Участие рецепторов семейства T1R, экспрессирующихся за пределами ротовой полости, в регуляции метаболизма

Полный текст

Восприятие сладкого вкуса моно- и дисахаридов, некоторых аминокислот и искусственных подсластителей вызывает чувство удовольствия и стимулирует эволюционно закрепленный выбор высококалорийной пищи. Избыточное потребление продуктов, содержащих сахара в большой концентрации наряду с уменьшением физической активности и наследственными факторами считается основной причиной глобального распространения ожирения, сахарного диабета 2-го типа (Д2Т), неалкогольной жировой болезни печени, сердечно-сосудистых заболеваний и т. д. [37, 47, 52, 85, 94]. Вкусовое восприятие сладкого осуществляется мембранными рецепторами семейства T1R, которые экспрессируются во вкусовых клетках 2-го типа, расположенных во вкусовых луковицах на языке и в ротовой полости [23]. Полиморфизм генов Tas1r, кодирующих это семейство вкусовых рецепторов, потеря функциональности или отсутствие этих генов коррелируют с пищевыми предпочтениями и особенностями питания различных групп позвоночных [7, 8]. Современные представления о механизмах восприятия сладкого вкуса описаны нами в предыдущей публикации [6]. В предлагаемом обзоре мы рассмотрим функциональную роль так называемых экстраоральных рецепторов семейства T1R, т. е. экспрессированных за пределами ротовой полости. Сведения о вовлеченности T1R в регуляцию метаболизма углеводов начали накапливаться сразу же после их клонирования. Сейчас можно считать доказанным непосредственное участие T1R в стимуляции секреции инсулина островковыми клетками поджелудочной железы, а также всасывания сахаров в кишечнике, выделения инкретинов, роста и развития жировой ткани. У лабораторных мышей удаление или изменение чувствительности этих рецепторов приводит к изменению инсулинорезистентности, толерантности к глюкозе, обмена липидов и другим метаболическим последствиям [1, 3, 72, 73, 76, 77, 80, 81, 95, 104, 105, 134]. Появляется все больше сведений, что и у человека полиморфизм T1R обусловливает не только вкусовое восприятие и пищевые привычки, но и влияет на углеводный и жировой обмен [118, 124]. Поддержание стабильного уровня глюкозы в крови требует согласованности пищевого поведения и энергетического обмена. Можно предположить, что однотипные мембранные хеморецепторы во вкусовой, эндокринной и пищеварительной системах образуют интегрирующий механизм, сопрягающий потребление и метаболизм. Практически доказанным можно считать тезис Kyriazis и соавт. [81], что мембранная T1R-зависимая рецепция у значительной части позвоночных функционирует параллельно и в дополнение к универсальному механизму метаболической детекции глюкозы, для работы которого необходимо поступление глюкозы в клетку с последующим ее расщеплением, приводящим к увеличению концентрации внутриклеточного АТФ. Данный метаболический сенсор включает АТФ-чувствительный K⁺-канал и специализированную изоформу фермента глюкокиназы [27, 55, 59, 130] (см. ниже).

Мембранная рецепция сладких веществ

Всасывание питательных веществ, их внутриклеточное расщепление, запасание в виде гликогена и жиров, и особенно регуляция этих процессов нуждаются в специализированных механизмах рецепции нутриентов. Наличие мембранных рецепторов, непосредственно реагирующих на присутствие в тканевой жидкости веществ со сладким вкусом, предполагалось достаточно давно. На их существование, например, указывало действие низкокалорийных сахарозаменителей, не связанное с метаболическими процессами. В 1970-е годы был выделен хромосомный локус Sac, ассоциированный у инбредных линий мышей с предпочтением сахарина и, как было показано позднее, большинства сладких веществ [9, 12, 44]. На рубеже веков была доказана идентичность этого локуса гену Tas1r3 [11, 83, 110]. В настоящее время считается, что у всех позвоночных животных мембранные рецепторы семейства T1R играют главную роль во вкусовом восприятии сахаров и частично задействованы в рецепции аминокислот [9, 155].

Семейство T1R относится к рецепторам, связанным с G-белками (GPCR), и кодируется генами Tas1r (от taste – вкус). Выявлено не менее пяти белков этого семейства, из которых у высших позвоночных встречаются 3 (T1R1–3). Другое родственное ему семейство рецепторов T2R, кодируемое Tas2r генами отвечает за восприятие вкуса избегаемых веществ, органолептически характеризуемых как горькие. Это семейство более разнообразно и содержит десятки разновидностей рецепторных белков [8, 9, 103, 155].

T1R имеют типичную для GPCR структурно-функциональную организацию. Они в качестве основных блоков включают трансмембранный домен, образованный семью гидрофобными спиральными сегментами, пронизывающими плазматическую мембрану, которые соединены тремя внеклеточными и тремя цитоплазматическими петлями, большой внеклеточный N-концевой домен типа Venus flytrap (VFT, венерина мухоловка), с которым с высоким сродством связываются лиганды рецептора, а также цитоплазматический С-концевой домен, включенный во взаимодействие с G-белками [8, 92, 155]. Функциональным является димер рецепторов T1. Белок T1R3 представляет общую субъединицу гетеродимерных вкусовых рецепторов сахаров и аминокислот [10, 23]. Гетеродимер из субъединиц T1R2 и T1R3 способен распознавать большой набор веществ со сладким вкусом: натуральные сахара, сладкие аминокислоты и спирты, а также искусственные сахарозаменители [110]. Глюкоза, сахароза, синтетический подсластитель сукралоза, аминокислоты связываются с внеклеточным доменом рецептора, при этом субъединица T1R3 имеет большую аффинность к сахарозе, чем T1R2, к глюкозе же, наоборот. Цикламат и сладкий пептид монеллин взаимодействуют с трансмембранным доменом T1R3 [111]. Гетеродимер T1R1/T1R3 обеспечивает восприятие вкуса аминокислот (вкус “умами”), прежде всего глутамата и таких усилителей вкуса, как инозин- и гуанозинмонофосфат, дополняя другие метаботропные рецепторы к глутамату [9, 23]. Выявлены межвидовые различия в чувствительности к аминокислотам. Например, у человека рецептор hT1R1/hT1R3 распознает только глутаминовую и аспарагиновую кислоты, а рецептор мыши mT1R1/mT1R3 – и другие L-аминокислоты: аланин, серин, треонин, глицин, метионин, аргинин [150]. Предполагается, что выполнять сенсорные функции могут и гомодимерные вкусовые рецепторы T1R2/T1R2 или T1R3/T1R3 [28, 30, 74, 165], а также гетеродимеры с кальциевым рецептором CaSR [54]. На существование функциональных гомодимеров указывает разница в уровне экспрессии субъединиц в ряде тканей (см. ниже).

Димер белков T1R связан с гетеротримерным G-белком, состоящим из Gα-субъединицы – гастдуцина, Gα_gust (Gαt3, относится к подсемейству Gαi/o; ген Gnat3), β-субъединицы, G_β1 или G_β3 (ген Gnb1/3), и γ-субъединицы Gγ13 (Gng13) [36, 128, 155]. Помимо α-гастдуцина, который считается специфическим для вкусовой системы, T1R могут быть связаны и с другими α-субъединицами – как представителями семейства Gαi/o, в частности α-трансдуцином, Gαi2, Gαi3, так и других семейств – Gαq/11, Gα12/13 или GαS [60, 89, 128, 155, 164]. Подобное разнообразие, по всей видимости, обеспечивает тонкую настройку взаимодействия с разными внутриклеточными ферментативными каскадами. В клетках вкусовых луковиц T1R связаны с инозитолтрифосфатным сигнальным каскадом, который называют «каноническим» [81] (рис. 1, А).

