Blood erythrocytes – a biological model for evaluating antioxidant activity of chemical compounds

Cover Page

Cite item

Full Text

Abstract

This review presents an analysis of literature, including our own work, on various aspects of using RBC as an in vitro model in the comprehensive evaluation of antioxidant activity of a wide range of natural and synthetic compounds, their mixtures, and plant extracts. The existing practice of using human, laboratory, and domestic animal red blood cells is examined. The characteristics of the most commonly used initiators of oxidative stress in such studies, 2,2'-azobis(2-amidinopropane)dihydrochloride (AAPH) and H2O2, as well as the mechanisms underlying the development of the hemolytic process are discussed. A critical analysis of methodological approaches to assessing the level of hemolysis is provided. The review further discusses the evaluation of erythrocyte survival under oxidative stress conditions and the ability of the tested compounds to act as membrane protectors. The text considers the criteria for a comprehensive assessment of erythrocytes, facilitating the study of cellular and molecular mechanisms underlying antioxidant activity of a wide range of substances on a model of oxidative hemolysis of erythrocytes. Traditional methods include assessment of the intensity of membrane lipid peroxidation (LPO) processes through measurement of concentration of products that react with 2-thiobarbituric acid, a s well assessment of relative content of oxidized forms of hemoglobin in erythrocytes. The use of modern fluorescent methods is another promising approach. In particular, the fluorescence of heme degradation products, the decrease in intensity of which can indicate the presence of antioxidant activity in the compounds under investigation, is a sensitive marker of oxidative stress in erythrocytes. Another prominent fluorescent method is the assessment of the level of oxidative stress by measuring the intracellular concentration of ROS in erythrocytes. Analysis of our own and literature data allows us to recommend the method of oxidative hemolysis of erythrocytes as the method to screen newly developed compounds in order to select the most interesting candidates for further in-depth studies. It is appropriate for establishing the structure-activity relationship and developing a strategy for the targeted synthesis of new biologically active compounds combining high hemocompatibility and antioxidant activity, promising for biomedical applications.

Full Text

1. ВВЕДЕНИЕ

Активные формы кислорода (АФК) генерируются в ходе нормального метаболизма и участвуют в различных клеточных процессах, образуются при воздействии физических факторов и при метаболизме ксенобиотиков [1–5]. Вместе с тем избыток АФК опасен для клеток, что обусловлено их способностью вызывать окислительную модификацию ключевых биомолекул: перекисное окисление липидов (ПОЛ), карбонилирование белков, образование карбонильного (альдегидно-кетонового) аддукта, нитрование, сульфоксидирование, повреждение цепи ДНК (разрывы или окисление азотистых оснований) [6]. Интенсификация процессов ПОЛ сопровождается изменениями структуры и свойств биологических мембран и функции клеток. Соединения, способные препятствовать окислению или замедлять его, действуя в более низкой концентрации по сравнению с концентрацией защищаемого субстрата, относят к антиоксидантам [2]. Усиление образования АФК наряду с уменьшением выработки антиоксидантов приводит к дисбалансу между количеством химически активных окислителей и способностью биологической системы к детоксикации, что идентифицируется как окислительный стресс [6–11].

В настоящее время окислительный стресс ассоциируется со старением и многочисленными хроническими заболеваниями, включая ревматоидный артрит, атеросклероз, сахарный диабет, неврологические и нейродегенеративные расстройства, а также сердечно-сосудистые патологии [2, 3, 6, 9, 12–21]. В последние два десятилетия активно разрабатываются терапевтические стратегии, нацеленные на использование регуляторов свободно-радикальных процессов для лечения заболеваний, связанных с интенсификацией образования АФК [18, 22]. Как природные, так и синтетические антиоксиданты широко используются не только в фармацевтике, но и в пищевой промышленности [3, 20, 23–28]. Вместе с тем сохраняет актуальность поиск новых эффективных и малотоксичных антиоксидантов, их выделение и производство из доступного растительного сырья [11, 29, 30]. В этом плане предметом интенсивных исследований все чаще становятся растительные фенолы вследствие их доступности, высокой биологической активности и меньших побочных эффектов по сравнению с синтетическими антиоксидантами [5, 18, 22, 30–32].

