Иммунофлуоресцентная идентификация ГАМКергических структур в соматической мускулатуре дождевого червя Lumbricus terrestris
- Авторы: Нуруллин Л.Ф.1,2, Алмазов Н.Д.2, Волков Е.М.2
-
Учреждения:
- Казанский институт биохимии и биофизики – обособленное структурное подразделение Федерального исследовательского центра “Казанский научный центр Российской академии наук”
- Казанский государственный медицинский университет
- Выпуск: Том 40, № 6 (2023)
- Страницы: 449-455
- Раздел: Статьи
- URL: https://journals.rcsi.science/0233-4755/article/view/148092
- DOI: https://doi.org/10.31857/S0233475523060075
- EDN: https://elibrary.ru/GMIYPL
- ID: 148092
Цитировать
Аннотация
Методом иммунофлуоресцентной конфокальной микроскопии в соматической мышце кожно-мускульного мешка дождевого червя установлены ГАМКергические структуры, содержащие медиатор – гамма-аминомасляную кислоту (ГАМК), фермент глутаматдекарбоксилазу (синтезирующий ГАМК), мембранные ГАМК-транспортеры 1, 2, 3 типов, обеспечивающие ее обратный захват, пре- и постсинаптические ГАМК-рецепторы типа А. Данные образования локализованы в зонах холинергических мионевральных синапсов. Предполагается, что ГАМК может участвовать в модуляции двигательной активности соматической мускулатуры дождевого червя, реализуя свое влияние как на пре-, так и на постсинаптических уровнях холинергических мионевральных синапсов.
Об авторах
Л. Ф. Нуруллин
Казанский институт биохимии и биофизики – обособленное структурное подразделениеФедерального исследовательского центра “Казанский научный центр Российской академии наук”; Казанский государственный медицинский университет
Автор, ответственный за переписку.
Email: lenizn@yandex.ru
Россия, 420111,
Казань; Россия, 420012,
Казань
Н. Д. Алмазов
Казанский государственный медицинский университет
Email: euroworm@mail.ru
Россия, 420012,
Казань
Е. М. Волков
Казанский государственный медицинский университет
Автор, ответственный за переписку.
Email: euroworm@mail.ru
Россия, 420012,
Казань
Список литературы
- Волков М.Е. 2012. Прижизненная окраска нервных образований флуоресцентными красителями и оптическое определение ацетилхолина в соматической мышце дождевого червя Lumbricus terrestris. Бюл. эксперим. биол. мед. 154 (7), 112–115.
- Волков Е.М., Сабирова А.Р., Нуруллин Л.Ф., Гришин С.К., Зефиров А.Л. 2006. Влияние ГАМКергических и адренергических препаратов на активность Na+/K+- насоса и котранспорта Cl– в соматических мышечных клетках дождевого червя Lumbricus terrestris. Бюл. эксперим. биол. мед. 141 (5), 572–574.
- Volkov E.M., Nurullin L.F., Volkov M.E., Nikolsky E.E., Vyskočil F. 2011. Mechanisms of carbacholine and G-ABA action on resting membrane potential and Na+/K+-ATPase of Lumbricus terrestris body wall muscles. Comp. Biochem. Physiol. A Mol. Integr. Physiol. 158 (4), 520–524. https://doi.org/10.1016/j.cbpa.2010.12.016
- Malomouzh A.I., Petrov K.A., Nurullin L.F., Nikolsky E.E. 2015. Metabotropic GABAB receptors mediate GABA inhibition of acetylcholine release in the rat neuromuscular junction. J. Neurochem. 135 (6), 1149–1160. https://doi.org/10.1111/jnc.13373
- Parry L., Tanner A., Vinther J. 2014. The origin of annelids. Front. Palaeontology. 57 (6), 1091–1103. https://doi.org/10.1111/pala.12129
- Purschke G., Müller M.C.M. 2006. Evolution of body wall musculature. Integr. Comp. Biol. 46 (4), 497–507. https://doi.org/10.1093/icb/icj053
- Valtorta F., Pennuto M., Bonanomi D., Benfenati F. 2004. Synaptophysin: Leading actor or walk-on role in synaptic vesicle exocytosis? Bioessays. 26 (4), 445–453. https://doi.org/10.1002/bies.20012
- Kwon S.E., Chapman E.R. 2011. Synaptophysin regulates the kinetics of synaptic vesicle endocytosis in central neurons. Neuron. 70 (5), 847–854. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2011.04.001
- Krause M., Wernig A. 1985. The distribution of acetylcholine receptors in the normal and denervated neuromuscular junction of the frog. J. Neurocytol. 14 (5), 765–780. https://doi.org/10.1007/BF01170827
