmental Contamination with Micro- and Nanoplastics Changes the Phototaxis of Euryhaline Zooplankton to Paired Photostimulation // Water. V. 14. P. 3918. https://doi.org/10.3390/w14233918
  33. Morgalev Yu.N., Morgaleva T.G. 2007. Species and individual features of hemodynamic reactions in hypobarical hypoxia // Tomsk State University J. V. 300(2). P. 186.
  34. Nava V., Chandra S., Aherne J. et al. 2023. Plastic debris in lakes and reservoirs // Nature. V. 619. P. 317. https://doi.org/.org/10.1038/s41586-023-06168-4
  35. Ogonowski M., Schür C., Jarse´n Å., Gorokhova E. 2016. The effects of natural and anthropogenic microparticles on individual fitness in Daphnia magna // PLoS One. V. 11(5). P. e0155063. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0155063
  36. Overholt E.P., Rose K.C., Williamson C.E. et al. 2016. Behavioral responses of freshwater calanoid copepods to the presence of ultraviolet radiation: Avoidance and attraction // J. Plankton Res. V. 38. P. 16. https://doi.org/10.1093/plankt/fbv113
  37. Pedrotti M.L., Lombard F., Baudena A. et al. 2022. An integrative assessment of the plastic debris load in the Mediterranean Sea // Sci. Total Еnviron. V. 838. P. 155958. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2022.155958
  38. Phuong N.N., Zalouk-Vergnoux A., Poirier L. et al. 2016. Is there any consistency between the microplastics found in the field and those used in laboratory experiments? // Environ. Pollut. V. 211. P. 111. https://doi.org/10.1016/j.envpol.2015.12.035
  39. Rehse S., Kloas W., Zarfl C. 2016. Short-term exposure with high concentrations of pristine microplastic particles leads to immobilisation of Daphnia magna // Chemosphere. V. 153. P. 91. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2016.02.133
  40. Rochman C.M., Hoh E., Kurobe T., Teh S.J. 2013. Ingested plastic transfers hazardous chemicals to fish and induces hepatic stress // Sci. ReP. V. 3. P. 3263. https://doi.org/10.1038/srep0326
  41. Romero-Blanco A., Remón-Elola A., Alonso, Á. 2021. Assessment of the Effects of Environmental Concentrations of Microplastics on the Aquatic Snail Potamopyrgus antipodarum // Water, Air and Soil Pollut. V. 232. P. 438. https://doi.org/10.1007/s11270-021-05379-7
  42. Scherer C., Weber A., Lambert S., Wagner M. 2018. Interactions of microplastics with freshwater biota, in Freshwater microplastics Emerging. Environmental Contaminants? Cham: Springer. P. 153. https://link.springer.com/content/pdf/10.1007/978-3-319-61615-5.pdf
  43. Sha Y., Zhang H., Lee M. et al. 2021. Diel vertical migration of copepods and its environmental drivers in subtropical Bahamian blue holes // Aquat. Ecol. V. 55. P. 1157. https://doi.org/10.1007/s10452-020-09807-4
  44. Simão F.C.P., Martínez-Jerónimo F., Blasco V., Moreno F. et al. 2019. Using a new high-throughput video-tracking platform to assess behavioural changes in Daphnia magna exposed to neuro-active drugs // Sci. Total Environ. V. 662. P. 160. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2019.01.187
  45. Storz U., Paul R. 1998. Phototaxis in water fleas (Daphnia magna) is differently influenced by visible and UV light // J. ComP. Physiol. A. V. 183. P. 709. https://doi.org/10.1007/s003590050293
  46. Svetlichny L., Isinibilir M., Mykitchak T. et al. 2021. Microplastic consumption and physiological response in Acartia clausi and Centropages typicus: Possible roles of feeding mechanisms // Regional Studies in Mar. Sci. V. 43. P.101650. https://doi.org/10.1016/j.rsma.2021.101650
  47. Van Sebille E., Wilcox C., Lebreton L. et al. 2015. A global inventory of small floating plastic debris // Environ. Res. Lett. V. 10. P. 124006. https://dx.doi.org/10.1088/1748-9326/10/12/124006
  48. Vasilopoulou G., Kehayias G., Kletou D. et al. 2021. Microplastics Investigation Using Zooplankton Samples from the Coasts of Cyprus (Eastern Mediterranean) // Water. V. 13. P. 2272. https://doi.org/10.3390/w13162272
  49. Von Moos N., Burkhardt-Holm P., Köhler A. 2012. Uptake and effects of microplastics on cells and tissue of the blue mussel Mytilus edulis L. after an experimental exposure // Environ. Sci. Technol. V. 46(20). P. 11327. https://doi.org/10.1021/es302332w
  50. Wagner M., Lambert S. 2018. Freshwater microplastics: emerging environmental contaminants? // Springer Nature. https://link.springer.com/content/pdf/10.1007/ 978-3-319-61615-5.pdf
  51. Wagner M., Scherer Ch., Alvarez-Muñoz D. et al. 2014. Microplastics in freshwater ecosystems: what we know and what we need to know // Environ. Sci. Europe. V. 26. P. 12. https://doi.org/10.1186/s12302-014-0012-7
  52. Weber A., Scherer C., Brennholt N. et al. 2018. PET microplastics do not negatively affect the survival, development, metabolism and feeding activity of the freshwater invertebrate Gammarus pulex // Environ. Pollut. V. 234. P. 181. https://dx.doi.org/10.1016/j.envpol.2017.11.014
  53. Weiss A., Chambon V., Lee J.K. et al. 2021. Interacting with volatile environments stabilizes hidden-state inference and its brain signatures // Nat. Commun. V. 12. P. 2228. https://doi.org/10.1038/s41467-021-22396-6
  54. Welden N.A., Cowie P.R. 2016. Environment and gut morphology influence microplastic retention in langoustine, Nephrops norvegicus // Environ Pollut. V. 214. P. 859. https://doi.org/10.1016/j.envpol.2016.03.067
  55. Wong B.B., Candolin U. 2015. Behavioral responses to changing environments // BehaV. Ecol. V. 26. P. 665. https://dx.doi.org/10.1093/beheco/aru183
  56. Wright S.L., Thompson R.C., Galloway T.S. 2013. The physical impacts of microplastics on marine organisms: a review // Environ. Pollut. V. 178. P. 483. https://doi.org/10.1016/j.envpol.2013.02.031