Многолетний опыт исследований природных и синтетических соединений, биологически активных комплексов естественного происхождения и пищевых продуктов свидетельствует о том, что на сегодняшний день не существует простых и универсальных методов оценки антиоксидантной активности в системах in vitro [5, 11, 23, 25, 33–42]. Получившие широкое распространение химические тесты не в полной мере учитывают параметры, имеющие значение в биологическом окружении, в том числе липофильность, биодоступность [5, 43, 44], а также 3D-структуру антиоксидантов [22]. Известно, что липофильность, степень инкорпорации, распределение и ориентация в липидном бислое клеточной мембраны, а также способность к ее стабилизации за счет уменьшения текучести являются факторами, вносящими решающий вклад в эффективность некоторых фенольных антиоксидантов [45–52]. Полагают, что способность этих соединений ограничивать текучесть мембран затрудняет диффузию свободных радикалов и таким образом снижает интенсивность свободнорадикальных реакций [46]. С мембраностабилизирующим действием связывают биологическую активность витамина Е [53] и танинов [54]. Способностью взаимодействовать с гидрофобными и/или гидрофильными областями мембраны посредством образования водородных связей отчасти обусловлена цитопротекторная и антиоксидантная активность отдельных амфифильных производных кофеина [55]. Взаимодействием флавоноидов с мембраной эритроцитов путем образования гидрофобных и гидрофильных связей с белками и липидами объясняют антиоксидантный и мембранопротекторный эффекты экстракта папайи [56]. Проведенные нами комплексные исследования механизмов биологической активности широко известного пространственно-затрудненного фенольного антиоксиданта ВНТ (бутилированный гидрокситолуол, ионол) и новых полусинтетических изоборнилфенолов, синтезированных в Институте химии Коми НЦ УрО РАН, также указывают на то, что способность фенольных антиоксидантов взаимодействовать с клеточной мембраной – важный фактор, определяющий их активность [57, 58].

Таким образом, необходимым условием выявления потенциальных биоантиоксидантов является комплексный подход, сочетающий использование тест-систем различной степени сложности, включая репрезентативные биологические модели, в том числе клеточные [34, 38, 39, 42–44, 59–63].

2. ЭРИТРОЦИТ – УНИВЕРСАЛЬНАЯ БИОЛОГИЧЕСКАЯ МОДЕЛЬ in vitro

В последние десятилетия эритроциты являются предметом интенсивного научного интереса [64]. Это уникальные, высокоспециализированные и самые распространенные в организме человека клетки, функция которых не ограничивается транспортом O2 и CO2 [64–66]. Зрелые эритроциты млекопитающих не обладают внутренними органеллами, что дает возможность изучать функциональные свойства плазматической мембраны без помех, накладываемых внутриклеточными мембранными образованиями [64, 67–74]. Менее специализированная, чем другие клеточные мембраны, мембрана эритроцитов осуществляет общие функции, что позволяет рассматривать эритроцит как универсальную репрезентативную модель для изучения мембранных систем других клеток [71, 72, 74–77]. Отсутствие ядра и митохондрий исключает влияние АФК на транскрипцию и регуляцию экспрессии генов [43, 78, 61], а также продукцию АФК митохондриями [79], что выгодно отличает эритроцит как модельный объект от других клеток млекопитающих.

Вследствие значительного содержания полиненасыщенных жирных кислот в липидах мембран, а также высокой концентрации гемоглобина, являющегося промотором окислительных процессов, эритроциты высокочувствительны к окислительным повреждениям [39, 47, 64, 66, 80–90]. Основной источник внутриклеточных АФК в эритроцитах – автоокисление оксигемоглобина, в результате которого образуется супероксид (О2–) и Н2О2 [83, 91, 92].

