Activation of pyruvate dehydrogenase complex and inhibition of Krebs cycle and mitochondrial respiration by excess pyruvate

Cover Page

Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription Access

Abstract

Experiments on isolated rat liver mitochondria showed that pyruvate (10–30 mM) in the presence of L-glutamate causes concentration-dependent inhibition of ADP-activated respiration. Respiration is reactivated by 3 mM L-malate. Both effects are reproduced in the presence of D,L-carnitine (AcCar), indicating the important role of acetylCoA (AcCoA) in the regulation of the Krebs cycle reactions. During pyruvate oxidation, the respiration rate decreases within a few hundred seconds. The effect is also reproduced in the presence of dichloroacetate (DCA), an inhibitor of pyruvate dehydrogenase kinase (PDK), and is not observed with excess AcCar, indicating dephosphorylation of pyruvate dehydrogenase (PDH) upon inhibition of PDK by pyruvate (+ADP) or DCA. The effects of pyruvate and AcCar depend on the duration of the preliminary incubation of mitochondria in state 2. Experiments on frozen/thawed mitochondria show that preincubation of mitochondria with pyruvate excess restores PDH activity and suppresses α-ketoglutarate dehydrogenase (α-KGDH) activity, as detected by NADH fluorescence. Thus, a possible mechanism of inhibition of respiration by pyruvate may be a combined mechanism that includes (1) allosteric inhibition of citrate synthase by excess AcCoA at low concentrations of oxaloacetate and α-KGDH with possible participation of acetoacetylCoA; (2) slow acetylation of α-KGDH and other enzymes of the cycle by excess AcCoA with slow reactivation of PDH by pyruvate.

About the authors

V. V. Dynnik

Institute of Theoretical and Experimental Biophysics, Russian Academy of Sciences

Email: dynnik@rambler.ru
Pushchino, 142290 Russia

E. V. Grishina

Institute of Theoretical and Experimental Biophysics, Russian Academy of Sciences

Pushchino, 142290 Russia

N. I. Fedotcheva

Institute of Theoretical and Experimental Biophysics, Russian Academy of Sciences