 

Рис. 1. Схема канонического и неканонических трансдукционных каскадов, активируемых гетеро- и гомодимерами мембранных вкусовых рецепторных белков семейства T1R, связанных с субъединицами G-белка: α (гастдуцином – α_gust и др), β и γ. Взаимодействие вкусовых ферментативных каскадов с глюкокиназа – K_АТФ-зависимым метаболическим детектором глюкозы. Обозначения: AC – аденилатциклаза; Akt – серин/треониновая киназа; DAG – диацилглицерин; ERK1/2 – внеклеточная сигнально-регулируемая киназа 1/2; G6P – глюкозо-6-фосфат; GCK – глюкокиназа; GEF-H1 – фактор обмена гуаниновых нуклеотидов H1; GIP – глюкозозависимый инсулинотропный пептид; GLP-1- глюкагоноподобный пептид 1; GLUT2 – переносчик глюкозы 2; INS – инсулин; IP3 – инозитол-1,4,5-трифосфат; K_ATP – АТФ-чувствительный калиевый канал; mTORC1 – мишень рапамицина млекопитающих субъединица С1; PDE – фосфодиэстераза; PI(4;5)P2 – фосфатидилинозитол-4,5-дифосфат; PI3K – фосфатидилинозитол-3-киназа; PKС, PKD – протеинкиназа C и D; PLCβ2 – фосфолипаза С-β2; Px1 – канал паннексин 1; Raptor – регуляторный белок комплекса mTOR; Rheb – ГТФ-связывающий белок суперсемейства генов Ras; RhoGTPase – серин/треониновая ГТФаза; RSK – рибосомальная S6 киназа; SGLT1 – натрий-глюкозный котранспортер 1; TRPM5 – кальций-зависимый неселективный катионный канал переменного потенциала; TSC1/2 – комплекс туберина с гамартином; tubGTPase – тубулиновая ГТФаза; VDCC – потенциал-зависимый кальциевый канал.

 

Канонический вкусовой внутриклеточный сигнальный каскад активируется при взаимодействии рецептора с агонистом, которое вызывает конформационные изменения молекулы рецептора и приводит к диссоциации Gβγ-димера и активации α-гастдуцина, стимулирующего фосфолипазу С-β2 (PLC-β2), гидролизующую мембранный фосфатидилинозитол-4,5-дифосфат (PI(4,5)P2) с образованием инозитол-1,4,5-трифосфата (IP3) и диацилглицерина (DAG). IP3, активируя рианодиновые рецепторы, способствует высвобождению Ca²⁺ из внутриклеточного депо (эндоплазматического ретикулума). Далее повышение концентрации внутриклеточного кальция стимулирует неселективные катионные каналы транзиторного рецепторного потенциала TRPM5, что сопровождается поступлением Na⁺ в клетку, генерацией потенциала действия и выходом медиатора АТФ из специализированных каналов, сформированных двумя полуканалами белка паннексина 1 [23, 63, 89, 125, 155]. Соединенный с мембраной DAG может повысить сродство протеинкиназ C и D к кальцию, что в энтероэндокринных клетках кишечника приводит к секреции инкретиновых пептидов [126, 140]. T1R рецепторы могут также инициировать деполяризацию вкусовых клеток через цАМФ-зависимую протеинкиназу A (см. рис, 1А) [89, 95, 106, 107, 155]. С другой стороны, Gα_gust может быть задействован в поддержании концентрации цАМФ на низком уровне для улучшения передачи Ca²⁺ сигналов [25, 137, 161]. Так, во вкусовых почках лягушки стимулированный Gα_gust через фосфодиэстеразу гидролиз цАМФ активирует подавляемые цАМФ Ca²⁺ каналы [79]. Если при нокауте Tas1r3 все-таки сохраняется некоторая чувствительность вкусовых клеток к сахарам (так называемая остаточная чувствительность) [154, 155], то удаление гена, кодирующего TRPM5, практически полностью отключает их способность к вкусовому восприятию [131]. Новейшие исследования показывают важную роль еще одного представителя Na⁺-каналов – TRPM4. Его удаление существенно ослабляло, но не полностью исключало реакции на сладкие, умами (вкус аминокислот) и горькие стимулы, совместное же удаление TRPM4 и TRPM5 полностью устраняло все реакции [38]. Интересно, что TRPM4 и TRPM5 принадлежат к семейству, в которое входят терморецепторные молекулы, и сами TRPM4 и TRPM5 демонстрируют зависимость от температуры, что до некоторой степени определяет связь чувствительности вкусовой системы и прежде всего сладкого вкуса с температурой [144].

В β-клетках поджелудочной железы выявляются все компоненты сигнальных каскадов, связанных с T1R [74, 80, 81, 107, 122]. Показано, что нокаут гена, кодирующего TRPM5, нарушает толерантность к глюкозе, а in vitro приводит к снижению амплитуды катионных токов и частоты колебаний внутриклеточного Ca²⁺ в β-клетке в ответ на стимуляцию глюкозой, что тормозит выделение инсулина островками Лангерганса [26]. Опыты in vitro показывают, что T1R-опосредованные реакции β-клетки поджелудочной железы могут осуществляться несколькими сигнальными каскадами (см. рис. 1, Б) в зависимости от типа лиганда (сахарозаменитель или сахар) [74]. В случае активации гастдуцином мембранной аденилатциклазы, синтезируемый цАМФ может действовать на канал TRPM5, за чем следует деполяризация мембраны и открытие Ca²⁺ каналов L-типа, при этом поступление Ca²⁺ внутрь клетки стимулирует выброс гормона инсулина [74]. Участие внеклеточного кальция в секреции инсулина связано с важной проблемой резорбции кости (см. ниже).

Полиморфизм вкусовых рецепторов T1r

Сравнение вкусовых генов в разных таксонах позвоночных позволяет реконструировать эволюционные адаптации к изменению рациона [7], при этом внимание исследователей сосредоточено прежде всего на генах с нарушенной функциональностью, так называемых псевдогенах, накопивших мутации, не позволяющие им правильно функционировать. Нарушения транскрипции одного или нескольких вкусовых генов выявлены в разных группах позвоночных животных [7, 8, 166, 167]. Так, широко известное выпадение вкусовой чувствительности к сладкому у домашних кошек и крупных кошачьих хищников сочетается с псевдогенизацией Tas1r2 [8]. У других облигатных хищников: морских львов, тюленей, усатых и зубатых китов [65], а также пингвинов [166], – инактивированы все три гена Tas1r1–3, а у некоторых видов лягушек гены семейства T1R вообще не выявляются [8]. Удаление генов Tas1r2 и Tas1r3 у мышей ослабляет нейрональные реакции на сладкие вещества, подавляет предпочтение натуральных сахаров и низкокалорийных искусственных сахарозаменителей в тесте краткого доступа. При длительной экспозиции тестируемых веществ нокаут исключает потребление некалорийных сахарозаменителей и снижает потребление низких концентраций натуральных сахаров [28, 49, 104, 165]. Показано, что удаление гена Tas1r2 сказывается на энергетическом обмене в целом. При этом усиливается окисление углеводов и снижается окисление липидов [136]. Диета хищников более чем на 70% состоит из животных тканей и содержит мало углеводов, что хорошо согласуется с отсутствием у них специализированного рецептора глюкозы на основе T1R2 в отличие, например, от всеядных [129]. При голодании хищники сохраняют повышенный уровень глюкозы в крови, а также демонстрируют инсулинорезистентность и другие клинические признаки Д2Т. При этом у хищных отсутствует печеночная глюкокиназа – важный фермент, обеспечивающий конверсию глюкозы в липиды [129].