Указанные выше особенности делают эритроциты удобной и доступной моделью in vitro при проведении токсикологических и фармакологических экспериментов [5, 90]. Эти клетки могут использоваться при изучении взаимодействия субстанций различного происхождения и назначения (в том числе лекарственных средств, пестицидов и тяжелых металлов) с клеточной мембраной [64, 77, 93, 94], токсичности ксенобиотиков [64, 90, 95], оценке потенциальной гемосовместимости [64, 96, 97]. Эритроциты могут быть полезны для выявления потенциальных антиоксидантов, установления зависимости структура–активность и детального изучения механизмов действия биологически активных соединений [5, 36, 45, 55, 61, 66, 89, 98–101]. Скрининг с использованием эритроцитов может проводиться и в доклинической оценке вновь разработанных соединений с целью отбора наиболее перспективных кандидатов для дальнейших углубленных исследований [18, 64, 102, 103]. Эксперименты in vitro с использованием клеток млекопитающих представляют интерес и с точки зрения сокращения объема экспериментов на животных, что соответствует современным этическим принципам и существенно удешевляет работы [42, 64, 90, 104].

При проведении экспериментов in vitro практикуется использование эритроцитов млекопитающих разных видов, прежде всего это человек [15, 55, 56, 64, 105–111] и лабораторные животные: кролики [39, 100], крысы [47, 70, 86, 89, 112, 113] и мыши [114–117]. Кроме того, возможно использование эритроцитов овец [30, 39, 44, 118], крупного рогатого скота [39, 119, 94], свиней [120], верблюдов [94] и лошадей [39, 98]. В большинстве публикаций выбор источника эритроцитов никак не обосновывается, очевидно, он обусловлен их доступностью для конкретной лаборатории [39, 121].

Необходимо отметить существование явно выраженных различий между эритроцитами млекопитающих различных видов, включая человека, в том числе по характеристикам липидов мембран [94, 122, 123]. Нами, в частности, были обобщены результаты сравнительного анализа состава фосфолипидов эритроцитов крови различных видов грызунов, выявлены существенные межвидовые различия в соотношении холинсодержащих фракций фосфолипидов (фосфатидилхолина и сфингомиелина) [121]. Экспериментально подтверждено, что указанные особенности структуры эритроцитарных мембран обусловливают различия в реакции эритроцитов грызунов разных видов на воздействие химических соединений, способных взаимодействовать с липидами мембраны [124]. На вариабельность ответа эритроцитов животных разных видов на воздействие природных соединений, тяжелых металлов и АФК указано и в работах [39, 94, 125, 126]. Таким образом, использование эритроцитов в качестве модели in vitro при изучении механизмов действия соединений различной природы предполагает адекватный выбор их источника и выполнение всех экспериментов на одном объекте [121, 124].

3. ЭРИТРОЦИТЫ В ИССЛЕДОВАНИИ АНТИОКСИДАНТНОЙ И МЕМБРАНОПРОТЕКТОРНОЙ АКТИВНОСТИ

Использование эритроцитов непосредственно для выявления антиоксидантной активности различных субстанций, а также в целях углубленного изучения ее молекулярных и клеточных механизмов началось в 80–90-х гг. XX столетия [45, 67, 105, 127]. С тех пор метод окислительного гемолиза, основанный на ингибировании антиоксидантами повреждений мембраны эритроцитов, индуцированных источниками свободных радикалов, нашел широкое применение в мировой практике. Разработаны и продолжают совершенствоваться его различные вариации и комбинации с другими методами [5, 39, 62, 69, 70, 98, 128].

