Реакции иммунной системы тихоокеанской устрицы Magallana gigas (Thunberg, 1793) при поражении сверлящей губкой Pione vastifica (Hancock, 1849)

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Тихоокеанская устрица Magallana gigas (Thunberg, 1793) является одним из наиболее распространенных объектов культивирования в мире. Несмотря на устойчивость этого вида к большинству патогенов, устричные фермы все чаще сталкиваются с проблемами, связанными с заражением различными организмами. Одним из наиболее опасных эпибионтов-вредителей является сверлящая губка Pione vastifica (Hancock, 1849). Целью данного исследования было определить влияние заражения губкой P. vastifica на иммунные параметры устрицы M. gigas. Ключевые параметры неспецифического иммунного ответа — клеточный состав гемолимфы, продукция активных форм кислорода и фагоцитарная активность, были исследованы в образцах гемолимфы методами проточной цитометрии и флуоресцентной микроскопии. У устриц с признаками перфорации раковины была обнаружена активация иммунной системы, выражавшаяся в повышении уровня продукции активных форм кислорода основными иммунными клетками гранулоцитами, а также в повышении фагоцитарной активности гранулоцитов и гиалиноцитов. При этом относительное количество гранулоцитов у устриц, пораженных сверлящей губкой, было значительно ниже, чем у здоровых особей. Поскольку гемоциты двустворчатых моллюсков участвуют в процессах биоминерализации, последний результат может свидетельствовать об инфильтрации гемоцитов в мантию, которая является основной тканью, ответственной за репарацию раковины. Это первое исследование, посвященное изучению иммунной системы тихоокеанских устриц, пораженных сверлящими губками. Полученные результаты помогают понять, как организм устриц реагирует на присутствие таких опасных эпибионтов-вредителей, как сверлящие губки.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Д. С. Лавриченко

Институт биологии южных морей им. А. О. Ковалевского Российской академии наук

Email: kladchenko_ekaterina@bk.ru
ORCID iD: 0009-0009-1148-3427
Россия, Севастополь

Э. С. Челебиева

Институт биологии южных морей им. А. О. Ковалевского Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: kladchenko_ekaterina@bk.ru
ORCID iD: 0000-0002-7662-2573
Россия, Севастополь

М. С. Подольская

Институт биологии южных морей им. А. О. Ковалевского Российской академии наук

Email: kladchenko_ekaterina@bk.ru
ORCID iD: 0000-0001-8185-3985
Россия, Севастополь

А. Ю. Андреева

Институт биологии южных морей им. А. О. Ковалевского Российской академии наук

Email: kladchenko_ekaterina@bk.ru
ORCID iD: 0000-0001-7845-0165
Россия, Севастополь

Е. С. Кладченко

Институт биологии южных морей им. А. О. Ковалевского Российской академии наук

Email: kladchenko_ekaterina@bk.ru
ORCID iD: 0000-0001-9476-6573
Россия, Севастополь