Специфическую диету большой панды Ailuropoda melanoleuca, состоящую на 99% из побегов бамбука, связывают с выпадением чувствительности к аминокислотам, вызванной псевдогенизацией Tas1r1 [167]. В то же время удаление Tas1r1 у мышей хотя несколько изменяет предпочтение аминокислот, но не исключает его полностью, так как имеются другие пути рецепции, предположительно зависящие от метаботропных рецепторов глутамата mGLUR [9, 23, 91]. Для рыбы белого амура Ctenopharyngodon idella, в течение жизни в процессе роста переходящей от хищничества (питание бентосом и зоопланктоном) к питанию водными растениями, показана ассоциированная с этим эпигенетическая модификация (метилирование) регуляторного участка гена Tas1r1, приводящая к снижению экспрессии Tas1r1 в кишечнике [19]. Важность системы T1R при преимущественном питании сахарами подтверждает пример колибри Archilochus colibris, у которых, как у большинства птиц, утрачен функциональный белок T1R2. Однако чувствительность к сладкому у этих птиц восстановилась за счет мутации T1R1 рецептора, который перестал реагировать на аминокислоты, но приобрел аффинность к сахарам [15].

У грызунов и человека выявлены многочисленные полиморфные изменения генов вкусовых рецепторов, большинство из которых относительно нейтральны, но некоторые вызывают заметные изменения в чувствительности. В исследованиях на мышах анализировались эффекты Sac-полиморфизма гена Tas1r3 на особенности питания и вкусовой чувствительности. Доминантная аллель Sac^b, первоначально обнаруженная у мышей линии C57BL/6, определяет повышенное предпочтение сахарина и других сладких веществ, а также аминокислот. Рецессивная аллель Sac^d, имеющаяся у линий DBA/2, 129P3/J и других ассоциируется с меньшим потреблением сладкого [11, 13, 44, 110]. Сопоставление предпочтения сахарина и выявленных полиморфизмов гена Tas1r3 у 30 линий мышей показало, что известные аллельные варианты гена определяются тремя несинонимичными единичными нуклеотидными заменами (SNP), среди которых замена T179C, приводящая к замещению аминокислоты изолейцина на треонин в положении 60 во внеклеточном N домене белка T1R3, оказывает наибольшее воздействие и является основной причиной различий в чувствительности, связанных с аллелью Sac [120]. В опытах in vitro установлено, что T179C замена влияет на связывание T1R3 с сахарозой, глюкозой и сукралозой, ограничивая конформационные изменения VFT-домена и существенно снижая аффинность рецептора, что приводит к 10-кратному увеличению эффективной дозы сахарозы [111]. Inoue и соавт. [61] исследовали влияние полиморфизма Sac на вкусовые предпочтения и нейрональные ответы у конгенной линии мышей 129P3/J.C57BL/6-Tas1r3, выведенной в серии обратных скрещиваний гибридов F₁ С57BL/6 (B6) × 129P3/J (129) с родительской линией 129. Было показано, что аллельные варианты Tas1r3 оказывают влияние на вкусовые реакции на сахара (сахароза, глюкоза, фруктоза), искусственные сахарозаменители (сахарин, ацесульфам калия, сукралоза), некоторые аминокислоты (D-триптофан, D-фенилаланин, L-пролин).

Широкая экспрессия генов вкусовых рецепторов за пределами вкусовой системы в органах и тканях, участвующих в метаболизме углеводов и липидов, а также в эндокринной системе, предполагает их вовлеченность в регуляцию гомеостаза. В настоящее время известны in vitro и in vivo данные, подтверждающие это предположение. Наши исследования Tas1r3-ген-нокаутной линии мышей, полученной на основе линии C57BL/6 [28], показали, что удаление этого гена у мышей, содержащихся на стандартной сбалансированной диете, помимо нарушения вкусового восприятия сладких веществ и снижения их потребления, приводит к уменьшению толерантности к глюкозе, увеличению массы тела и жирового депо. У сытых животных отмечено усиление инсулинорезистентности, а после 18-часового голодания – нарушение глюконеогенеза и дислипидемии [1, 3, 104].

По сравнению с наследственными факторами, влияющими на вкусовое восприятие сладких веществ, генетическая архитектура висцеральной чувствительности к глюкозе и сахарозаменителям оказывается более сложной. При этом влияние полиморфизма рецепторов сладкого маскируется вариациями фонового генотипа. В частности, потребление сладких веществ гибридами F2, полученными от скрещивания линий мышей C57BL/6 × 129P3/J (носителей разных аллелей Sac), зависело от вариаций Tas1r3 в существенно меньшей степени (10–35%), чем предпочтение (64–96%) [12, 62]. Для оценки влияния полиморфизма Tаs1r3 на вкусовую чувствительность и метаболизм мы применили сравнительно простой подход, основанный на сравнении реакций гибридов F1, полученных от скрещивания мышей линии 129 с линией B6, либо нокаутной по гену Tas1r3 линией B6-Tas1r3KO [2, 4, 105]. Эти гибриды, имея идентичный фоновый генотип, различаются лишь набором локусов Sac: одни несут как доминантную, так и рецессивную аллель, Sac^d и Sac^b (гибриды Sac^d/b), другие – единственную рецессивную аллель Sac^d (Sac^d/0). Для контроля возможных эффектов гаплонедостаточности из-за гемизиготности Tas1r3 также были получены F1 гибриды B6 × B6-Tas1r3KO (Sac^b/0). В тестах вкусовой чувствительности, ТКД и 48-часовом тесте с произвольным выбором из двух растворов было показано, что присутствие доминантной аллели Sac^b предопределяет увеличение предпочтения низких (1–4%) концентраций сахарозы, а также высоких концентраций неметаболизируемых подсластителей – сахарина, сукралозы и ацесульфама K [2, 105]. Не менее важно, что у сытых животных наличие доминантой аллели Sac^b сопряжено с повышенной толерантностью к глюкозе, быстрой утилизацией глицерина, увеличением массы тела. Контроль эффекта гемизиготизации показал, что гаплонедостаточность Sac приводит к снижению постпрандиального уровня инсулина, увеличению массы тела, а также массы окологонадного жира и печени, но не влияет на предпочтение сладкого в ТКД, толерантность к глюкозе и утилизацию глицерина [4, 105]. Можно отметить, что анализ данных, приводимых в ранних работах Reed и соавт. [119, 120], в которых сопоставлялись уровни предпочтения сахарина с выявленными полиморфизмами у 30 линий мышей, а также с морфометрическими показателями у 40 линий мышей, в целом позволяет сделать осторожное заключение, что существует негативная корреляция между предпочтением сахарина и массой жира, а также наличием полиморфизма T179C и массой жира.

В человеческих ортологах генов вкусовой чувствительности TAS1R1–3 также выявлены синонимичные и несинонимичные SNP, равно как установлены гаплотипы, характерные для отдельных популяций, оказывающие значимое влияние на вкусовые предпочтения [42]. Ген TAS1R3 оказался более эволюционно консервативным, а максимальная изменчивость характерна для TAS1R2. При этом наибольшее число замен в TAS1R2 выявлено в африканской популяции [71]. Два SNP в промоторе рецептора TAS1R3 (–1572 rs307355 и –1266 rs35744813) влияют на оценку сладости сахарозы и встречаются в разных регионах земли с разной частотой, объясняя 16% вариации восприятия сахарозы в популяции. При этом сочетанное проявление С-замен, определяющих повышенную реакцию, встречается во всех регионах за исключением Африки, а частота Т-аллели, связанной с ослабленной реакцией, оказалась наименьшей в европейской популяции [46]. Исследование полиморфизмов TAS1R2 у пациентов с Д2Т показало, что определяемая rs35874116 замена Ile191Val снижает ежедневное потребление сахарозы, глюкозы и фруктозы, а также уровень инсулина в крови натощак [41]. Влияние другого SNP TAS1R2 на порог чувствительности к сахарозе зависело от индекса массы тела [31]. Кроме того, выявлена ассоциация полиморфизма TAS1R2 с концентрацией триглицеридов в крови [118], показана связь между rs3935570-полиморфизмом TAS1R2, а также rs1499821-полиморфизмом гена транспортера глюкозы GLUT2 с кариесом зубов [124]. Полиморфизм локуса GNAT3, кодирующего α-гастдуцин, также оказывает воздействие на потребление сладкого у человека [45]. Исследования обнаруженных в человеческой популяции несинонимичных замен в N-терминальном конце T1R1 (A110V and R507Q) и трансмембранном домене T1R3 (F749S и R757C)показали их существенное влияние на связывание рецепторов с глутаматом натрия in vitro [117].