Окислительный гемолиз эритроцитов активно используется для оценки антиоксидантных свойств экстрактов лекарственных и пищевых растений [5, 29, 43, 56, 62, 108, 109, 112, 119, 129–132], а также соков, вина и чая [36, 129, 133]. Указанный метод нашел широкое применение при выявлении и изучении антиоксидантной активности индивидуальных соединений растительного происхождения, их производных и смесей, в том числе фенольных кислот и полифенолов [48, 30, 60, 118, 134–137], алкалоидов [55], поли- [113, 114, 138, 139] и олигосахаридов [38, 106, 115, 116], гликопротеинов [140], аминокислот [141], пептидов [100, 110], а также синтетических низкомолекулярных соединений [73, 142, 143].

В последние годы окислительный гемолиз эритроцитов активно используется и в нашей лаборатории при исследовании антиоксидантной активности разнообразных гидроксиароматических соединений [58, 144–166], их конъюгатов с порфиринами [167], растительными полисахаридами [168, 169], полиэтиленгликолями [170] и наночастицами на основе бёмита (γ-AlO(OH)) [171–173]. С использованием эритроцитов в качестве клеточной модели нами проведена сравнительная оценка антиоксидантных свойств производных хлорофилла а [174], различных гетероциклических соединений [175–177], аллилполиалкоксибензенов [178], монотерпеновых спиртов [179], комплексов меди с терпеновыми производными этилендиамина [180], антрахинонов [181–192], широкого спектра сероорганических соединений [182–192]. Нашел свое применение этот подход и в комплексном изучении биологической активности растительных экстрактов: древесной зелени сосны и лиственницы [193], плодов жимолости голубой [194], барбариса [195], рябины обыкновенной [196], а также отрубей пшеницы различных сортов [197].

Окислительный гемолиз может быть инициирован различными химическими веществами, способными к образованию радикалов. Чаще всего для этих целей используют 2,2ʹ-азобис(2-амидинопропан)дигидрохлорид (ААРН) [5, 29, 38, 39, 44, 45, 55, 59, 62, 69, 98–100, 105, 106, 108–110, 114, 118, 127, 130, 132, 134, 136–140, 142, 143, 198, 199] и пероксид водорода [38, 56, 62, 66, 105, 112, 115, 117, 119, 131, 135]. ААРН – небольшая молекула, при разложении которой в водной фазе с постоянной скоростью образуются сначала алкильные (R•), а далее, вследствие реакции с кислородом, – пероксильные (ROO•) радикалы, воздействующие на мембрану эритроцита [5, 39, 62, 67, 69, 105, 127, 200]. AAPH индуцирует гемолиз, интенсивность которого зависит от времени и концентрации AAPH. Характеризующая его сигмоидальная кривая имеет лаг-фазу, уменьшающуюся с увеличением концентрации ААРН [39, 106]. Гемолиз, индуцированный AAPH, включает полное и быстрое истощение внутриклеточного восстановленного глутатиона [69, 105, 106], за которым следует ПОЛ, окисление и деградация мембранных белков с образованием высокомолекулярных продуктов [59, 69, 70, 105, 106, 198, 200], окисление оксигемоглобина [98, 106, 136] и транспортных трансмембранных белков полосы 3 [70, 132, 200], и в конечном итоге к лизису клеток.

В отличие от ААРН, Н2О2 – физиологический гидропероксид, который постоянно образуется в различных органах и клетках, включая эритроциты, вследствие дисмутации супероксидного анион-радикала О2•– [84, 201]. Экзогенный пероксид водорода легко проникает в эритроциты [84, 201] и взаимодействует с первичной мишенью – оксигемоглобином (oxyHb), окисляя его до метгемоглобина (metHb) и феррилгемоглобина (ferrylHb) с образованием высокореактивного гидроксильного радикала ОН• [84, 105, 107, 202], самого сильного из известных окислителей [60]. Феррильные производные обладают относительно высокой цитотоксичностью [203] и способны окислять различные биомолекулы, включая SH-содержащие ферменты [202]. Взаимодействие окисленного гемоглобина с мембранными белками полосы 3 приводит к нарушению мембранного транспорта и проницаемости [66, 204]. Окисление гемоглобина Н2О2 сопровождается деградацией гема, высвобождением железа и формированием флуоресцирующих продуктов [92, 205–207]. Другое последствие окислительных повреждений эритроцитов крови под воздействием Н2О2 – активация ПОЛ [66, 67, 127].