Список литературы

  1. Мальцев В.И., Петрова В.Н. Прибрежный ихтиокомплекс акватории ландшафтного рекреационного парка “Тихая бухта” (Юго-восточный Крым, Чёрное море) по результатам визуальных учётов // Вестн. Керченского гос. мор. технол. ун-та. 2021. № 3. С. 66–83. https://doi.org/10.47404/2619-0605_2021_2_66
  2. Allam B., Espinosa E.P. Bivalve immunity and response to infections: are we looking at the right place? // Fish Shellfish Immunol. 2016. V. 53. P. 4–12. https://doi.org/10.1016/j.fsi.2016.03.037
  3. Andreyeva A.Y., Kladchenko E.S., Vyalova O.Y., Kukhareva T.A. Functional characterization of the Pacific oyster, Crassostrea gigas (Bivalvia: Ostreidae), hemocytes under normoxia and short-term hypoxia // Turk. J. Fish. Aquat. Sci. 2021. V. 21. № 3. P. 125–133. https://doi.org/10.4194/1303-2712-v21_3_03
  4. Andreyeva A.Y., Kukhareva T.A., Gostyukhina O.L. et al. Impacts of ocean acidification and hypoxia on cellular immunity, oxygen consumption and antioxidant status in Mediterranean mussel // Fish Shellfish Immunol. 2024. V. 154. Art. ID109932. https://doi.org/10.1016/j.fsi.2024.109932
  5. Baden S., Hernroth B., Lindahl O. Declining populations of Mytilus spp. in North Atlantic coastal waters — a Swedish perspective // J. Shellfish Res. 2021. V. 40. № 2. P. 269–296. https://doi.org/10.2983/035.040.0207
  6. Brokordt K., Defranchi Y., Espósito I. et al. Reproduction immunity trade-off in a mollusk: hemocyte energy metabolism underlies cellular and molecular immune responses // Front. Physiol. 2019. V. 10. Art. ID77. https://doi.org/10.3389/fphys.2019.00077
  7. Burgsdorf I., Sizikov S., Squatrito V. et al. Lineage-specific energy and carbon metabolism of sponge symbionts and contributions to the host carbon pool // ISME J. 2022. V. 16. № 4. P. 1163–1175. https://doi.org/10.1038/s41396-021-01165-9
  8. Carballal M.J., Villalba A., López C. Seasonal variation and effects of age, food availability, size, gonadal development, and parasitism on the hemogram of Mytilus galloprovincialis // J. Invertebr. Pathol. 1998. V. 72. № 3. P. 304–312. https://doi.org/10.1006/jipa.1998.4779
  9. Carroll J.M., OʼShaughnessy K.A., Diedrich G.A., Finelli C.M. Are oysters being bored to death? Influence of Cliona celata on Crassostrea virginica condition, growth and survival // Dis. Aquat. Org. 2015. V. 117. № 1. P. 31–44. https://doi.org/10.3354/dao02928
  10. Chelebieva E.S., Lavrichenko D.S., Gostyukhina O.L. et al. The boring sponge (Pione vastifica, Hancock, 1849) induces oxidative stress in the Pacific oyster (Magallana gigas, Thunberg, 1793) // Comp. Biochem. Physiol. Pt. B: Biochem. Mol. Biol. 2024. V. 273. Art. ID110980. https://doi.org/10.1016/j.cbpb.2024.110980
  11. Cheng G., Lambeth J.D. NOXO1, regulation of lipid binding, localization, and activation of Nox1 by the Phox homology (PX) domain // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. № 6. P. 4737–4742. https://doi.org/10.1074/jbc.M305968200
  12. Ciacci C., Betti M., Canonico B. et al. Specificity of anti-Vibrio immune response through p38 MAPK and PKC activation in the hemocytes of the mussel Mytilus galloprovincialis // J. Invertebr. Pathol. 2010. V. 105. № 1. P. 49–55. https://doi.org/10.1016/j.jip.2010.05.010
  13. Comps M., Bonami J.R., Vago C. A virus disease of the Portuguese oyster (Crassostrea angulata Lmk) // C.R. Acad. Sci. Paris. Sér. D. 1976. V. 282. № 22. P. 139–143.
  14. Daume S., Fromont J., Parker F. et al. Quantifying sponge erosions in Western Australian pearl oyster shells //Aquacult. Res. 2010. V. 41. № 9. P. e260–e267. https://doi.org/10.1111/j.1365-2109.2010.02518.x