T1r рецепторы энтероэндокринных клеток кишечника и продукция инкретинов

Согласно классической концепции инкретинового эффекта, пероральный прием глюкозы стимулирует больший выброс инсулина, чем внутривенная инфузия, и приводит к большему снижению уровня глюкозы в плазме крови [121]. Этот феномен в значительной степени обусловлен двумя инсулинотропными гормонами, которые стимулируют β-клетки, глюкагоноподобным пептидом-1 (GLP-1) и глюкозозависимым инсулинотропным пептидом (GIP), выделяемыми энтероэндокринными L- и К-клетками кишечника соответственно. Считается, что после приема пищи за счет совместного действия инкретинов секретируется до 50% инсулина [35, 121, 140]. Под действием пищевых углеводов и жиров GLP-1 синтезируется из проглюкагона в присутствии конвертазы, а затем выделяется в кровь [53]. Продукцию GLP-1 в кишечнике также стимулируют дуоденальный GIP и М-холинергические воздействия [96]. До открытия вкусовых рецепторов основная роль в регуляции секреции инкретинов отводилась системе метаболической детекции. Полученные к настоящему времени данные позволяют дополнить этот механизм. Современная концепция T1R-зависимой регуляции предполагает влияние мембранных рецепторов сахаров и аминокислот на компоненты канонического сигнального каскада: α-гастдуцин, PLCβ2, SGLT1, и внутриклеточный Ca²⁺ (рис. 1Б) [86].

В человеческих L-клетках GLP-1 и пептид YY коэкспрессируются с T1R3, α-гастдуцином и TRPM5 [64, 72, 76, 77, 126, 139]. У Tas1r3-нокаутных мышей и в эксплантатах их подвздошной кишки выброс GLP-1 в ответ на люминальное введение глюкозы заметно снижен [76]. Сукралоза, добавленная в среду с клеточной линией мышей GLUTag или L-клетками человека линии NCI-H716, усиливала выработку GLP-1, что подавлялось видоспецифичными ингибиторами рецепторов сладкого вкуса гурмарином и лактизолом соответственно [64, 90]. В культуре энтероэндокринных клеток тонкого кишечника мыши блокада T1R2/T1R3 гурмарином прекращала продукцию GLP-1 и GIP [133]. По всей вероятности, видовые особенности экспрессии вкусовых рецепторов могут влиять на выраженность инкретинового эффекта. Так, доля L-клеток, экспрессирующих вкусовые белки, колеблется от 15% в тощей кишке мыши, до 90% в двенадцатиперстной кишке человека [126, 139, 142].

В последнее время появились данные о том, что вкусовые клетки ротовой полости сами синтезируют гормоны инкретинового ряда и имеют рецепторы к ним, создающие возможность для влияния эндогенных метаболических сигналов на вкусовую чувствительность [34, 40]. Вкусовые клетки выделяют холецистокинин, нейропептид Y [57], вазоактивный интестинальный пептид (VIP) [56], GLP-1 и собственно глюкагон, а также грелин и другие [20, 34]. При этом выделение GLP-1 в ответ на повышение концентрации глюкозы наблюдалось и у Tas1R3-ген нокаутов [78].

Помимо этого, экспрессия вкусовых рецепторов во вкусовых клетках зависит от уровня нутриентов в крови, что показано как для глюкозы, так и для аминокислот, солей и других вкусовых веществ [24, 132]. Так функционирует обратная связь между вкусовой рецепцией и метаболическим статусом организма, который отслеживается как собственно вкусовыми клетками, так и экстраоральными T1R рецепторами кишечника.

Влияние T1r рецепторов на транспорт сахаров в кишечнике

Семейство транспортных белков GLUT, обеспечивающих облегченную диффузию глюкозы и других углеводов, кодируется генами slc2a и включает 14 изоформ с различной субстрат-специфичностью, локализацией экспрессии и кинетикой взаимодействия [102]. Инсулиннезависимый транспортер GLUT2 обнаруживается в базолатеральной и апикальной мембранах энтероцитов, где он участвует в трансэпителиальном переносе глюкозы, но может также транспортировать фруктозу, маннозу и глюкозамин [51, 68, 69, 86]. Предполагается, что GLUT2 особенно важен для обеспечения устойчивого всасывания глюкозы при достижении ею относительно высоких концентраций в просвете кишки, когда стандартный механизм SGLT1 работает на пределе своего насыщения (> 30 мМ) [69, 70, 102]. На начальном этапе поступление глюкозы внутрь энтероцита из просвета кишечника обеспечивается механизмами активного транспорта посредством натрий-глюкозного котранспортера-1 (SGLT1) и пассивным транспортом посредством уже имеющихся апикальных белков-переносчиков GLUT2 [51, 68, 69, 86]. Далее реакции, контролируемые протеинкиназой C, вызывают быструю дополнительную транслокацию GLUT2 из цитоплазмы в апикальную мембрану [68, 69, 87]. При этом деполяризация мембраны, вызванная работой SGLT1, обеспечивает вход Ca²⁺ через потенциал-зависимый Ca_v1.3 канал, а затем активацию фосфолипазы βII, зависящую от транслокации GLUT2 [87, 99, 100]. Интересно, что инсулин вызывает интернализацию GLUT2 у здоровых животных, но не у животных с сахарным диабетом, что может служить причиной повышения абсорбции сахаров при данной патологии [149].

Показано, что T1R3 и α-гастдуцин оказывают непосредственное влияние на всасывание сахаров в слизистой оболочке тонкого кишечника, стимулируя экспрессию SGLT1 и GLUT2 и, следовательно, облегченную диффузию (см. рис. 1, Б) [86, 90]. В опытах Margolskee и соавт. [90] двухнедельное кормление диетой с повышенным содержанием сахарозы, а также экспозиция растворов некалорийных сахарозаменителей (ацесульфама калия, сукралозы и сахарина) усиливала экспрессию SGLT-1 только у мышей дикого типа, но не у Tas1r3- и α-гастдуцин- ген-нокаутных животных. Кроме того, добавка сахарина стимулировала захват глюкозы в эксплантате ткани кишечника. Mace и соавт. [86] показали рост экспрессии гена slc2a2 (GLUT2) у наркотизированных крыс в ответ на стимуляцию полости кишечника сахарозаменителями. Интересно, что у кошачьих не выявлено адаптивное усиление захвата глюкозы, что вполне закономерно из-за отсутствия функционального T1R2 рецептора [8, 16]. В то же время камчатский лосось Oncorhynchus mykiss, для которого характерно присутствие T1R2,3-подобных рецепторов в кишечнике, демонстрирует адаптивный рост экспрессии GLUT2 в ответ на нагрузку моносахаридами, но при этом сахара дозозависимо подавляют экспрессию вкусовых рецепторов [116].

Нужно отметить, что активный транспорт с помощью SGLT1, сопряженный с транспортом Na⁺, вызывает деполяризацию клетки, что само по себе может служить сигналом о присутствии глюкозы [145]. Этот механизм, вероятно, действует в глюкозо-чувствительных нейронах гипоталамуса [113]. В ряде работ показано, что во вкусовых клетках SGLT1 может непосредственно участвовать в рецепции глюкозы, чем объясняется известный феномен потенциации реакции на сладкое солью [162]. Кроме того, выделение инкретинов энтероэндокринными клетками также зависит от наличия SGLT1 [29].