Общий механизм действия антиоксидантов в условиях окислительного гемолиза эритроцитов может включать их взаимодействие с фосфолипидами мембраны, способствующее снижению текучести; ингибирование перекисного окисления мембранных липидов; хелатирование Fe2+, высвобождающегося при окислении гемоглобина; взаимодействие с триптофановыми остатками белков, включая белки полосы 3 [5, 208]. О наличии антиоксидантной и мембранопротекторной активности у исследуемых субстанций судят по их способности увеличивать выживаемость эритроцитов в условиях окислительного стресса. В процессе исследования оценивают уровень гемолиза (в динамике) и наличие лаг-фазы, т.е. времени, в течение которого соединения, обладающие антиоксидантной активностью, способны полностью ингибировать гемолиз. Добавление экзогенных антиоксидантов удлиняет лаг-фазу, а разница в лаг-фазе в присутствии и при отсутствии антиоксидантов рассматривается как период ингибирования, отражающий способность антиоксиданта защищать эритроциты [39, 67, 88, 106, 134, 200].

Количественная оценка уровня гемолиза, как правило, проводится спектрофотометрическим методом по концентрации гемоглобина. В большинстве публикаций содержится информация об определении степени гемолиза по абсорбции предварительно отцентрифугированного супернатанта при λ = 540–544 нм, что соответствует максимуму поглощения оксигемоглобина (oxyHb) [39]. Однако при указанной длине волны можно корректно определять лишь концентрацию оксигемоглобина, тогда как в процессе окислительного гемолиза происходит образование метгемоглобина (metHb) и смещение максимума поглощения, вследствие чего истинная степень гемолиза недооценивается [5, 98]. Выход из этой ситуации – регистрация поглощения при λ = 523–524 нм или при 591 нм – изосбестических точках в реакции окисления гемоглобина. В этом случае независимо от степени окисления гемоглобина измеренная абсорбция будет отражать концентрацию всего высвобожденного гемоглобина [5, 39, 98, 209].

Оценка антиоксидантной активности широкого спектра субстанций методом окислительного гемолиза предусматривает использование комплекса критериев, характеризующих состояние эритроцитов. К числу традиционных методов относится анализ интенсивности процессов ПОЛ на основании концентрации продуктов, реагирующих с 2-тиобарбитуровой кислотой, а также определение относительного содержания окисленных форм гемоглобина (metHb и ferrylHb) в эритроцитах. Соединения, обладающие антиоксидантной активностью, не только увеличивают выживаемость эритроцитов, ингибируя окислительный гемолиз (т.е. проявляют мембранопротекторную активность), но и способствуют снижению интенсивности ПОЛ в мембранах эритроцитов. Образующиеся вследствие интенсификации ПОЛ гидроперекиси липидов очень нестабильны и быстро распадаются на вторичные продукты, такие как альдегиды (например, 4-гидрокси-2,3ноненаль) и малоновый диальдегид (MDA) [5, 210]. MDA представляет собой высокореактивную бифункциональную молекулу, способную нарушать различные функции мембран путем сшивания белков и фосфолипидов, что, в конечном итоге, приводит к их разрушению [66, 211–213]. Ввиду того, что MDA способен взаимодействовать с 2-тиобарбитуровой кислотой (2-thiobarbituric acid, TBA) с образованием окрашенного комплекса, оценка интенсивности процессов ПОЛ в мембранах эритроцитов на основании концентрации ТВА-активных продуктов (TBA-reactive substances, TBA-RS) широко используется при оценке антиоксидантной активности различных соединений [5, 29, 30, 44, 48, 55, 60, 62, 65, 66, 69, 70, 100, 105–107, 118, 127, 136, 137, 140, 198].

