Различные формы супероксиддисмутазы из корней проростков гороха различаются по чувствительности к cAMP и ионам кальция
- Авторы: Ломоватская Л.А.1, Захарова О.В.1, Гончарова А.М.1, Романенко А.С.1, Кишинская Т.А.2
-
Учреждения:
- Сибирский институт физиологии и биохимии растений Сибирского отделения Российской академии наук
- Байкальский государственный университет
- Выпуск: Том 41, № 2 (2024)
- Страницы: 160-167
- Раздел: СТАТЬИ
- URL: https://journals.rcsi.science/0233-4755/article/view/257169
- DOI: https://doi.org/10.31857/S0233475524020073
- EDN: https://elibrary.ru/xngoeb
- ID: 257169
Цитировать
Аннотация
Установлено, что циклический аденозин монофосфат (cAMP) и ионы кальция (Са2+) способны дозозависимо модулировать активность различных форм супероксиддисмутазы (СОД) в клетках корня проростков гороха сорта Рондо. Влияние cAMP на активность СОД исследовали на интактных проростках, инкубируя их корни в растворе жирорастворимого аналога cAMP н-дибутирил-cAMP, что приводило к повышению внутриклеточной концентрации cAMP, а общая активность СОД, измеряемая в супернатанте, полученном из гомогената корней, возрастала до 230%. Инкубация аналогичных корней в растворе ингибитора трансмембранной аденилатциклазы сурамина существенно снижала эндогенный уровень cAMP, а активность СОД уменьшалась до 40%. В работе проводили ингибиторный анализ СОД: в присутствии 3мМ KCN или 3мМ Н2О2 активность этого фермента уменьшалась на 40 или 50%. Инкубация проростков в растворе LaCl3 приводила к снижению общей активности СОД до 73%, ингибиторы незначительно уменьшали активность фермента. Предварительная обработка проростов 1мМ EGTA снижала общую активность СОД до 68%, а ингибиторы фермента не оказывали никакого дополнительного эффекта. Влияние недостатка или избытка Са2+ на активность СОД изучали в гомогенате корней проростков гороха. 100 мМ EGTA снижал активность этого фермента до 81%, а ингибиторы СОД (Н2О2 и KCN) уменьшали ее активность до 65 и 51% соответственно. Добавление к гомогенату 500 нМ CaCl2 незначительно повышало общую активность СОД, при этом KCN немного уменьшал активность фермента. Добавление 500 мкМ CaCl2 не изменяло активность СОД, применение на этом фоне KCN снижало ее на 30%, а добавление Н2О2 не влияло на активность фермента. Сделан вывод о том, что cAMP оказывает косвенное влияние на активность СОД, тогда как ионы кальция, вероятно, воздействуют непосредственно на активный центр молекулы фермента; при этом каждая форма СОД отличается по чувствительности к кальцию.
Полный текст

Об авторах
Л. А. Ломоватская
Сибирский институт физиологии и биохимии растений Сибирского отделения Российской академии наук
Автор, ответственный за переписку.
Email: LidaL@sifibr.irk.ru
Россия, 664033, Иркутск
О. В. Захарова
Сибирский институт физиологии и биохимии растений Сибирского отделения Российской академии наук
Email: LidaL@sifibr.irk.ru
Россия, 664033, Иркутск
А. М. Гончарова
Сибирский институт физиологии и биохимии растений Сибирского отделения Российской академии наук
Email: LidaL@sifibr.irk.ru
Россия, 664033, Иркутск
А. С. Романенко
Сибирский институт физиологии и биохимии растений Сибирского отделения Российской академии наук
Email: LidaL@sifibr.irk.ru
Россия, 664033, Иркутск
Т. А. Кишинская
Байкальский государственный университет
Email: LidaL@sifibr.irk.ru
Россия, 664002, Иркутск
Список литературы
- Dvořák P., Krasylenko Y., Zeiner A., Šamaj J., Takáč T. 2021. Signaling toward reactive oxygen species-scavenging enzymes in plants. Front. Plant Sci. 11, 618835. doi: 10.3389/fpls.2020.618835
- Бараненко В.В. 2006. Супероксиддисмутаза в клетках растений. Цитология. 48 (6), 465–474.
- Del Rio L. A., Sandalio L.M., Altomare D., Zilinskas B. 2003. Mitochondria and peroxisomal manganese superoxide dismutase: Different expression during leaf senescence. J. Exp. Bot. 54, 923–933. doi: 10.3389/fpls.2013.00191
- Herbette S., Lene C., de Iabrouhe D., Drevet J., Roeckel-Drevet P. 2003. Transcripts of sunflower antioxidant scavengers of the SOD and GPX families accumulate differentially in response to downy mildew infection, photohormones, reactive oxygen species, nitric oxide, protein kinase and phosphatase inhibitors. Physiol. Plant. 119, 418–428.