Pushchino, 142290 Russia

References

  1. LaNoue K.F., Bryla J., Williamson J.R. 1972. Feedback interactions in the control of citric acid cycle activity in rat heart mitochondria. J. Biol. Chem. 247 (3), 667–679. https://doi.org/10.1016/S0021–9258(19)45660–3
  2. Hansford R.G., Johnson R.N. 1975. The steady state concentrations of coenzyme A-SH and coenzyme A thioester, citrate, and isocitrate during tricarboxylate cycle oxidations in rabbit heart mitochondria. J. Biol. Chem. 250 (21), 8361–8375. https://doi.org/10.1016/S0021–9258(19)40767–9
  3. Ashour B., Hansford R.G. 1983. Effect of fatty acids and ketones on the activity of pyruvate dehydrogenase in skeletal-muscle mitochondria. Biochem. J. 214 (3), 725–736. https://doi.org/10.1042/bj2140725
  4. Williamson J.R., Cooper R.H. 1980. Regulation of the citric acid cycle in mammalian systems. FEBS Lett. 117, Suppl, K73–85. https://doi.org/10.1016/0014–5793(80)80572–2
  5. Rutter G.A., Denton R.M. 1988. Regulation of NAD+-linked isocitrate dehydrogenase and 2-oxoglutarate dehydrogenase by Ca2+ ions within toluene-permeabilized rat heart mitochondria. Interactions with regulation by adenine nucleotides and NADH/NAD+ ratios. Biochem. J. 252 (1), 181–189. https://doi.org/10.1042/bj2520181
  6. Rodríguez-Zavala J.S., Pardo J.P., Moreno-Sánchez R. 2000. Modulation of 2-oxoglutarate dehydrogenase complex by inorganic phosphate, Mg(2+), and other effectors. Arch Biochem. Biophys. 379 (1), 78–84. https://doi.org/10.1006/abbi.2000.1856
  7. Baeza J., Smallegan M.J., Denu J.M. 2016. Mechanisms and dynamics of protein acetylation in mitochondria. Trends Biochem. Sci. 41 (3), 231–244. https://doi.org/10.1016/j.tibs.2015.12.006
  8. Carrico C., Meyer J.G., He W., Gibson B.W., Verdin E. 2018. The mitochondrial acylome emerges: Proteomics, regulation by sirtuins, and metabolic and disease implications. Cell Metab. 27 (3), 497–512. https://doi.org/10.1016/j.cmet.2018.01.016
  9. Bak S., León I.R., Jensen O.N., Højlund K. 2013. Tissue specific phosphorylation of mitochondrial proteins isolated from rat liver, heart muscle, and skeletal muscle. J. Proteome Res. 12 (10), 4327–4339. https://doi.org/10.1021/pr400281r
  10. Linn T.C., Pettit F.H., Reed L.J. 1969. Alpha-keto acid dehydrogenase complexes. X. Regulation of the activity of the pyruvate dehydrogenase complex from beef kidney mitochondria by phosphorylation and dephosphorylation. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 62 (1), 234–241. https://doi.org/10.1073/pnas.62.1.234
  11. Yeaman S.J., Hutcheson E.T., Roche T.E., Pettit F.H., Brown J.R., Reed L.J., Watson D.C., Dixon G.H. 1978. Sites of phosphorylation on pyruvate dehydrogenase from bovine kidney and heart. Biochemistry. 17 (12), 2364–2370. https://doi.org/10.1021/bi00605a017
  12. Hucho F., Randall D.D., Roche T.E., Burgett M.W., Pelley J.W., Reed L.J. 1972. Keto acid dehydrogenase complexes. XVII. Kinetic and regulatory properties of pyruvate dehydrogenase kinase and pyruvate dehydrogenase phosphatase from bovine kidney and heart. Arch. Biochem. Biophys. 151 (1), 328–340. https://doi.org/10.1016/0003–9861(72)90504–8
  13. Kerbey A.L., Randle P.J., Cooper R.H., Whitehouse S., Pask H.T., Denton R.M. 1976. Regulation of pyruvate dehydrogenase in rat heart. Mechanism of regulation of proportions of dephosphorylated and phosphorylated enzyme by oxidation of fatty acids and ketone bodies and of effects of diabetes: role of coenzyme A, acetyl-coenzyme A and reduced and oxidized nicotinamide-adenine dinucleotide. Biochem. J. 154 (2), 327–248. https://doi.org/10.1042/bj1540327
  14. Roche T.E., Cate R.L. 1976. Evidence for lipoic acid mediated NADH and acetyl-CoA stimulation of liver and kidney pyruvate dehydrogenase kinase. Biochem. Biophys. Res. Commun. 72 (4), 1375–1383. https://doi.org/10.1016/s0006–291x(76)80166–0
  15. Pratt M.L., Roche T.E. 1979. Mechanism of pyruvate inhibition of kidney pyruvate dehydrogenasea kinase and synergistic inhibition by pyruvate and ADP. J. Biol. Chem. 254 (15), 7191–7196. https://doi.org/10.1016/S0021–9258(18)50303–3