Поскольку содержание гемоглобина (Hb) составляет 95–97% от общего количества белков эритроцитов, именно он является основной мишенью АФК в этих клетках. В отличие от оксигемоглобина, метгемоглобин не способен выполнять основную физиологическую функцию – транспорт кислорода, что в условиях организма приводит к возникновению острой или хронической гипоксии [55, 214, 215]. Способность потенциальных биоантиоксидантов снижать содержание продуктов окисления гемоглобина (metHb и ferrylHb) также традиционно используют при оценке активности различных соединений и экстрактов в условиях окислительного гемолиза [29, 38, 54, 55, 66, 69, 105, 106, 108, 109, 136, 204].

Перспективный подход – использование современных флуоресцентных методов. Так, помимо относительного содержания окисленных форм гемоглобина чувствительным маркером окислительного стресса является флуоресценция продуктов деградации гема в лизатах эритроцитов [92, 206, 207, 2015]. Нами экспериментально подтверждено, что снижение интенсивности флуоресценции этих продуктов в присутствии потенциальных антиоксидантов также может использоваться как один из показателей, характеризующих антиоксидантную активность широкого спектра соединений [146–151, 153, 155, 157, 162–166, 177]. Отметим, что указанный метод может использоваться лишь в случае отсутствия собственной флуоресценции у изучаемых соединений в исследуемой области спектров (возбуждение при λ = 321 нм, эмиссия при λ = = 450–480 нм).

Актуальный флуоресцентный метод оценки уровня окислительного стресса – прямое измерение внутриклеточной концентрации АФК в эритроцитах (cellular antioxidant assay, CAA-RBC) [5]. 2',7'-Диацетат дихлордигидрофлуоресцеина (HDCF-DA) диффундирует в клетки и деацетилируется клеточными эстеразами с образованием 2',7'-дихлордигидрофлуоресцеина (H2DCF) [5, 34, 43, 61, 63, 90, 215, 216]. В процессе окислительного гемолиза эритроцитов H2DCF быстро окисляется до конечного флуоресцирующего продукта – 2,7'-дихлорфлуоресцеина (DCF). Степень ингибирования клеточной флуоресценции в последние годы широко используется в качестве одного из критериев антиоксидантной активности соединений [5, 35, 42, 43, 44, 61, 99, 111, 118, 130, 133, 139, 140, 215, 217, 218].