Еще одним сенсором сахаров может быть белок SGLT3. Исследование гена человека slc5a4a, кодирующего транспортер hSGLT3, выявило 70%-ное сходство аминокислотной последовательности с hSGLT1. При этом hSGLT3 не выполняет транспортной функции по отношению к сахарам. Однако при экспрессии hSGLT3 в ооците Xenopus laevis аппликация глюкозы вызывала Na⁺-зависимую деполяризацию мембраны, которая подавлялась блокатором SGLT флоризином [32]. Ген и белок SGLT3 экспрессируются в тонком кишечнике в холинэргических нейронах подслизистого и миоэнетрального сплетений, но не в энтероцитах. Кроме того, он обнаруживается в скелетной мускулатуре совместно с геном рецептора ацетилхолина [32]. Это предполагает существование альтернативных механизмов чувствительности к глюкозе, которые тем не менее могут находиться под контролем вкусовых рецепторов семейства T1R.

Любопытно, что экспрессия генов вкусового рецептора Tas1r1–3, связанных с ними G-белков, а также транспортеров сахаров slc5a1 (SGLT-1), slc2a2 (GLUT2), slc2a5 (GLUT5) и, вероятного, глюкосенсора slc5a4a (SGLT3) и slc5a4b во рту и ЖКТ имеет выраженную суточную ритмику. При этом экспрессия вкусовых генов максимальна в языке, α-гастдуцина – в желудке, а переносчиков – в дистальных отделах кишечника (двенадцатиперстная < тощая < подвздошная). По большей части экспрессия нарастает к вечеру [112]. В отличие от Tas1r3, экспрессия которого выявляется на всем протяжении ЖКТ, значимая экспрессия Tas1r2 обнаруживается только в тонком кишечнике [58, 138], что указывает на разный субъединичный состав (T1R2+3 / T1R3+3) и разную чувствительность мембранного рецептора по ходу ЖКТ.

Белок GLUT2 рассматривается как важнейший компонент метаболической детекции глюкозы в β-клетках поджелудочной железы [27, 55, 59, 130]. Генетическая абляция GLUT2 приводит к раннему развитию диабета и ранней смертности, при этом восстановление экспрессии гена обращало эти процессы [146]. Впрочем, недавние исследования ставят под сомнение исключительную необходимость GLUT2 для секреции инсулина. Ограниченный только β-клетками нокаут гена у мышей, полученный с помощью Cre-Lox-техники, не приводил к нарушению секреции инсулина, изменению толерантности к глюкозе или тощакового уровня глюкозы [17]. При диабете 1-го типа у крыс (вызванном стрептозотоцином или аутоиммунной природы у линии BB/Wor) экспрессия гена и белка GLUT2 в β-клетках снижалась в зависимости от величины гипергликемии [114, 147]. Ко времени, когда у крыс линии BB/Wor экспрессия GLUT2 не выявлялась уже в 50% β-клеток, поступление глюкозы в них сокращалось уже до 10% от нормы, и они переставали реагировать на колебания внеклеточной концентрации глюкозы, при этом наблюдалась гиперсекреция инсулина [114, 148, 160]. Модель Д2Т, db/db линия мышей с генетическими нарушениями рецепции лептина, также характеризуется подавленной экспрессией GLUT2 [148]. В то же время при экспериментальной гипергликемии, вызванной длительной инфузией глюкозы, у интактных животных и животных с частичной панкреаэктомией, напротив, наблюдался рост экспрессии переносчика [148]. Таким образом, повышенный уровень глюкозы и инсулина крови в данных моделях не могут рассматриваться как непосредственная причина резкого падения экспрессии GLUT2 [148]. Исходя из данных исследований [58, 95, 123] (см ниже), показавших существенный рост экспрессии вкусовых генов в гипоталамусе и β-клетках, а также уровня самих рецепторов при голодании и его снижение при гипергликемии, можно предположить, что при диабете экспрессия T1R в значительной мере подавлена, и активация этого рецептора не может оказать достаточное стимулирующее влияние на экспрессию переносчиков глюкозы, что негативным образом сказывается на функционировании β-клеток.

T1R рецепторы в β-клетках панкреатических островков

Сведения о присутствии вкусовых рецепторов в β-клетках островковой ткани поджелудочной железы имеют очевидное значение для поиска новых методов терапии нарушений энергетического обмена. Экспрессия генов TAS1R1–3 и ферментов внутриклеточного каскада трансдукции вкусового сигнала была выявлена в β-клетках человека и мыши, α-клетках мыши, а также у глюкозореактивной линии β-клеток инсулиномы мыши MIN6 [74, 80, 81, 107, 122]. В β-клетках экспрессия T1R3 намного превышает T1R2, что свидетельствует о присутствии в них функционального гомодимера T1R3/T1R3 и/или гетеродимера T1R с кальциевым рецептором CaSR [54, 74, 95]. При этом экспрессия TAS1R1 гена в островковой ткани поджелудочной железы человека почти не отличается от TAS1R3 [81]. Показано, что искусственные подсластители стимулируют секрецию инсулина в островках мыши, которая ослабевает под действием T1R3-блокатора гурмарина [74, 81, 107]. Лактизол, аллостерический ингибитор человеческого T1R3, частично подавляет вызванное фруктозой высвобождение инсулина в панкреатических островках человека [81]. Удаление генов Tas1r2, Tas1r3 или Trpm5 приводит к существенному снижению потенцирующего влияния подсластителей и фруктозы на выброс инсулина в островках мыши in vitro [81]. Таким образом, ген Tas1r2, несмотря на низкий уровень экспрессии, влияет на потенцирующий эффект фруктозы [81]. Получены также сведения о роли рецептора аминокислот T1R1/T1R3 в поджелудочной железе. Так, L-аминокислоты глутамат и аргинин стимулировали выделение инсулина в клетках MIN6, которое угнеталось лактизолом [115].

Экспрессия рецепторов семейства T1R зависит от метаболического статуса организма. Показано, что голодание в течение 24 часов у мышей стимулирует экспрессию мРНК T1R2 и T1R1 в гипоталамусе [123]. Также 24-часовое голодание приводило к резкому увеличению содержания белка T1R3 в β-клетках при том же уровне мРНК, что и до голодания. После кормления содержание белка быстро снижалось. Островки Лангерганса, взятые от голодных мышей, выделяли больше инсулина в ответ на стимуляцию глюкозой, чем у сытых, а их реакция в большей мере подавлялась T1R3-блокатором гурмарином [95]. При голодании удаление гена Tas1r2 у мыши или блокада рецепции лактизолом в эксплантатах поджелудочной железы человека нарушала регуляцию базальной секреции инсулина в островковой ткани, вызывая его гиперсекрецию [80]. В то же время у генетических моделей ожирения, ob/ob и db/db линий мышей с гипергликемией, содержание T1R3 белка было снижено [95]. В другом исследовании [58] было показано, что высококалорийная диета у C57BL/6J и ob/ob мышей подавляет экспрессию Tas1r2 и Tas1r3 в гипоталамусе, не влияя на экспрессию в коре, и снижает их экспрессию в двенадцатиперстной кишке. Интересно, что у C57BL/6J диета стимулировала экспрессию Tas1r2 и Tas1r3 в печени [58].