  16. Spriet L.L., Heigenhauser G.J.F. 2002. Regulation of pyruvate dehydrogenase (PDH) activity in human skeletal muscle during exercise. Exerc. Sport Sci. Rev. 30 (2), 91–95. https://doi.org/10.1097/00003677-200204000-00009
  17. Stacpoole P.W., Gilbert L.R., Neiberger R.E., Carney P.R., Valenstein E., Theriaque D.W., Shuster J.J. 2008. Evaluation of long-term treatment of children with congenital lactic acidosis with dichloroacetate. Pediatrics. 121 (5), e1223–e1228.
  18. Schoenmann Т., Tannenbaum Т., Hodgeman R.M., Rajub R.P. 2023. Regulating mitochondrial metabolism by targeting pyruvate dehydrogenase with dichloroacetate, a metabolic messenger. Biochim. Biophys. Acta Mol. Basis Dis. 1869 (7), 166769. https://doi.org/10.1016/j.bbadis.2023.166769
  19. Roche T.E., Cate R.L. 1976. Evidence for lipoic acid mediated NADH and acetyl-CoA stimulation of liver and kidney pyruvate dehydrogenase kinase. 72 (4), 1375–1383. https://doi.org/10.1016/s0006–291x(76)80166–0
  20. Pratt M.L., Roche T.E. 1979. Mechanism of pyruvate inhibition of kidney pyruvate dehydrogenasea kinase and synergistic inhibition by pyruvate and ADP. J. Biol. Chem. 254 (15), 7191–7196. https://doi.org/10.1016/S0021–9258(18)50303–3
  21. Roche T.E., Hiromasa Y. 2007. Pyruvate dehydrogenase kinase regulatory mechanisms and inhibition in treating diabetes, heart ischemia, and cancer. Cell Mol. Life Sci. 64 (7–8), 830–849. https://doi.org/10.1007/s00018–007–6380-z
  22. Patel M.S., Nemeria N.S., Furey W., Jordan F. 2014. The pyruvate dehydrogenase complexes: Structure-based function and regulation. J. Biol. Chem. 289 (24), 16615–16623. https://doi.org/10.1074/jbc.R114.563148
  23. Wagner G.R., Payne R.M. 2013. Widespread and enzyme-independent Nε-acetylation and Nε-succinylation of proteins in the chemical conditions of the mitochondrial matrix. J. Biol. Chem. 288 (40), 29036–29045. https://doi.org/10.1074/jbc.M113.486753
  24. Zavileyskiy L.G., Aleshin V.A., Kaehne T., Karlina I.S., Artiukhov A.V., Maslova M.V., Graf A.V., Bunik V.I. 2022. The brain protein acylation system responds to seizures in the rat model of PTZ-induced epilepsy. Int. J. Mol. Sci. 23 (20), 12302. https://doi.org/10.3390/ijms232012302
  25. Sun L., Bhawal R., Xu H., Chen H., Anderson E.T., Haroutunian V., Cross A.C., Zhang S., Gibson G.E. 2021. The human brain acetylome reveals that decreased acetylation of mitochondrial proteins associates with Alzheimer's disease. J. Neurochem. 158 (2), 282–296. https://doi.org/10.1111/jnc.15377
  26. Tanner K.G., Langer M.R., Kim Y., Denu J.M. 2000. Kinetic mechanism of the histone acetyltransferase GCN5 from yeast. J. Biol. Chem. 275 (29), 22048–22055. https://doi.org/10.1074/jbc.M002893200
  27. Albaugh B.N., Arnold K.M., Denu J.M. 2011. KAT(ching) metabolism by the tail: Insight into the links between lysine acetyltransferases and metabolism. Chembiochem. 12 (2), 290–298. https://doi.org/10.1002/cbic.201000438
  28. Houtkooper R.H., Cantó C., Wanders R.J., Auwerx J. 2010. The secret life of NAD+: An old metabolite controlling new metabolic signaling pathways. Endocr. Rev. 31 (2), 194–223. https://doi.org/10.1210/er.2009–0026
  29. Feldman J.L., Dittenhafer-Reed K.E., Kudo N., Thelen J.N., Ito A., Yoshida M., Denu J.M. 2015. Kinetic and structural basis for acyl-group selectivity and NAD(+) dependence in sirtuin-catalyzed deacylation. Biochemistry. 54 (19), 3037–3050. https://doi.org/10.1021/acs.biochem.5b00150
  30. Madsen A.S., Andersen C., Daoud M., Anderson K.A., Laursen J.S., Chakladar S., Huynh F.K., Colaço A.R., Backos D.S., Fristrup P., Hirschey M.D., Olsen C.A. 2016. Investigating the sensitivity of NAD+-dependent sirtuin deacylation activities to NADH. J. Biol. Chem. 291 (13), 7128–7141. https://doi.org/10.1074/jbc.M115.668699
  31. Pietrocola F., Galluzzi L., Bravo-San Pedro J.M., Madeo F., Kroemer G. 2015. Acetyl coenzyme A: A central metabolite and second messenger. Cell Metab. 21 (6), 805–821. https://doi.org/10.1016/j.cmet.2015.05.014