Исследования антиоксидантных свойств отдельных соединений, преимущественно фенольной природы, а также содержащих их растительных экстрактов может сопровождаться анализом морфологической трансформации эритроцитов, дающей ценную информацию как об особенностях взаимодействия антиоксидантов с клеточной мембраной, их распределении в ней, так и о физиологическом состоянии эритроцита в условиях окислительного стресса. Форма эритроцитов и ее изменения – важный показатель функционального состояния этих клеток в норме и при воздействии различных факторов [65, 71, 72, 208, 219–223]. По структуре поверхности эритроциты здорового организма представляют собой гетерогенную популяцию клеток, состав которой может динамически изменяться под воздействием физиологических и патологических факторов. В норме основную массу зрелых циркулирующих в крови эритроцитов составляют дискоциты [65, 224]. Вместе с тем морфологические изменения эритроцитов наблюдаются не только у циркулирующих в крови клеток, но также имеют место в условиях in vitro при взаимодействии эритроцитов с некоторыми химическими соединениями. Характер изменения формы эритроцитов вследствие интеркаляции экзогенных веществ в клеточную мембрану указывает на особенности распределения соединений во внутримембранном пространстве. Считается [225], что соединения, приводящие к образованию эхиноцитов (эритроцитов со множественными шиповидными выростами), встраиваются во внешний монослой эритроцитарной мембраны, вызывая непропорциональное увеличение его площади. В случае проникновения вещества во внутренний монослой происходит увеличение площади последнего, что приводит в конечном итоге к формированию стоматоцитов (эритроцитов чашевидной формы). Таким образом, ценная информация об особенностях взаимодействия различных соединений с мембраной и их распределении в ней может быть получена при анализе морфологической трансформации эритроцитов методом сканирующей электронной микроскопии [72, 75, 90, 225, 226]. Указанный подход использовался при изучении молекулярных и клеточных механизмов действия экстрактов растений и прополиса, содержащих природные антиоксиданты [72, 132, 199, 222, 223], индивидуальных флавоноидов и фенольных кислот [71, 219, 221], нестероидных противовоспалительных и иных фармакологических препаратов [72, 75, 220, 227, 228], производных 5-гидроксибензимидазола [226], синтезированных в ИБХФ РАН гибридных антиоксидантов (ИХФАНов) [229–231] и анфенов [232]. Для ИХФАНов отмечена не только способность изменять форму эритроцитов за счет интеркаляции веществ в мембранные слои, но и существенная гемолитическая активность в высоких концентрациях [231]. Анализ морфологической трансформации способен дать информацию не только о распределении антиоксидантов в клеточной мембране, но также и об их способности препятствовать патологической модификации формы клеток под воздействием Н2О2 [56, 112], ААРН [132], а также других индукторов окислительного гемолиза [71, 119, 221–223]. Исследование поверхностной архитектоники эритроцитов методом сканирующей электронной микроскопии проводилось и нами в комплексном изучении механизмов активности новых антиоксидантов – изоборнилфенолов и их производных [58, 233], а также терпенофенол-хлориновых конъюгатов [174]. Анализ морфологической трансформации эритроцитов при взаимодействии с изоборнилфенолами подтвердил способность этих соединений взаимодействовать с клеточной мембраной и изменять ее структурное состояние. Выявлена статистически значимая связь между характером морфологической трансформации эритроцитов (долей необратимо измененных клеток – стоматоцитов) и эритротоксичностью отдельных изоборнилфенолов [58, 233]. Изучение поверхностной структуры эритроцитов после инкубации с новыми терпенофенол-хлориновыми конъюгатами показало, что мембранопротекторная и антиоксидантная активность синтезированных соединений существенным образом зависит от их способности интеркалировать в эритроцитарную мембрану, что в значительной степени определяется природой заместителя амидной группы в положении 13(2) [174].

О способности антиоксидантов фенольной природы взаимодействовать с липидной фазой биомембран и изменять ее структуру можно судить и на основании экспериментов с дополнительным воздействием на эритроциты Triton X-100 (алкилфенилполиэтиленгликоля). Указанный неионный детергент способен проникать в липидный бислой, нарушать его структуру и увеличивать подвижность углеводородных цепей фосфолипидов, что приводит к увеличению проницаемости мембраны и, в итоге, к гемолизу [234, 235]. Определяющий фактор устойчивости мембран к воздействию Triton X-100 – степень упорядоченности ацильных цепей фосфолипидов [236]. По нашим данным, предварительная инкубация эритроцитов с терпенофенолами, содержащими свободную карбоксильную группу, усиливала их чувствительность к гемолитическому действию Triton X-100 [124, 145]. Полученные результаты позволяют предположить, что указанные фенольные антиоксиданты даже в относительно низких концентрациях, не вызывающих гемолиза, способны существенно изменять структуру липидной фазы мембран, что не может не отразиться на их биологической активности [154, 233]. Это предположение хорошо согласуется с результатами экспериментов, свидетельствующих о том, что именно различия в физико-химических особенностях структуры мембран обусловливают неодинаковую чувствительность эритроцитов млекопитающих разных видов к дестабилизирующему действию Triton X-100 [121, 124, 236].

4. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Эритроцит в системе in vitro – удобная и доступная модель для изучения молекулярных и клеточных механизмов действия антиоксидантов. Скрининг с использованием эритроцитов может применяться в оценке вновь разработанных соединений с целью отбора наиболее интересных кандидатов для дальнейшего углубленного изучения. Полученные результаты могут способствовать целенаправленному синтезу новых биологически активных соединений, сочетающих высокую гемосовместимость и антиоксидантную активность, перспективных для биомедицинского применения.