- Zameer R., Fatima K., Azeem F., Hussah I.M. ALgwaiz H.I.M, Sadaqat M., Rasheed A., Batool R., Shah A.N., Zaynab M., Shah A.A., Attia K.A., AlKahtani M.D.F., Fiaz S. 2022. Genome-wide characterization of superoxide dismutase (SOD) genes in Daucus carota: Novel insights into structure, expression, and binding interaction with hydrogen peroxide (H2O2) under abiotic stress condition. Front. Plant Sci. 13, 870241. doi: 10.3389/fpls.2022.87021041
- Babitha M.P., Bhat S.G., Prakash H.S., Shetty H.S. 2002. Different induction of superoxide dismutase in downy mildew-resistant and -susceptible genotypes of pearl millet. Plant Pathol. 51 (4), 480–486. doi: 10.1046/j.1365-3059.2002.00733.x
- Casano L.M., Gomes L.D., Lascano H.R., Gonzales C.A., Trippi V.S. 1997. Inactivation and degradation of CuZn-SOD byactive oxygen species in wheat chloroplasts exposed to photooxidativestress. Plant Cell Physiol. 38, 433–440. doi: 10.1093/oxfordjournals.pcp.a029186
- Yan J., Guan L., Sun Y., Zhu Y., Liu L., Lu R., Jiang M., Tan M., Zhang A.C. 2015. Calcium and ZmCCaMK are involved in brassinosteroid-induced antioxidant defense in maize. Plant Cell Physiol. 56 (5), 883–896. doi: 10.1093/pcp/pcv014
- Blanco E., Fortunato S., Viggiano L., Concetta de Pinto M. 2020. Cyclic AMP: A polyhedral signalling molecule in plants. J. Mol. Sci. 21, 4862. doi: 10.3390/ijms21144862
- Beuchamp I., Fridovich I. 1971. Superoxide dismutase: Improved assays and an assay applicable to acrylamide gels. Anal. Biochem. 44, 276–287. doi: 10.1016/0003-2697(71)90370-8
- Lomovatskaya L.A., Romanenko A.S., Filinova N.V., Dudareva L.V. 2011. Determination of cAMP in plant cells by a modified enzyme immunoassay method. Plant Cell Rep. 30, 125–132. doi: 10.1007/s00299-010-0950-5
- Ahmed H., Schott E.J., Gauthier J.D., Vasta J.R. 2003. Superoxide dismutases from the oyster parasite Perkinsus marinus: Purification, biochemical characterization, and development of a plate microassay for activity. Anal. Biochem. 318, 132–141. doi: 10.1016/S0003-2697(03)00192-1
- Ma Yi, Zhao Y., Robin K. Walker R.K., Berkowitz G.A. 2013. Molecular steps in the immune signaling pathway evoked by plant elicitor peptides: Ca2+-dependent protein kinases, nitric oxide, and reactive oxygen species are downstream from the early Ca2+ signal. Plant Physiol. 163, 1459–1471. doi: 10.1104/pp.113.226068
- Choi W.G., Toyota M., Kim S.H., Hilleary R., Gilroy S. 2014. Salt stress-induced Ca2+ waves are associated with rapid, long-distance root-to-shoot signaling in plants. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 111, 6497–6502. doi: 10.1073/pnas.1319955111
- Gaupels F., Durner J., Kogel K.-H. 2017. Production, amplification and systemic propagation of redox messengers in plants? The phloem can do it all! New Phytol.), 554–560.
- Kunos V., Csépl˝o M., Seress D., Eser A., Kende Z., Uhrin A., Bányai J., Bakonyi J., Pál M., Mészáros K. 2022. The stimulation of superoxide dismutase enzyme activity and its relation with the pyrenophora teres f. teres infection in different barley genotypes. Sustainability. 14 (2597), 1–15. doi: 10.3390/su14052597
- Sairam R.K., Vasanthan B., Arora A. 2011. Calcium regulates gladiolus flower senescence by influencing antioxidative enzymes activity. Acta Physiol. Plant. 33, 1897–1904. doi: 10.1007/s11738-011-0734-8
- Hu X., Jiang M., Zhang J., Zhang A., Lin F., Tan M. 2007. Calcium–calmodulin is required for abscisic acid-induced antioxidant defense and functions both upstream and downstream of H2O2 production in leaves of maize (Zea mays) plants. New Phytol. 173. 27–38. doi: 10.1111/j.1469-8137.2006.01888.x
- Jarratt-Barnham E., Wang L., Ning Y., Davies Y.M. 2021.The complex story of plant cyclic nucleotide-gated channels. Int. J. Mol. Sci. 22, 874. doi: 10.3390/ijms22020874
- Saxena I., Srikanth S., Chen Z. 2016. Cross talk between H2O2 and interacting signal molecules under plant stress response. Front. Plant Sci. 7, 570. doi: 10.3389/fpls.2016.00570
- Швартау В.В., Вирыч П.А., Маковейчук Т.И., Артеменко А.Ю.3 2014. Кальций в растительных клетках. Vìsn. Dnìpropetr. Unìv. Ser. Bìol. Ekol. 22 (1), 19–32. doi: 10.15421/011403
- Ломоватская Л.А., Романенко А.С., Криволапова Н.В., Копытчук В.Н. 2007. Функционирование “растворимой” и связанной с мембраной форм аденилатциклазы в органеллах растительных клеток при биотическом стрессе. Биол. мембраны. 24 (5), 363–371.
- Романенко А.С., Ломоватская Л.А. 2017. Влияние экзополисахаридов бактериального возбудителя кольцевой гнили на субклеточную локализацию регулируемых циклическими нуклеотидами ионных каналов (CNGC) в клетках корней картофеля. Биол. мембраны. 34 (3), 231–238. doi: 10.7868/S0233475517020062
- Юрина Н.П., Одинцова М.С. 2019. Ретроградная сигнальная система хлоропластов. Физиол. растений. 66 (4), 243–255. doi: 10.1134/S0015330319040146
- Sewelama N., Jasperta N., Van Der Kelenc K., Tognettic V.B., Schmitza J., Frerigmanne H., Stahlg E., Zeierf J., Van Breusegemc F., Maurinoa V.G. 2014. Spatial H2O2 signaling specificity: H2O2 from chloroplasts and peroxisomes modulates the plant transcriptome differentially. Mol. Plant. 7, 1191–1210. doi: 10.1093/mp/ssu070
Дополнительные файлы