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Концентрация и размер микропластика: а — изображение частиц микропластика на снимке под конфокальным микроскопом (№ 1‒15 размер ≤10 px, и № 1‒6 размер >10 px); б — на диаграмме содержание в образцах частиц размером ≤10 пикселей и >10 пикселей

Скачать (151KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Схема пучков, формирующих контролируемый объем для регистрации голограммы (а), фотография столбов света с гидробионтами (б). 1 – DHC, 2 – регистрирующий модуль DHC, 3 – освещающий модуль DHC, 4 – емкость с водой, 5 – контролируемый объем (РО), ограниченный пучками регистрирующего (красный) и аттракторного (зеленый) света, 6 – зеркально-призматическая система формирования рабочего объема, 7 – полупроводниковый лазерный диод (λ = 650 нм), 8 – полупроводниковый лазерный диод (λ = 532 нм), 9 – оптоволоконный мультиплексор, 10 – расширитель луча, 11 – иллюминаторы, 12 – селективный фильтр, 13 – принимающая линза, 14 – CMOS камера.

Скачать (262KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Концентрация рачков (экз./дм³) при ступенчатом непрерывном (а) и ступенчатом прерывистом (б) нарастании интенсивности аттракторного освещения (I, % от максимального).

Скачать (110KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Концентрация рачков (C, экз./дм³) в зависимости от соотношения интенсивности аттракторного освещения (I, % максимальной) при первой (1) и второй (2) ступенях парной фотостимуляции.

Скачать (81KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Зависимость концентрации рачков (С, экз./дм³) и прироста их концентрации (∆С/С₂, п.п.) при парной фотостимуляции от концентрации токсиканта CK₂Cr₂O₇, /3.

Скачать (110KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Динамика показателя ∆С/С₂ рачков Daphnia magna Straus (а) и Daphnia pulex (б) при внесении культивационной воды (1) и CK₂Cr₂O₇, (2) и микропластика (3).

Скачать (159KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Динамика концентрации D. magna (a) и D. pulex (б) в среде, контаминированной микропластиком.

Скачать (154KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах