Генетическое разнообразие хемосимбиотического двустворчатого моллюска Calyptogena pacifica Dall, 1891 (Vesicomyidae: Pliocardiinae)

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Calyptogena pacifica Dall, 1891 (Bivalvia: Vesicomyidae: Pliocardiinae) – амфипацифический батиальный хемосимбиотический вид, обитающий около холодных метановых и гидротермальных выходов и затонувших китовых останков. В работе впервые определено генетическое разнообразие C. pacifica в масштабе всего ареала вида с использованием фрагмента митохондриального гена цитохромоксидазы c (COI). Материалом послужили как собственные данные, полученные в ходе исследования моллюсков c Корякского склона и вулкана Пийпа Берингова моря, так и информация о последовательностях COI моллюсков из пяти районов Восточной Пацифики, опубликованная в GenBank. Всего обнаружено 12 гаплотипов, из них 2 встречены в Западной Пацифике (Берингово море) и Восточной, 1 – исключительно в Западной, и 9 – только в Восточной. Результаты AMOVA не показали статистически значимых генетических различий между выборками с Корякского склона и вулкана Пийпа, а также между объединенными выборками из Западной и Восточной Пацифики. Обе группы гаплотипов, выявленные при филогенетическом анализе, не приурочены к определенному географическому району. Полученные данные позволяют предположить отсутствие генетической дифференциации популяций C. pacifica по фрагменту COI из Берингова моря и Восточной Пацифики, несмотря на пространственную изолированность биотопов, пригодных для обитания моллюска.

Об авторах

Д. А. Белов

Институт океанологии им. П.П. Ширшова РАН

Москва, 117997, Россия

А. В. Кременецкая

Институт океанологии им. П.П. Ширшова РАН

Москва, 117997, Россия

Е. М. Крылова

Институт океанологии им. П.П. Ширшова РАН

Email: elenamkr@mail.ru
Москва, 117997, Россия

Список литературы

  1. Баранов Б.В., Вернер Р., Рашидов В.А. и др. Морфология подводного вулкана Пийпа в Командорской котловине по данным съемки многолучевым эхолотом // Вестн. КРАУНЦ. Науки о Земле. 2021. № 2. Вып. 50. С. 6–21.
  2. Галкин С.В., Мордухович В.В., Крылова Е.М. и др. Исследования экосистем гидротермальных выходов и холодных высачиваний в Беринговом море (82-й рейс научно-исследовательского судна “Академик М.А. Лаврентьев”) // Океанология. 2019. Т. 59. № 4. С. 687–690.
  3. Гордеева Н.В., Дриц А.В., Флинт М.В. Генетическое разнообразие копеподы Limnocalanus macrurus арктических морей России // Океанология. 2019. Т. 59. № 6. С. 998–1007.
  4. Крылова Е.М. Хемосимбиотрофные двустворчатые моллюски плиокардиины (Vesicomyidae: Pliocardiinae) Тихого океана / Матер. Всерос. конф. “Морская биология в 21 веке: систематика, генетика, экология морских организмов” (памяти академика О.Г. Кусакина) (Владивосток, 20–23 сен- тября 2022 г.). С. 184–185.
  5. Крылова Е.М., Галкин С.В., Мордухович В.В. и др. Новый регион восстановительных сообществ Мирового океана // Природа. 2019. № 6. С. 24–29.
  6. Полоник Н.С. Изучение газонасыщенного гидротермального флюида подводного вулкана Пийпа / Матер. XXI регион. науч. конф. “Вулканизм и связанные с ним процессы”. Петропавловск-Камчатский: ИВиС ДВО РАН. 2018. С. 197–199.
  7. Полоник Н.С. Источники метана на Корякском склоне Берингова моря // Природа. 2019. № 6. С. 36–43.
  8. Сагалевич А.М., Торохов П.В., Галкин С.В. и др. Гидротермальные проявления подводного вулкана Пийпа (Берингово море) // Изв. РАН. Сер. Геология. 1992. № 9. С. 104–114.
  9. Селиверстов Н.И. Геологическое строение и гидротермальная активность подводного вулкана Пийпа // Геодинамика зоны сочленения Курило-Камчатской и Алеутской островных дуг. Петропавловск-Камчатский: КамГУ им. Витуса Беринга. 2009. 191 с.
  10. Ягодина В.Д., Брыков В.А. Генетическое разнообразие мтДНК дальневосточного трепанга Apostichopus japonicus (Selenka, 1867) (Echinodermata: Holothuroidea) в заливе Петра Великого Японского моря // Биол. моря. 2023. Т. 49. № 1. С. 45–55.
  11. Amano K., Miyajima Y., Jenkins R.G., Kiel S. The Miocene to Recent biogeographic history of vesicomyid bivalves in Japan, with two new records of the family // Nautilus. 2019. V. 133. P. 48–56.
  12. Audzijonyte A., Krylova E.M., Sahling H., Vrijenhoek R.C. Molecular taxonomy reveals broad trans-oceanic distributions and high species diversity of deep-sea clams (Bivalvia: Vesicomyidae: Pliocardiinae) in chemosynthetic environments // Syst. Biodiversity. 2012. V. 10. P. 403–415.
  13. Barry J.P., Kochevar R.E., Baxter C.H. The influence of pore-water chemistry and physiology in the distribution of vesicomyid clams at cold seeps in Monterey Bay: implications for patterns of chemosynthetic community organization // Limnol. Oceanogr. 1997. V. 42. P. 318–328.
  14. Breusing C., Johnson S.B., Tunnicliffe V., Vrijenhoek R.C. Population structure and connectivity in Indo-Pacific deep-sea mussels of the Bathymodiolus septemdierum complex // Conserv. Genet. 2015. V. 16. P. 1415–1430.
  15. Chen C., Okutani T., Liang Q., Qiu J.-W. A noteworthy new species of the family Vesicomyidae from the South China Sea (Bivalvia: Glossoidea) // Venus. 2018. V. 76. № 1–4. P. 29–37. http://doi.org/10.18941/venus.76.1-4_29
  16. Cheng J., Hui M., Li Y., Sha Z. Genomic evidence of population genetic differentiation in deep-sea squat lobster Shinkaia crosnieri (crustacea: Decapoda: Anomura) from northwestern Pacific hydrothermal vent and cold seep // Deep-Sea Res. Pt. I. 2020. V. 156. Art. ID 103188. https://doi.org/10.1016/j.dsr.2019.103188
  17. Cruaud P., Vigneron A., Pignet P. et al. Comparative study of Guaymas Basin microbiomes: cold seeps vs. hydrothermal vents sediments // Front. Mar. Sci. 2017. V. 4. Art. ID 417. https://doi.org/10.3389/fmars.2017.00417
  18. DeLeo D.M., Morrison C.L., Sei M. et al. Genetic diversity and connectivity of chemosynthetic cold seep mussels from the U.S. Atlantic margin // BMC Ecol. Evol. 2022. V. 22. Art. ID 76. https://doi.org/10.1186/s12862-022-02027-4
  19. Demina L.L., Galkin S.V., Krylova E.M. et al. Some biogeochemical characteristics of the trace element bioaccumulation in the benthic fauna of the Piip Volcano (the southwestern Bering Sea) // Minerals. 2021. V. 11. Art. ID 1233. https://doi.org/10.3390/min11111233
  20. Demina L.L., Galkin S.V., Krylova E.M. et al. Trace metal biogeochemistry in the methane seeps on the Koryak slope of the Bering Sea // Deep-Sea Res. Pt. II. 2022. V. 206. Art. ID 105219. https://doi.org/10.1016/j.dsr2.2022.105219
  21. Dubilier N., Bergin C., Lott C. Symbiotic diversity in marine animals: the art of harnessing chemosynthesis // Nat. Rev. Microbiol. 2008. V. 6. P. 725–740.
  22. Duperron S., Gaudron S.M., Rodrigues C.F. et al. An overview of chemosynthetic symbioses in bivalves from the North Atlantic and Mediterranean Sea // Biogeosciences. 2013. V. 10. P. 3241–3267.
  23. Excoffier L., Lischer H.E. Arlequin suite ver 3.5: a new series of programs to perform population genetics analyses under Linux and Windows // Mol. Ecol. Resour. 2010. V. 10. № 3. P. 564–567. https://doi.org/10.1111/j.1755-0998.2010.02847.x
  24. Fu Y.X. Statistical tests of neutrality of mutations against population growth, hitchhiking and background selection // Genetics. 1997. V. 147. № 2. P. 915–925. https://doi.org/10.1093/genetics/147.2.915
  25. Goffredi S.K., Hurtado L.A., Hallam S., Vrijenhoek R.C. 2003. Evolutionary relationships of deep-sea vent and cold seep clams (Mollusca: Vesicomyidae) of the “pacifica/ lepta” species complex // Mar. Biol. 2003. V. 142. P. 311–320.
  26. Grant W.S. Problems and cautions with sequence mismatch analysis and bayesian skyline plots to infer historical demography // J. Hered. 2015. V. 106. № 4. P. 333–346. https://doi.org/10.1093/jhered/esv020
  27. Guillon E., Menot L., Decker C., Krylova E., Olu K. The vesicomyid bivalve habitat at cold seeps supports heterogeneous and dynamic macrofaunal assemblages // Deep-Sea Res. Pt. I. 2017. V. 120. P. 1–13. http://dx.doi.org/10.1016/j.dsr.2016.12.008
  28. Hurtado L.A., Mateos M., Lutz R.A., Vrijenhoek R.C. Coupling of bacterial endosymbiont and host mitochondrial genomes in the hydrothermal vent clam Calyptogena magnifica // Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69. P. 2058–2064.
  29. Jang S.-J., Cho S.-Y., Li C. et al. Geographical subdivision of Alviniconcha snail populations in the Indian Ocean hydrothermal vent regions // Front. Mar. Sci. 2023. V. 10. Art. ID 1139190. https://doi.org/10.3389/fmars.2023.1139190
  30. Jiang S., Li Z., Li J. et al. Analysis of genetic diversity and structure of eight populations of Nerita yoldii along the coast of China based on mitochondrial COI gene // Animals. 2024. V. 14. № 5. Art. ID 718. https://doi.org/10.3390/ani14050718
  31. Johnson S.B., Krylova E.M., Audzijonyte A. et al. Phylogeny and origins of chemosynthetic vesicomyid clams // Syst. Biodiversity. 2017. V. 15. № 4. P. 346–360.
  32. Karl S.A., Schutz S., Desbruyères D. et al. Molecular analysis of gene flow in the hydrothermal-vent clam Calyptogena magnifica // Mol. Mar. Biol. Biotechnol. 1996. V. 5. № 3. P. 193–202.
  33. Kojima S., Fujikura K., Okutani T. Multiple trans-Pacific migrations of deep-sea vent/seep-endemic bivalves in the family Vesicomyidae // Mol. Phylogenet. Evol. 2004. V. 32. P. 396–406.
  34. Kojima S., Tsuchida E., Numanami H. et al. Synonymy of Calyptogena solidissima with Calyptogena kawamurai (Bivalvia: Vesicomyidae) and its population structure revealed by mitochondrial DNA sequences // Zool. Sci. 2006. V. 23. № 10. P. 835–842. http://dx.doi.org/10.2108/zsj.23.835
  35. Kokarev V., Dufour S.C., Raeymaekers J.A.M. et al. Thyasirid species composition (Bivalvia: Thyasiridae) and genetic connectivity of Parathyasira equalis (A.E. Verrill & K.J. Bush, 1898) in deep basins of sub-Arctic fjords // BMC Ecol. Evol. 2024. V. 24. Art. № 91. https://doi.org/10.1186/s12862-024-02278-3
  36. Kozlov A.M., Darriba D., Flouri T. et al. RAxML-NG: A fast, scalable and user-friendly tool for maximum likelihood phylogenetic inference // Bioinformatics (Oxford, England). 2019. V. 35. № 21. P. 4453–4455. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/ btz305
  37. Krylova E.M., Sahling H. Recent bivalve molluscs of the genus Calyptogena (Vesicomyidae) // J. Molluscan Stud. 2006. V. 72. № 4. P. 359–395.
  38. Krylova E.M., Sahling H. Vesicomyidae (Bivalvia): current taxonomy and distribution // PloS One. 2010. V. 5. № 4. Art. ID e9957. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0009957
  39. Krylova E.M., Sahling H. A new genus Turneroconcha (Bivalvia: Vesicomyidae: Pliocardiinae) for the giant hydrothermal vent clam ‘Calyptogena’ magnifica // Zootaxa. 2020. V. 4808. № 1. P. 79–100. https://doi.org/10.11646/zootaxa.4808.1.4
  40. LaBella A.L., Van Dover C.L., Jollivet D., Cunningham C.W. Gene flow between Atlantic and Pacific Ocean basins in three lineages of deep-sea clams (Bivalvia: Vesicomyidae: Pliocardiinae) and subsequent limited gene flow within the Atlantic // Deep-Sea Res. Pt. II. 2017. V. 137. № 1. P. 307–317. https://doi.org/10.1016/j.dsr2.2016.08.013
  41. Lanfear R., Frandsen P.B., Wright A.M. et al. PartitionFinder 2: new methods for selecting partitioned models of evolution for molecular and morphological phylogenetic analyses // Mol. Biol. Evol. 2017. V. 34. P. 772–773.
  42. Leigh J.W., Bryant D. POPART: full-feature software for haplotype network construction // Methods Ecol. Evol. 2015. V. 6. P. 1110–1116.
  43. Levin L.A. Ecology of cold seep sediments: interactions of fauna with flow, chemistry and microbes // Oceanogr. Mar. Biol. Annu. Rev. Boca Raton: CRC Press-Tay- lor & Francis Group. 2005. V. 43. P. 1–46.
  44. Levin L.A., Baco A.R., Bowden D.A. et al. Hydrothermal vents and methane seeps: rethinking the sphere of influence // Front. Mar. Sci. 2016. V. 3. Art. ID 72. https://doi.org/10.3389/fmars.2016.00072
  45. Li Y., Wang L., Wang Y. et al. Population genetic structure and historical demography of Saccostrea echinata in the Northern South China sea and Beibu Gulf // Sci. Rep. 2025. V. 15. Art. ID8261. https://doi.org/10.1038/s41598-025-92747-6
  46. Methou P., Ogawa N.O., Nomaki H. et al. Genetic connectivity and isotopic niches of alvinocaridid shrimps from chemosynthetic habitats in Aotearoa/New Zealand, with a new Alvinocaris species // Mar. Ecol.: Prog. Ser. 2024. V. 739. P. 85–109. https://doi.org/10.3354/meps14611
  47. Ogura T., Watanabe H.K., Chen C. et al. Population history of deep-sea vent and seep Provanna snails (Mollusca: Abyssochrysoidea) in the northwestern Pacific // Peer J. 2018. V. 6. Art. ID e5673. https://doi.org/10.7717/peerj.5673
  48. Okutani T., Hashimoto J., Fujikura K. A new species of vesicomyid bivalve associated with hydrothermal vents near Amami-Oshima Island, Japan // Venus. 1992. V. 51. P. 225–233.
  49. Ozawa G., Shimamura S., Takaki Y. et al. Ancient occasional host switching of maternally transmitted bacterial symbionts of chemosynthetic vesicomyid clams // Genome Biol. Evol. 2017. V. 9. № 9. P. 2226–2236. https://doi.org/10.1093/gbe/evx166
  50. Peek A.S., Gustafson R.G., Lutz R.A., Vrijenhoek R.C. Evolutionary relationships of deep-sea hydrothermal vent and cold-water seep clams (Bivalvia: Vesicomyidae): results from the mitochondrial cytochrome oxidase subunit I // Mar. Biol. 1997. V. 130. P. 151–161.
  51. Perez M., Breusing C., Angers B. et al. Divergent paths in the evolutionary history of maternally transmitted clam symbionts // Proc. R. Soc. B. 2022. V. 289. Art. ID 20212137. https://doi.org/10.1098/rspb.2021.2137
  52. Rozas J., Ferrer-Mata A., Sánchez-DelBarrio J.C. et al. DnaSP 6: DNA Sequence Polymorphism analysis of large datasets // Mol. Biol. Evol. 2017. V. 34. № 12. P. 3299–3302. https://doi.org/10.1093/molbe v/msx248
  53. Rybakova E., Krylova E., Mordukhovich V. et al. Methane seep communities on the Koryak slope in the Bering Sea // Deep-Sea Res. Pt. II. 2022. V. 206. Art. ID 105203. https://doi.org/10.1016/j.dsr2.2022.105203
  54. Rybakova E., Krylova E., Mordukhovich V. et al. Mega- and macrofauna of the hydrothermally active submarine Piip Volcano (the southwestern Bering Sea) // Deep-Sea Res. Pt. II. 2023. V. 208. Art. ID 105268. https://doi.org/10.1016/j.dsr2.2023.105268