Данные об активности вкусовых рецепторов в поджелудочной железе in vivo весьма ограничены. Известно, что нокаут гена, кодирующего α-гастдуцин [76], замедляет секрецию инсулина в ответ на нагрузку глюкозой. Kyriazis и соавт. [80] не отметили влияния делеции Tas1r2 на толерантность к глюкозе при ее внутрибрюшинном введении у мышей линии C57BL/6J после 18-часового голодания. В то же время наши исследования in vivo, проведенные на Tas1r3 нокаутах, полученных на основе линии C57BL/6J [28], показали, что удаление гена при содержании на стандартной диете снижает толерантность к глюкозе и усиливает инсулинорезистентность, нарушает глюконеогенез, способствует увеличению массы тела и жирового депо, и вызывает дислипидемию [1, 3, 104].

Взаимодействие разнообразных лигандов с T1R рецепторами в панкреатических β-клетках (культура клеток MIN6) активирует несколько внутриклеточных сигнальных ферментативных путей, что приводит к увеличению внутриклеточной концентрации Ca²⁺ и цАМФ (см. рис. 1, В). При этом агонисты активируют разные G-белки и связанные с ними ферментативные каскады. Например, сукралоза и ацесульфам в равной мере повышают внутриклеточное содержание Ca²⁺ и цАМФ. В то же время сахарин влияет на концентрацию цАМФ, но не Ca²⁺, а глицирризин – только на концентрацию Ca²⁺ внутри клетки [106, 107].

Вклад канонического внутриклеточного T1R-зависимого сигнального каскада в регуляцию секреции инсулина в β-клетках не выяснен. Однако показано, что активация T1R3 приводит к увеличению продукции АТФ в митохондриях [73, 108], а нокаут TRPM5 сокращает выброс инсулина, вызванный аппликацией глюкозы [26]. В культуре мышиных панкреатических клеток MIN6 Nakagawa и соавт. [107] обнаружили низкий уровень экспрессии связанного с T1R рецепторами G-белка α-гастдуцина. При этом нокаут α-гастдуцина не влиял на повышение внутриклеточной концентрации Ca²⁺ под действием некалорийных сахарозаменителей. Сравнительно недавно для другой INS-1 линии крысиных панкреатических β-клеток установили, что нокаут α-гастдуцина приводит к значительному увеличению концентрации цАМФ и Ca²⁺ вместе с базальным уровнем инсулина. Причины расхождений экспериментальных результатов, кроме видовых различий, все еще не установлены. Также не ясно, с каким именно мембранным рецептором в этих моделях связан α-гастдуцин, хотя сделано предположение о его взаимодействии с рецепторами аминокислот и жирных кислот [153].

Соотношение мембранного рецепторного пути регуляции энергетического обмена с механизмом метаболической детекции

Важным дискуссионном вопросом остается соотношение механизмов, опосредованных вкусовыми рецепторами, с классическим механизмом метаболической детекции. Метаболическая детекция глюкозы в целом сводится к последовательности процессов, включающих перенос глюкозы внутрь клетки низкоаффинным транспортером GLUT2, ее фосфорилирование с помощью особой изоформы глюкокиназы (гексокиназа IV; GСK) и гликолиза, что приводит к росту отношения АТФ/АДФ [27, 55, 59, 130]. Повышение концентрации АТФ стимулирует закрытие АТФ-чувствительных мембранных калиевых каналов [K_АТФ], вызывающее деполяризацию мембраны и вход в цитоплазму ионов Ca²⁺, после чего следует реакция клетки [55, 59]. Данный GCK–K_АТФ-зависимый механизм в значительной мере контролирует секрецию инсулина в β-клетках поджелудочной железы [130], GLP-1 и GIP в энтероэндокринных клетках слизистой оболочки кишечника [122, 156], а также реакцию глюкосенсорных нейронов гипоталамуса [98].

Тем не менее уже на начальном этапе исследований GCK–K_АТФ-зависимого механизма появлялись данные, указывающие, что метаболическая детекция – не единственный способ глюкорецепции в поджелудочной железе, кишечнике и в центральной нервной системе [43, 48, 141, 156]. Исследования, выявившие новую роль T1R в островковых клетках поджелудочной железы и энтероцитах, в то же время показали взаимозависимость рецепторного и метаболических механизмов. В культивируемых островках Лангерганса мыши положительное влияние фруктозы или некалорийных подсластителей на секрецию инсулина требует оптимального уровня глюкозы в среде. Так, резкое снижение концентрации глюкозы отменяло потенцирующий эффект фруктозы в островковой ткани [81], а также стимулирующую активность некалорийных подсластителей [107] в клетках MIN6. С другой стороны, воздействие на рецепторы сладкого вкуса становилось неэффективным после деполяризации β-клеток высокими дозами толбутамида, ингибитора K_АТФ-каналов [81]. Тем не менее в отсутствии полной пищевой депривации, когда β-клетки должны быть частично деполяризованы за счет K_АТФ-зависимых механизмов [81, 163] и поддерживается базальный уровень инсулина в крови, делеция T1R3 сопровождалась значительным нарушением толерантности к глюкозе как при ее внутрибрюшинном, так и при пероральном введении [1, 104].

Можно предположить, что метаболическая детекция глюкозы создает необходимую деполяризацию клетки, на фоне которой нутриенты, а также неметаболизируемые сахарозаменители могут усиливать продукцию инсулина через T1R-опосредованный сигнальный путь. Большой набор данных, полученных за прошедшее десятилетие, подтверждает это предположение. Можно считать доказанным, что у многих позвоночных, включая человека и грызунов, во всех специализированных клетках, чувствительных к сладким веществам, сосуществуют два механизма рецепции, один из которых (T1R2/T1R3-опосредованный) определяет наличие лиганда, а другой – его метаболическую ценность (см. рис. 1, В). Оба механизма метаболической и специфической рецепции действуют синергично [141]. При этом отсутствие одного из них лишь до некоторой степени может быть компенсировано оставшимся.

Взаимодействие T1R с внутриклеточными регуляторными системами MTOR и ERK1/2

Снижение секреции инсулина вследствие уменьшения числа и/или нарушения функции β-клеток, а также повышение инсулинорезистентности считаются основными факторами, приводящими к нарушению толерантности к глюкозе у пожилых людей [88, 143]. В связи с этим значительный интерес представляют недавно полученные сведения об участии T1R-опосредованной рецепции аминокислот в регуляции активности внутриклеточного комплекса белков mTORС1, включающего киназу mTOR – “мишень рапамицина у млекопитающих”, которая регулирует рост, деление, синтез белка, аутофагию и выживание клетки. Этот ферментативный комплекс интегрирует системные сигналы (факторы роста и гормоны, включая инсулин) с локальными сигналами о доступности аминокислот, глюкозы и кислорода, и текущем метаболическом состоянии клетки. Ограничение доступности аминокислот стимулирует аутофагию через угнетение комплекса mTORС1 [97, 158, 159, 168]. Известные механизмы регуляции числа β-клеток включают, с одной стороны, деление и неогенез из внеостровковых источников, с другой стороны – апоптоз [152]. У человека при ожирении увеличивается относительный объем β-клеток, но по мере развития гипергликемии и Д2Т объем снижается [84]. У мышей и крыс при тех же нарушениях наблюдается гипертрофия островков Лангерганса, увеличение массы β-клеток на фоне усиления их апоптоза [18, 66]. Установлено, что активация mTORС1 у мышей способствует пролиферации β-клеток и в то же время усиливает их апоптоз, стимулирует их гипертрофию, увеличение площади островковой ткани и среднего размера островка, улучшает толерантность к глюкозе [14, 33, 101].