  32. Anderson K.A., Madsen A.S., Olsen C.A., Hirschey M.D. 2017. Metabolic control by sirtuins and other enzymes that sense NAD+, NADH, or their ratio. Biochim. Biophys. Acta Bioenerg. 1858 (12), 991–998. https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2017.09.005
  33. Федотчева Н.И., Гришина Е.В., Дынник В.В. 2023. Участие митохондриальной Ca2+-независимой фосфолипазы iPLA2 в индукции митохондриальной поры длинноцепочечными ацилкарнитинами. Биол. мембраны. 40 (5), 396–403. https://doi.org/10.31857/S0233475523050043
  34. Johansson C.J., Pettersson G. 1977. Substrate-inhibiton by acetyl-CoA in the condensation reaction between oxaloacetate and acetyl-CoA catalyzed by citrate synthase from pig heart. Biochim. Biophys. Acta. 484 (1), 208–215. https://doi.org/10.1016/0005–2744(77)90126–7
  35. Johansson C.J., Pettersson G. 1979. Inhibition of pig-heart citrate synthase by carboxylic acids structurally related to oxaloacetate. Eur. J. Biochem. 93 (3), 505–513. https://doi.org/10.1111/j.1432–1033.1979.tb12849.x
  36. Erfle J.D., Sauer F. 1969. The inhibitory effects of acyl-coenzyme A esters on the pyruvate and alpha-oxoglutarate dehydrogenase complexes. Biochim. Biophys. Acta. 178 (3), 441–452. https://doi.org/10.1016/0005–2744(69)90213–7
  37. Zweier J.L., Jacobus W.E. 1987. Substrate-induced alterations of high energy phosphate metabolism and contractile function in the perfused heart. J. Biol. Chem. 262, 8015–8021. https://doi.org/10.1016/S0021–9258(18)47519–9
  38. Lewandowski E.D., Damico L.A., White L.T., Yu X. 1995. Cardiac responses to induced lactate oxidation: NMR analysis of metabolic equilibria. Am. J. Physiol. 269 (1 Pt 2), H160– H168. https://doi.org/10.1152/ajpheart.1995.269.1.H160
  39. Dynnik V.V., Maevsky E.I., Kosenko E.A., Kaminsky Yu.G. 1987. Stoichiometric traps in the tricarboxylic acid cycle. I. Self-inhibition and triggering phenomena. Biochem. Int. 14 (2), 199–210.
  40. Knott E.M., Ryou M.G., Sun J., Heymann A., Sharma A.B., Lei Y., Baig M., Mallet R.T., Olivencia-Yurvati A.H. 2005. Pyruvate-fortified cardioplegia suppresses oxidative stress and enhances phosphorylation potential of arrested myocardium. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 289 (3), H1123–H1130. https://doi.org/10.1152/ajpheart.00322.2005
  41. Mallet R.T., Olivencia-Yurvati A.H., Bünger R. 2018. Pyruvate enhancement of cardiac performance: Cellular mechanisms and clinical application. Exp. Biol. Med. (Maywood). 243 (2), 198–210. https://doi.org/10.1177/1535370217743919
  42. Zhou F.Q. 2022. Pyruvate as a potential beneficial anion in resuscitation fluids. Front Med. (Lausanne). 9, 905978. https://doi.org/10.3389/fmed.2022.905978
  43. Zhang X.M., Deng H., Tong J.D., Wang Y.Z., Ning X.C., Yang X.H., Zhou F.Q., Jin H.M. 2020. Pyruvate-enriched oral rehydration solution improves glucometabolic disorders in the kidneys of diabetic db/db mice. J. Diabetes Res. 2020, 2817972. https://doi.org/10.1155/2020/2817972
  44. Zhao X., Li S., Mo Y., Li R., Huang S., Zhang A., Ni X., Dai Q., Wang J. 2021. DCA protects against oxidation injury attributed to cerebral ischemia-reperfusion by regulating glycolysis through PDK2-PDH-Nrf2 axis. Oxid. Med. Cell Longev. 2021, 5173035. https://doi.org/10.1155/2021/5173035
  45. Tataranni T., Piccoli C. 2019. Dichloroacetate (DCA) and cancer: An overview towards clinical applications. Oxid. Med. Cell Longev. 2019, 8201079. https://doi.org/10.1155/2019/8201079
  46. Michelakis E.D., Gurtu V., Webster L., Barnes G., Watson G., Howard L., Cupitt J., Paterson I., Thompson R.B., Chow K., O'Regan D.P., Zhao L., Wharton J., Kiely D.G., Kinnaird A., Boukouris A.E., White C., Nagendran J., Freed D.H., Wort S.J., Gibbs J.S.R., Wilkins M.R. 2017. Inhibition of pyruvate dehydrogenase kinase improves pulmonary arterial hypertension in genetically susceptible patients. Sci. Transl. Med. 9 (413), eaao4583. https://doi.org/10.1126/scitranslmed.aao4583

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download

Copyright (c) 2025 Russian Academy of Sciences

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».