- Łątka K., Jończyk J., Bajda M. 2020. γ-Aminobutyric acid transporters as relevant biological target: Their function, structure, inhibitors and role in the therapy of different diseases. Int. J. Biol. Macromol. 158, 750–772. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2020.04.126
- Sallard E., Letourneur D., Legendre P. 2021. Electrophysiology of ionotropic GABA receptors. Cell. Mol. Life Sci. 78 (13), 5341–5370. https://doi.org/10.1007/s00018-021-03846-2
- Shaye H., Stauch B., Gati C., Cherezov V. 2021. Molecular mechanisms of metabotropic GABAB receptor function. Sci. Adv. 7 (22), eabg3362. https://doi.org/10.1126/sciadv.abg3362
- Araque A., Parpura V., Sanzgiri R.P., Haydon P.G. 1999. Tripartite synapses: Glia, the unacknowledged partner. Trends Neurosci. 22 (5), 208–215. https://doi.org/10.1016/S0166-2236(98)01349-6
- Melone M., Ciappelloni S., Conti F. 2014. Plasma membrane transporters GAT-1 and GAT-3 contribute to heterogeneity of GABAergic synapses in neocortex. Front. Neuroanat. 8 (72). https://doi.org/10.3389/fnana.2014.00072
- Angulo M.C., Le Meur K., Kozlov A.S., Charpak S., Audinat E. 2008. GABA, a forgotten gliotransmitter. Prog. Neurobiol. 86 (3), 297–303. https://doi.org/10.1016/j.pneurobio.2008.08.002
- Yoon B.E., Lee C.J. 2014. GABA as a rising gliotransmitter. Front. Neural Circuits. 8, 141. https://doi.org/10.3389/fncir.2014.00141
- Takács V.T., Cserép C., Schlingloff D., Pósfai B., Szőnyi A., Sos K.E., Környei Z., Dénes Á., Gulyás A.I., Freund T.F., Nyiri G. 2018. Co-transmission of acetylcholine and GABA regulates hippocampal states. Nat. Commun. 9 (1), 2848. https://doi.org/10.1038/s41467-018-05136-1
- Saunders A., Granger A.J., Sabatini B.L. 2015. Corelease of acetylcholine and GABA from cholinergic forebrain neurons. Elife. 27 (4), e06412. https://doi.org/10.7554/eLife.06412
- Padgett C.L., Slesinger P.A. 2010. GABAB receptor coupling to G-proteins and ion channels. Adv. Pharmacol. 58, 123–147. https://doi.org/10.1016/S1054-3589(10)58006-2
- Shen W., Slaughter M.M. 1999. Metabotropic GABA receptors facilitate L-type and inhibit N-type calcium channels in single salamander retinal neurons. J. Physiol. 516 (Pt 3), 711–718. https://doi.org/10.1111/j.1469-7793.1999.0711u.x
- Carter T.J., Mynlieff M. 2004. Gamma-aminobutyric acid type B receptors facilitate L-type and attenuate N-type Ca2+ currents in isolated hippocampal neurons. J. Neurosci. Res. 76 (3), 323–333. https://doi.org/10.1002/jnr.20085
- Chalifoux J.R., Carter A.G. 2011. GABAB receptor modulation of voltage-sensitive calcium channels in spines and dendrites. J. Neurosci. 31 (11), 4221–4232. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.4561-10.2011
- Seagar M., Lévêque C., Charvin N., Marquèze B., Martin-Moutot N., Boudier J.A., Boudier J.L., Shoji-Kasai Y., Sato K., Takahashi M. 1999. Interactions between proteins implicated in exocytosis and voltage-gated calcium channels. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 354 (1381), 289–297. https://doi.org/10.1098%2Frstb.1999.0380
- Gandini M.A., Zamponi G.W. 2022. Voltage-gated calcium channel nanodomains: Molecular composition and function. FEBS J. 289 (3), 614–633. https://doi.org/10.1111/febs.15759
- Catterall W.A. 2011. Voltage-gated calcium channels. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 3 (8), a003947. https://doi.org/10.1101%2Fcshperspect.a003947
- Xue L., Zhang Z., McNeil B.D., Luo F., Wu X.S., Sheng J., Shin W., Wu L.G. 2012. Voltage-dependent calcium channels at the plasma membrane, but not vesicular channels, couple exocytosis to endocytosis. Cell Rep. 1 (6), 632–638. https://doi.org/10.1016/j.celrep.2012.04.011
- Волков М.Е., Волков Е.М., Нуруллин Л.Ф. 2012. Иммуноцитохимическая идентификация синаптотагмина 1, синтаксина 1, Ca2+-канала N-типа и Н-холинорецептора в двигательных нервно-мышечных синапсах соматической мышцы дождевого червя Lumbricus terrestris. Цитология. 54 (11), 847–852.
- Нуруллин Л.Ф., Волков Е.М. 2020. Иммунофлуоресцентная идентификация изоформ субъединицы α1 потенциал-зависимых Ca2+-каналов семейств CaV1, CaV2 и CaV3 в зонах холинергических синапсов соматической мускулатуры дождевого червя Lumbricus terrestris. Цитология. 62 (2), 141–148. https://doi.org/10.31857/S0041377120020042