У мышей линии C57BL6/J нокаут гена Tas1r3 сопровождался уменьшением числа островков Лангерганса и их среднего размера, а также уровня апоптоза, таким образом, отсутствие T1R3 приводило к дистрофии островковой ткани и было сопряжено с развитием патологических изменений, сопоставимых с развитием Д2Т и ожирения у человека [5]. Блокатор T1R1/T1R3 лактизол также подавлял активацию mTORС1 аминокислотами у клеток HeLa. У Tas1R3-ген-нокаутных мышей в скелетной и сердечной мышце была снижена степень фосфорилирования mTOR [159]. Оперативное выключение рецептора аминокислот T1R1/T1R3 с помощью siRNA в культурах клеток (MIN6, HeLa, H9C2) снижало собственную активность mTOR и его способность реагировать на присутствие аминокислот в среде. При этом на 50% сокращалось содержание инсулина в клетках MIN6 и усиливалась аутофагия [159]. В клетках других тканей также показана роль T1R-опосредованной рецепции. Так, T1R1/T1R3 потенцирует фосфорилирование mTOR в культуре мышиных эпителиальных клеток молочных желез HC11 [157].

Данные о ферментативном каскаде, связывающем мембранные белки T1R с регулируемыми внеклеточными сигналами киназами 1 и 2 (ERK1/2) и mTORC1, различаются в зависимости от объекта исследования. В культуре β-клеток MIN6 T1R1/T1R3 посредством белков Gs и Gq (но не Gi) и увеличения концентрации Ca²⁺ активируются ERK1/2, которые стимулируют транскрипцию гена инсулина в ответ на присутствие нутриентов. Однако этот каскад не взаимодействует с mTORC1, механизм активации которого через T1R1/T1R3 рецепторы не ясен [158, 159]. В отличие от клеток MIN6 в культуре мышиных миобластов C2C12 стимуляция несколькими аминокислотами, прежде всего метионином, сигнального каскада T1R1/T1R3 – PLCβ – Ca²⁺ – ERK1/2 приводит к активации mTORС1 (см. рис. 1, Г) [168].

Участие T1r в регуляции роста и дифференцировки жировой ткани

Данные о роли T1R в осуществлении липидного обмена в целом немногочисленны, однако они свидетельствуют, что рецепторный белок T1R3 не только экспрессируется в жировой ткани, но имеет определенное функциональное значение. На фоне нормокалорийной диеты у мышей линий C57BL/6 и мышиной модели ожирения db/db экспрессия гена Tas1r3 была выявлена в адипоцитах из разных отделов жировой ткани [92, 135]. Интересно, что, по данным Masubuchi и соавт. [92], в зрелых адипоцитах мыши экспрессия Tas1r3 в десятки раз превышает таковую во вкусовых сосочках языка и в сотни раз превосходит экспрессию Tas1r2, что указывает на присутствие гомодимера T1R3/T1R3 как активной формы рецептора или гетеродимера с иным типом GPCR, например CasR. При этом в жировых клетках белок T1R3 связан с G_αs-субъединицей G-белка, а не с α-гастдуцином, как во вкусовых рецепторах на языке.

Исследования на культуре эмбриональных фибробластов мыши (3T3-L1), способных дифференцироваться в адипоциты, и мезенхимальных стволовых клетках из уха мыши (eMSC) выявило в них экспрессию Tas1r2 и Tas1r3, которая увеличивалась при дифференцировке в зрелые адипоциты [135]. По данным Simon и соавт. [134, 135] ацесульфам калия и сахарин способствуют дифференцировке в адипоциты этих клеток, а также стромальных васкулярных клеток подкожного жира человека (hSVC).

В то же время другая группа авторов показала негативный эффект сукралозы и сахарина на дифференцировку 3T3-L1 и накопление в них триглицеридов. Этот эффект блокировался сайленсингом Tas1r3 с помощью ShRNA [92, 93]. Предполагаемый механизм такой негативной регуляции связывают с активацией через T1R3/T1R3 белка Gα_s, который стимулирует разборку микротрубочек пока не установленным независимым от цАМФ путем (возможно, напрямую через ГТФазу), что вызывает активацию RhoA/ROCK каскада, подавляющего адипогенные транскрипционные факторы Akt и FoxO1 (см. рис. 1, Д) [93].

Имеющиеся данные in vivo немногочисленны и отчасти противоречивы. Так, была выявлена устойчивость T1R3-нокаутных животных к ожирению, вызванному диетами [50]. При кормлении высококалорийной диетой с повышенным содержанием сахарозы у Tas1r3-нокаутов замедлялся набор массы тела и жирового депо [50, 82]. По данным Simon и соавт. [134], при кормлении так называемой диетой западного образца, содержащей сахарозу и жиры, мыши с нокаутом гена Tas1r3 не отличались от дикого типа по массе тела, однако имели меньшую массу жира (по данным магнитной томографии) и размер адипоцитов при общем росте их числа. Нокаут гена Tas1r2 также приводил к снижению массы жирового депо и уменьшению размера адипоцитов. При этом непрямые калориметрические измерения не выявили заметных сдвигов в метаболизме жиров и углеводов. Не было отмечено сдвигов в уровне инсулина, свободных жирных кислот в крови и потреблении диеты. Таким образом, наличие гена Tas1r2 у мышей дикого типа либо никак не влияло на дифференцировку адипоцитов, либо действительно ограничивало дифференцировку преадипоцитов, но в то же время способствовало накоплению триглицеридов за счет угнетения липолиза, или же нокаут гена способствовал их дифференцировке, но мешал накоплению липидов [134]. Simon и соавт. [134] предположили, что основное взаимодействие T1R3-опосредованной рецепции с адипогенезом и липолизом происходит за пределами жировой ткани, в частности, на уровне ферментативных и гуморальных регуляторных процессов в поджелудочной железе и в эпителии кишечника. Стоит отметить разницу в экспериментальных подходах, на которых основаны приведенные выводы. В исследованиях на культуре клеток использовались низкокалорийные сахарозаменители, а в опытах in vivo – натуральные сахара, влияние которых на метаболизм может реализоваться через большее число путей.

В ряде исследований дефицит рецепторного белка T1R3 приводил к нарушению липидного обмена при питании стандартной диетой. Хотя делеция T1R2 или T1R3 не влияла на массу тела у животных, получавших нормокалорийную диету [3, 151], у мышей линии B6-Tas1r3KO наблюдались как увеличение массы окологонадного жира, так и заметные проявления дислипидемии, включая повышение уровня триглицеридов в плазме крови в сытом и голодном состоянии, и повышение концентрации глицерина у сытых особей [3]. Это в целом согласуется с in vitro – данными Masubuchi и соавт. [92]. Можно предположить, что потребление высококалорийной диеты у мышей дикого типа приводит к активации как T1R-зависимых, так и независимых механизмов роста жировых отложений, что снимает кажущееся противоречие между данными двух исследовательских групп.

Вызывает интерес обратная связь между накоплением жира и вкусовой чувствительностью. В настоящее время доказано влияние лептина, секретируемого адипоцитами, на вкусовую чувствительность [109]. С помощью методики пэтч-кламп было показано, что лептин вызывает гиперполяризацию вкусовых клеток за счет действия на лептиновые рецепторы ObRb, что приводит к выходу K⁺ из клетки. Такая реакция отсутствовала у db/db мышей с дефицитом лептинового рецептора [67]. Регистрация импульсной активности Chorda tympani (основного вкусового нерва) также выявила торможение нейрональной реакции на сахарозу и сахарин после добавления в среду лептина, что отражает уменьшение чувствительности в сытом состоянии [67].