  15. Davinack A.A., Strong M., Brennessel B. Worms on the Cape: an integrative survey of polydorid infestation in wild and cultivated oysters (Crassostrea virginica) from Massachusetts, USA // Aquaculture. 2024. V. 581. Art. ID740366. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2023.740366
  16. De la Ballina N.R., Maresca F., Cao A., Villalba A. Bivalve haemocyte subpopulations: a review // Front. Immunol. 2022. V. 13. Art. ID826255.
  17. https://doi.org/10.3389/fimmu.2022.826255
  18. Demann F., Wegner K.M. Infection by invasive parasites increases susceptibility of native hosts to secondary infection via modulation of cellular immunity // J. Anim. Ecol. 2019. V. 88. № 3. P. 427–438. https://doi.org/10.1111/1365-2656.12939
  19. Dieudonne J., Carroll J.M. The impacts of boring sponges on oyster health across multiple sites and tidal heights // Estuaries Coasts. 2022. V. 45. № 1. P. 213–224. https://doi.org/10.1007/s12237-021-00942-1
  20. Donaghy L., Kim B.K., Hong H.K. et al. Flow cytometry studies on the populations and immune parameters of the hemocytes of the Suminoe oyster, Crassostrea ariakensis // Fish Shellfish Immunol. 2009. V. 27. № 2. P. 296–301. https://doi.org/10.1016/j.fsi.2009.05.010
  21. Evariste L., Auffret M., Audonnet S. et al. Functional features of hemocyte subpopulations of the invasive mollusk species Dreissena polymorpha // Fish Shellfish Immunol. 2016. V. 56. P. 144–154. https://doi.org/10.1016/j.fsi.2016.06.054
  22. Faisal M., MacIntyre E.A., Adham K.G. et al. Evidence for the presence of protease inhibitors in eastern (Crassostrea virginica) and Pacific (Crassostrea gigas) oysters // Comp. Biochem. Physiol. Pt. B: Biochem. Mol. Biol. 1998. V. 121. № 2. P. 161–168. https://doi.org/10.1016/s0305-0491(98)10084-6
  23. Fallet M., Montagnani C., Petton B. et al. Early life microbial exposures shape the Crassostrea gigas immune system for lifelong and intergenerational disease protection // Microbiome. 2022. V. 10. № 1. Art. ID85. https://doi.org/10.1186/s40168-022-01280-5
  24. Ferrario F., Calcinai B., Erpenbeck D. et al. Two Pione species (Hadromerida, Clionaidae) from the Red Sea: a taxonomical challenge // Org. Diversity Evol. 2010. V. 10. P. 275–285. https://doi.org/10.1007/s13127-010-0027-x
  25. Freire J.M.S., Farias N.D., Hégaret H., Da Silva P.M. Morphological and functional characterization of the oyster Crassostrea gasar circulating hemocytes: cell types and phagocytosis activity // Fish Shellfish Immunol. Rep. 2023. V. 4. Art. ID100089. https://doi.org/10.1016/j.fsirep.2023.100089
  26. Gajbhiye D.S., Khandeparker L. Immune response of the short neck clam Paphia malabarica to salinity stress using flow cytometry // Mar. Environ. Res. 2017. V. 129. P. 14–23. https://doi.org/10.1016/j.marenvres.2017.04.009
  27. Gu J., Zhang H., Wen C. et al. Purification, characterization, antioxidant and immunological activity of polysaccharide from Sagittaria sagittifolia L. // Food Res. Int. 2020. V. 136. Art. ID109345. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2020.109345
  28. Hanley T.C., White J.W., Stallings C.D., Kimbro D.L. Environmental gradients shape the combined effects of multiple parasites on oyster hosts in the northern Gulf of Mexico // Mar. Ecol. Prog. Ser. 2019. V. 612. P. 111–125. https://doi.org/10.3354/meps12849
  29. Jiang S., Jia Z., Zhang T. et al. Functional characterisation of phagocytes in the Pacific oyster Crassostrea gigas // Peer J. 2016. V. 4. Art. ID e2590. https://doi.org/10.7717/peerj.2590