  55. Shen Y., Kou Q., Chen W. et al. Comparative population structure of two dominant species, Shinkaia crosnieri (Munidopsidae: Shinkaia) and Bathymodiolus platifrons (Mytilidae: Bathymodiolus), inhabiting both deep-sea vent and cold seep inferred from mitochondrial multi-genes // Ecol. Evol. 2016. V. 6. № 11. P. 3571–3582. https://doi.org/10.1002/ece3.2132
  56. Smith C.R., Bernardino A.F., Baco A. et al. Seven-year enrichment: macrofaunal succession in deep-sea sediments around a 30 tonne whale fall in the Northeast Pacific // Mar. Ecol.: Prog. Ser. 2014. V. 515. P. 133–149. https://doi.org/10.3354/meps10955
  57. Stecher J., Tunnicliffe V., Türkay M. Population characteristics of abundant bivalves (Mollusca, Vesicomyidae) at a sulphide-rich seafloor site near Lihir Island, Papua New Guinea // Can. J. Zool. 2003. V. 81. P. 1815–1824.
  58. Tajima F. Statistical method for testing the neutral mutation hypothesis by DNA polymorphism // Genetics. 1989. V. 123. P. 585–595.
  59. Teixeira S., Olu K., Decker C. et al. High connectivity across the fragmented chemosynthetic ecosystems of the deep Atlantic Equatorial Belt: efficient dispersal mechanisms or questionable endemism? // Mol. Ecol. 2013. V. 22. № 18. 4663–4680. https://doi.org/10.1111/mec.12419
  60. Tran Lu Y.A., Ruault S., Daguin-Thiébaut C. et al. Subtle limits to connectivity revealed by outlier loci within two divergent metapopulations of the deep-sea hydrothermal gastropod Ifremeria nautilei // Mol. Ecol. 2022. V. 31. № 10. P. 2796–2813. https://doi.org/10.1111/mec.16430
  61. Tunnicliffe V., Breusing C. Redescription of Bathymodiolus septemdierum Hashimoto and Okutani, 1994 (Bivalvia, Mytilida, Mytilidae), a mussel broadly distributed across hydrothermal vent locations in the western Pacific and Indian Oceans // Zootaxa. 2022. V. 5214. № 3. P. 337–364.
  62. Tunnicliffe V., Juniper S.K., Sibuet M. Reducing environments of the deep-sea floor // Ecosystems of the deep oceans / Ed. P.A. Tyler. Ecosystems of the World. Amsterdam: Elsevier. 2003. V. 28. P. 81–110.
  63. van der Heijden K., Petersen J.M., Dubilier N., Borowski C. Genetic connectivity between North and South Mid-Atlantic Ridge chemosynthetic bivalves and their symbionts // PloS One. 2012. V. 7. № 7. Art. ID 39994. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0039994
  64. Van Dover C.L. The ecology of deep-sea hydrothermal vents. Princeton, N. J.: Princeton Univ. Press. 2000. 415 p.
  65. Vrijenhoek R.C. Genetic diversity and connectivity of deep-sea hydrothermal vent metapopulations // Mol. Ecol. 2010. V. 19. № 20. P. 4391–4411. https://doi.org/10.1111/j.1365-294X.2010.04789.x
  66. Wang X., Kong L., Chen J. et al. Phylogeography of bivalve Meretrix petechialis in the Northwestern Pacific indicated by mitochondrial and nuclear DNA data // PLoS One. 2017. V. 12. № 8. Art. ID e0183221. https://doi.org/10.1371/journal. pone.0183221
  67. Xu T., Sun J., Watanabe H.K. et al. Population genetic structure of the deep-sea mussel Bathymodiolus platifrons (Bivalvia: Mytilidae) in the Northwest Pacific // Evol. Appl. 2018. V. 11. P. 1915–1930. https://doi.org/10.1111/eva.12696
  68. Yang C.H., Tsuchida S., Fujikura K. et al. Connectivity of the squat lobsters Shinkaia crosnieri (Crustacea: Decapoda: Galatheidae) between cold seep and hydrothermal vent habitats // Bull. Mar. Sci. 2016. V. 92. № 1. P. 17–31. https://doi.org/10.5343/bms.2015.1031
  69. Young C.M., Sewell M.A., Tyler P.A., Metaxas A. Biogeographic and bathymetric ranges of Atlantic deep-sea echinoderms and ascidians: the role of larval dispersal // Biodiversity Conserv. 1997. V. 6. P. 1507–1522.
  70. Zelada-Mázmela E., Reyes-Flores L.E., Sánchez-Velásquez J.J. et al. Population structure and demographic history of the gastropod Thaisella chocolate (Duclos, 1832) from the Southeast Pacific inferred from mitochondrial DNA analyses // Ecol. Evol. 2022. V. 12. Art. ID e9276. https://doi.org/10.1002/ece3.9276
  71. Zhang Y., Cheng J., Sha Z., Hui M. Population genetic structure and implication for adaptive differentiation of the snail (Gastropoda, Provannidae) in deep-sea chemosynthetic ecosystems // Zool. Scr. 2024. V. 53. № 2. P. 192–206. https://doi.org/10.1111/zsc.12634

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Российская академия наук, 2025

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».