T1r в костной ткани

В настоящее время костная ткань рассматривается не только как опорная и защитная структура, но как важный участник регуляции гомеостаза, прежде всего как крупнейшее депо кальция, а также гормональный регулятор дифференцировки β-клеток, выделения инсулина и чувствительности адипоцитов к инсулину [21, 127]. Гормон остеобластов, остеокальцин, синтезируется под действием инсулина и переходит в активную форму через декарбоксилирование при резорбции кости остеокластами, которая, в свою очередь, происходит под контролем лептина, выделяемого адипоцитами. Все это хорошо объясняет остеопороз, наблюдающийся при ожирении. В общем виде эффект лептина реализуется в ЦНС через серотонин и Htr2c-экспрессирующие нейроны вентромедиального гипоталамуса, которые, активируя симпатическую нервную систему, стимулируют через β2-адренорецепторы экспрессию в остеобластах RankL, основного фактора дифференцировки остеокластов [22]. В связи с этим привлекают внимание первые данные о влиянии генов Tas1r3 и Tas1r2 на костную ткань, которое выразилось в увеличении минеральной плотности ткани, толщины трабекул и толщины компактного вещества берцовой кости у Tas1r3 и Tas1r2 ген-нокаутных животных. Дополнительно у Tas1r2 ген-нокаутов отмечено уменьшение объема желтого костного мозга и числа адипоцитов и ослабление резорбции кости [39, 75, 134]. Поскольку экспрессия Tas1r3 выявлена в остеокластах и недифференцированных стромальных клетках костного мозга [39], предстоит выяснить, какую роль в данном процессе играют лептин и инсулин, а какую собственная Tas1r3-рецепторная функция костной ткани.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

За два десятилетия после обнаружения вкусовых G-белок-связанных рецепторов семейства T1R за пределами ротовой полости сложилось достаточно полное представление об их роли в системной и местной регуляции всасывания сахаров и аминокислот, запасании высококалорийных метаболитов, а также клеточной пролиферации. Реагируя на присутствие нутриентов во внеклеточной среде, рецепторы семейства T1R в метаболически активных тканях действуют вместе с универсальным механизмом метаболической детекции глюкозы, связанным с активностью глюкокиназы и АТФ-чувствительных K⁺ каналов.

В настоящее время получены многочисленные подтверждения эффективности T1R рецепции в модуляции секреторной активности β-клеток поджелудочной железы, что является следствием прямого присутствия T1R1–3 в их мембранах, а также опосредовано T1R-зависимым усилением секреции GLP-1 в эндокринных клетках слизистой оболочки кишечника. Кроме того, показана непосредственная роль рецепторов в обеспечении жизнедеятельности секреторных клеток островковой ткани поджелудочной железы.

В кишечнике активность рецепторов T1 сопряжена с ускорением всасывания моносахаридов за счет усиления экспрессии переносчиков SGLT1 и GLUT2. Кроме того, их стимуляция в энтероэндокринных клетках способствует продукции инкретинов (GLP-1, GIP). Белок T1R3 обильно экспрессируется в жировой ткани и, как показали опыты с T1R3 нокаутными животными, имеет определенное значение в ограничении адипогенеза.

Активация рецепторов семейства T1R в различных тканях реализуется через их взаимодействие с несколькими внутриклеточными ферментными каскадами. При этом T1R-зависимая рецепция претерпела в ряде таксонов позвоночных существенную адаптацию в связи с псевдогенезацией и полиморфными изменениями генов, кодирующих белки T1R1–3, результатом которой, помимо изменений вкусовой чувствительности и характера питания, стали изменения инсулинорезистентности, толерантности к глюкозе и обмена липидов.

В настоящее время на фоне эпидемического распространения заболеваний, связанных с избыточным потреблением сладких углеводов, и широкого использования некалорийных сахарозаменителей становится очевидной ценность трансляционных исследований, опирающихся на фундаментальные данные о T1R-опосредованной рецепции. С одной стороны, стимуляция рецептора T1R2/T1R3 или T1R3/T1R3 усиливает продукцию инсулина и оказывает гипогликемическое действие. С другой стороны, их избыточная активность может в долгосрочной перспективе привести к неблагоприятным последствиям, а инактивация, напротив, может ослабить ожирение, гиперинсулинемию и печеночный стеатоз. Кроме того, инактивация T1R1/T1R3 может угнетать mTOR сигнальный комплекс, тем самым блокировать рост опухолей и препятствовать развитию дегенеративных заболеваний. В связи с этим необходимы дальнейшие исследования, которые обоснуют выбор стратегии воздействия на T1R, приводящей к положительному терапевтическому эффекту.

ИСТОЧНИКИ ФИНАНСИРОВАНИЯ

Работа поддержана средствами федерального бюджета в рамках государственного задания ФГБУН Институт физиологии им. И.П. Павлова РАН № 1021062411784-3-3.1.8.

 

Сокращения: Д2Т – сахарный диабет 2-го типа; ЖКТ – желудочно-кишечный тракт; ТКД – тест с кратким доступом; AC – аденилатциклаза; Akt – серин/треониновая киназа, фермент семейства протеинкиназ B; B6 – линия мышей C57BL/6; CCK – холецистокинин; DAG – диацилглицерин; ERK1/2 – внеклеточная сигнально-регулируемая киназа 1/2; FoxO1 – Forkhead box protein O1, фактор транскрипции; VFT – внеклеточный N-концевой домен типа Venus flytrap (венерина мухоловка); G6P – глюкозо-6-фосфат; Gα_gust – α-гастдуцин; GCK – глюкокиназа, гексокиназа IV; GEF-H1 – фактор обмена гуаниновых нуклеотидов H1; GIP – глюкозозависимый инсулинотропный пептид; GLP-1 – глюкагоноподобный пептид 1; GLUT2, GLUT4 и т.д – изоформа 2, 4 и т. д. белка-транспортера глюкозы; GPCR – рецепторы, связанные с G-белками; Htr2c – ген 5-HT2C-рецептора, подтип серотониновых рецепторов; INS – инсулин; IP3 – инозитол-1,4,5-трифосфат; K_АТФ – АТФ-чувствительный калиевый канал; mGLUR – метаботропный рецептор глутамата; mTORС1 – комплекс белков, включающий mTOR, субъединица С1; mTOR – “мишень рапамицина млекопитающих”, киназа; NPY – нейропептид Y; PDE – фосфодиэстераза; PI3K – фосфатидилинозитол-3-киназа; PI(4,5)P2 – фосфатидилинозитол-4,5-дифосфат; PKС, PKD – протеинкиназа C и D; PLCβ2 – фосфолипаза C_β2; RankL – активатор ядерного фактора Каппа, TNFSF11– цитокин семейства факторов некроза опухоли; Raptor – регуляторный белок комплекса mTOR; Rheb – ГТФ-связывающий белок суперсемейства генов Ras; RhoA/ROCK – Rho-ассоциированная протеинкиназа; RhoGTPase – серин/треониновая ГТФаза; RSK – рибосомальная S6 киназа; SGLT1 – натрий-глюкозный котранспортер 1; SiRNA – малые интерферирующие РНК; ShRNA – малые РНК, образующие шпильки, кшРНК; slc2a2 – ген GLUT2 – белка-транспортера глюкозы; SNP – единичная нуклеотидная замена; T1R1, T1R2, T1R3 – вкусовой рецептор первого типа подтипа 1–3; T2R – вкусовой рецептор второго типа; Tas1r1, Tas1r2, Ttas1r3 – ген вкусового рецептора первого типа подтипа 1–3; Tas2r – ген вкусового рецептора второго типа; TRPM4, TRPM5 – катионные каналы транзиторного рецепторного потенциала; TSC1/2 – комплекс туберина с гамартином; tubGTPase – тубулиновая ГТФаза; VDCC – потенциал-зависимый кальциевый канал; VIP – вазоактивный кишечный полипептид.

Об авторах

В. О. Муровец

Институт физиологии им. И.П. Павлова РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: murovetsvo@infran.ru
Россия, Санкт-Петербург, 199034

Е. А. Созонтов

Институт физиологии им. И.П. Павлова РАН

Email: sozontovea@infran.ru
Россия, Санкт-Петербург, 199034

В. А. Золотарев

Институт физиологии им. И.П. Павлова РАН

Email: zolotarevva@infran.ru
Россия, Санкт-Петербург, 199034

Список литературы

Дополнительные файлы