  30. Kim J.H., Lee H.M., Cho Y.G. et al. Flow cytometric characterization of the hemocytes of blood cockles Anadara broughtonii (Schrenck, 1867), Anadara kagoshimensis (Lischke, 1869), and Tegillarca granosa (Linnaeus, 1758) as a biomarker for coastal environmental monitoring // Mar. Pollut. Bull. 2020. V. 160. Art. ID111654. https://doi.org/10.1016/j.marpolbul.2020.111654
  31. Kingma E. The role of the excavating sponge Cliona celata in oyster shells / Masterʼs thesis. 2022.
  32. Kladchenko E.S., Chelebieva E.S., Podolskaya M.S. et al. Effects of boring sponge Pione vastifica (Hancock, 1849) infestation on redox status and histological structure in Pacific oyster Magallana gigas (Thunberg, 1793) gills // Ecol. Montenegr. 2024. V. 77. P. 211–223. https://doi.org/10.37828/em.2024.77.21
  33. Kumar P.S. Bioeroding sponges in aquaculture systems // Marine sponges: Chemicobiological and biomedical applications. 2016. P. 53–56. https://doi.org/10.1007/978-81-322-2794-6_4
  34. Labreuche Y., Soudant P., Gonçalves M. et al. Effects of extracellular products from the pathogenic Vibrio aestuarianus strain 01/32 on lethality and cellular immune responses of the oyster Crassostrea gigas // Dev. Comp. Immunol. 2006a. V. 30. № 4. P. 367–379. https://doi.org/10.1016/j.dci.2005.05.003
  35. Labreuche Y., Lambert C., Soudant P. et al. Cellular and molecular hemocyte responses of the Pacific oyster, Crassostrea gigas, following bacterial infection with Vibrio aestuarianus strain 01/32 // Microbes Infect. 2006b. V. 8. № 12–13. P. 2715–2724. https://doi.org/10.1016/j.micinf.2006.07.020
  36. Lambert C., Soudant P., Choquet G., Paillard C. Measurement of Crassostrea gigas hemocyte oxidative metabolism by flow cytometry and the inhibiting capacity of pathogenic vibrios // Fish Shellfish Immunol. 2003. V. 15. № 3. P. 225–240. https://doi.org/10.1016/s1050-4648(02)00160-2
  37. Lau Y.T., Gambino L., Santos B. et al. Transepithelial migration of mucosal hemocytes in Crassostrea virginica and potential role in Perkinsus marinus pathogenesis // J. Invertebr. Pathol. 2018. V. 153. P. 122–129. https://doi.org/10.1016/j.jip.2018.03.004
  38. Li H., Parisi M.G., Toubiana M. et al. Lysozyme gene expression and hemocyte behaviour in the Mediterranean mussel, Mytilus galloprovincialis, after injection of various bacteria or temperature stresses // Fish Shellfish Immunol. 2008. V. 25. № 1–2. P. 143–152. https://doi.org/10.1016/j.fsi.2008.04.001
  39. Longshaw M., Feist S.W., Bateman K.S. Parasites and pathogens of the endosymbiotic pea crab (Pinnotheres pisum) from blue mussels (Mytilus edulis) in England // J. Invertebr. Pathol. 2012. V. 109. № 2. P. 235–242. https://doi.org/10.1016/j.jip.2011.11.011
  40. Lushchak V.I. Environmentally induced oxidative stress in aquatic animals // Aquat. Toxicol. 2011. V. 101. № 1. P. 13–30. https://doi.org/10.1016/j.aquatox.2010.10.006
  41. Lv Z., Qiu L., Wang W. et al. RGD-labeled hemocytes with high migration activity display a potential immunomodulatory role in the pacific oyster Crassostrea gigas // Front. Immunol. 2022. V. 13. Art. ID914899. https://doi.org/10.3389/fimmu.2022.914899
  42. Mann R.L., Burreson E.M., Baker P.K. The decline of the Virginia oyster fishery in Chesapeake Bay: considerations for introduction of a non-endemic species, Crassostrea gigas (Thunberg, 1793) // J. Shellfish Res. 1991. V. 10. № 2. Art. ID379.
  43. Mao Che L., Le Campion-Alsumard T., Boury-Esnault N. et al. Biodegradation of shells of the black pearl oyster, Pinctada margaritifera var. cumingii, by microborers and sponges of French Polynesia // Mar. Biol. 1996. V. 126. P. 509–519.
  44. Martinelli J.C., Lopes H.M., Hauser L. et al. Confirmation of the shell-boring oyster parasite Polydora websteri (Polychaeta: Spionidae) in Washington State, USA // Sci. Rep. 2020. V. 10. № 1. Art. No. 3961. https://doi.org/10.1038/s41598-020-60805-w
  45. Martínez-García M.F., Ruesink J.L., Grijalva-Chon J.M. et al. Socioecological factors related to aquaculture introductions and production of Pacific oysters (Crassostrea gigas) worldwide // Rev. Aquacult. 2022. V. 14. № 2. P. 613–629. https://doi.org/10.1111/raq.12615
  46. Miossec L., Le Deuff R.M., Goulletquer P. Alien species alert: Crassostrea gigas (Pacific oyster) // ICES Coop. Res. Rep. 2009. № 299. https://doi.org/10.17895/ices.pub.5417
  47. Montes J.F., Del Rió J.A., Durfort M., García-Valero J. The protozoan parasite Perkinsus atlanticus elicits a unique defensive response in the clam Tapes semidecussatus // Parasitology. 1997. V. 114. № 4. P. 339–349. https://doi.org/10.1017/S003118209600861X
  48. Montes J.F., Durfort M., García-Valero J. Cellular defence mechanism of the clam Tapes semidecussatus against infection by the protozoan Perkinsus sp. // Cell Tissue Res. 1995. V. 279. P. 529–538. https://doi.org/10.1007/bf00318165
  49. Moore J.D. Disease and potential disease agents in wild and cultured abalone // Abalone: Biology, ecology, aquaculture and fisheries. Elsevier. 2023. P. 189–250. (Dev. Aquacult. Fish. Sci.; V. 42). https://doi.org/10.1016/B978-0-12-814938-6.00007-5
  50. Okon E.M., Birikorang H.N., Munir M.B. et al. A global analysis of climate change and the impacts on oyster diseases // Sustainability. 2023. V. 15. № 17. Art. ID12775. https://doi.org/10.3390/su151712775
  51. Orensanz J.M., Schwindt E., Pastorino G. et al. No longer the pristine confines of the world ocean: a survey of exotic marine species in the southwestern Atlantic // Biol. Invasions. 2002. V. 4. P. 115–143. https://doi.org/10.1023/A:1020596916153
  52. Panebianco A., Rey-Campos M., Romero A. et al. Mytilus galloprovincialis releases immunologically functional haemocytes to the intervalvar space in response to tissue injury and infection // Fish Shellfish Immunol. 2023. V. 138. Art. ID108806. https://doi.org/10.1016/j.fsi.2023.108806
  53. Parisi M.G., Li H., Jouvet L.B. et al. Differential involvement of mussel hemocyte sub-populations in the clearance of bacteria // Fish Shellfish Immunol. 2008. V. 25. № 6. P. 834–840. https://doi.org/10.1016/j.fsi.2008.09.005
  54. Park K.I., Lee M., Liu Y. et al. Flexible nanocomposite generator made of BaTiO3 nanoparticles and graphitic carbons // Adv. Mater. 2012. V. 24. № 22. P. 2999–3004. https://doi.org/10.1002/adma.201200105
  55. Peng M., Cardoso J.C., Pearson G. et al. Core genes of biomineralization and cis-regulatory long non-coding RNA regulate shell growth in bivalves // J. Adv. Res. 2024. V. 64. P. 117–129. https://doi.org/10.1016/j.jare.2023.11.024
  56. Petton B., Destoumieux-Garzón D., Pernet F. et al. The Pacific oyster mortality syndrome, a polymicrobial and multifactorial disease: state of knowledge and future directions // Front. Immunol. 2021. V. 12. Art. ID630343. https://doi.org/10.3389/fimmu.2021.630343
  57. Proestou D.A., Sullivan M.E. Variation in global transcriptomic response to Perkinsus marinus infection among eastern oyster families highlights potential mechanisms of disease resistance // Fish Shellfish Immunol. 2020. V. 96. P. 141–151. https://doi.org/10.1016/j.fsi.2019.12.001
  58. Pyecroft S.B. Shell-boring polychaetes (mudworms) and sponges affecting oysters, scallops, and abalone // Aquaculture pathophysiology. V. 2: Crustacean and mollusks diseases. Acad. Press, 2022. P. 583–591. https://doi.org/10.1016/B978-0-323-95434-1.00077-2
  59. Rey-Campos M., Moreira R., Valenzuela-Muñoz V. et al. High individual variability in the transcriptomic response of Mediterranean mussels to Vibrio reveals the involvement of myticins in tissue injury // Sci. Rep. 2019. V. 9. № 1. Art. No. 3569. https://doi.org/10.1038/s41598-019-39870-3
  60. Rioult D., Lebel J.M., Le Foll F. Cell tracking and velocimetric parameters analysis as an approach to assess activity of mussel (Mytilus edulis) hemocytes in vitro // Cytotechnology. 2013. V. 65. P. 749–758. https://doi.org/10.1007/s10616-013-9558-2
  61. Rosell D., Uriz M.J., Martin D. Infestation by excavating sponges on the oyster (Ostrea edulis) populations of the Blanes littoral zone (north-western Mediterranean Sea) // J. Mar. Biol. Assoc. U. K., 1999. V. 79. № 3. P. 409–413.
  62. Rützler K., Stone S.M. Discovery and significance of Albany Hancock’s microscope preparations of excavating sponges (Porifera: Hadromerida: Clionidae) // Proc. Biol. Soc. Wash. 1986. V. 99. P. 658–675.
  63. Takahashi K.G., Izumi-Nakajima N., Mori K. Unique phagocytic properties of hemocytes of Pacific oyster Crassostrea gigas against yeast and yeast cell-wall derivatives // Fish Shellfish Immunol. 2017. V. 70. P. 575–582.
  64. Terahara K., Takahashi K.G. Mechanisms and immunological roles of apoptosis in molluscs // Curr. Pharm. Des. 2008. V. 14. № 2. P. 131–137. https://doi.org/10.2174/138161208783378725
  65. Warme J.E., Marshall N.F. Marine borers in calcareous terrigenous rocks of the Pacific coast // Am. Zool. 1969. V. 9. № 3. P. 765–774. https://doi.org/10.1093/icb/9.3.765
  66. Watts J.C., Carroll J.M., Munroe D.M., Finelli C.M. Examination of the potential relationship between boring sponges and pea crabs and their effects on eastern oyster condition // Dis. Aquat. Org. 2018. V. 130. № 1. P. 25–36.
  67. Weng N., Meng J., Huo S. et al. Hemocytes of bivalve mollusks as cellular models in toxicological studies of metals and metal-based nanomaterials // Environ. Pollut. 2022. V. 312. Art. ID120082. https://doi.org/10.1016/j.envpol.2022.120082
  68. Yang Q., Yu X., Du C. et al. Bacterial challenge undermines the innate immune response in Hyriopsis cumingii // Aquaculture. 2021. V. 530. Art. ID735783.
  69. Yarra T., Ramesh K., Blaxter M. et al. Transcriptomic analysis of shell repair and biomineralization in the blue mussel, Mytilus edulis // BMC Genomics. 2021. V. 22. № 1. Art. ID437.
  70. Zundelevich A., Lazar B., Ilan M. Chemical versus mechanical bioerosion of coral reefs by boring sponges-lessons from Pione cf. vastifica // J. Exp. Biol. 2007. V. 210. № 1. P. 91–96. https://doi.org/10.1242/jeb.02627

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Раковина тихоокеанской устрицы Magallana gigas в здоровом состоянии (а) и зараженная сверлящей губкой (б).

Скачать (36KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Изменение функциональных показателей гемоцитов устрицы Magallana gigas при поражении сверлящей губкой: (а) – график распределения содержания ДНК: красный пик – диплоидный пик ДНК, розовый пик – теоретическое изображение пика делящихся клеток; (б) – пример идентификации клеточных типов гемоцитов на двухпараметрическом графике FS/SS; (в) – клеточный состав гемолимфы; (г) – уровень продукции АФК в нестимулированных гемоцитах; (д) – фагоцитарная активность гемоцитов.

Скачать (55KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».