Рассмотренные в обзоре подходы, в основе которых лежит использование эритроцитов в качестве модельного объекта, далеко не исчерпывающие. Использование тех или иных методов в скрининге, нацеленном на выявление новых антиоксидантов, а также в углубленном изучении механизмов их действия зависит как от поставленных задач, так и от возможностей конкретной лаборатории. В данном обзоре сделан акцент на методы, наиболее часто применяемые в исследованиях новых субстанций, активно проводимых в последнее десятилетие на базе Института биологии Коми НЦ УрО РАН в тесном содружестве с сотрудниками Института химии Коми НЦ УрО РАН. Анализ собственных и литературных данных позволяет рекомендовать метод окислительного гемолиза эритроцитов в скрининге новых соединений с целью отбора наиболее интересных продуктов для дальнейшего углубленного изучения, исследовании зависимости структура–активность, выработке стратегии целенаправленного синтеза новых биологически активных соединений.

ФОНДОВАЯ ПОДДЕРЖКА

Работа выполнена при финансовой поддержке Министерства науки и высшего образования Российской Федерации (государственное задание № 122040600022-1).

СОБЛЮДЕНИЕ ЭТИЧЕСКИХ СТАНДАРТОВ

Настоящая статья не содержит описания исследований, выполненных автором данной работы, с участием людей или использованием животных в качестве объектов исследования.

КОНФЛИКТ ИНТЕРЕСОВ

Автор заявляет об отсутствии конфликта интересов.

ВКЛАД АВТОРОВ

Автор ОГШ написал данную статью.

ДОСТУПНОСТЬ ДАННЫХ

Данные, подтверждающие выводы настоящего ис-следования, можно получить у корреспондирующего автора по обоснованному запросу.

×

About the authors

O. G. Shevchenko

Institute of Biology of Komi Scientific Centre of the Ural Branch of the Russian Academy of Sciences

Author for correspondence.
Email: shevchenko@ib.komisc.ru
Russian Federation, ul. Kommunisticheskaya 28, Syktyvkar, 167982

References

  1. Prior R.L., Cao G. // HortScience. 2000. V. 35. P. 588– 592. https://doi.org/10.21273/HORTSCI.35.4.588
  2. Litescu S.C., Eremia S., Radu G.L. // Bio-Farms for Nutraceuticals. Advances in Experimental Medicine and Biology / Eds. Giardi M.T., Rea G., Berra B. Springer, Boston, MA, 2010. V. 698. https://doi.org/10.1007/978-1-4419-7347-4_18
  3. Neha K., Haider M.R., Pathak A., Yar M.S. // Eur. J. Med. Chem. 2019. V. 178. P. 687–704. https://doi.org/10.1016/j.ejmech.2019.06.010
  4. Shlapakova T.I., Kostin R.K., Tyagunova E.E. // Russ. J. Bioorg. Chem. 2020. V. 46. P. 657–674. https://doi.org/10.31857/S013234232005022X
  5. Cruz T.M., Lima A.S., Silva A.O., Mohammadi N., Zhang L., Azevedo L., Marques M.B., Granato D. // Food Chem. 2024. V. 440. Р. 138281. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2023.138281
  6. Pisoschi A.M., Pop A., Iordache F., Stanca L., Predoi G., Serban A.I. // Eur. J. Med. Chem. 2021. V. 209. Р. 112891. https://doi.org/10.1016/j.ejmech.2020.112891
  7. Sies H. // Am. J. Med. 1991. V. 91. P. 31S–38S. https://doi.org/10.1016/0002-9343(91)90281-2
  8. McCall M.R., Frei B. // Free Radic. Biol. Med. 1999. V. 26. P. 1034–1053. https://doi.org/10.1016/s0891-5849(98)00302-5
  9. Willett W.C. // Science. 2002. V. 296. P. 695–698. https://doi.org/10.1126/science.1071055
  10. Pizzino G., Irrera N., Cucinotta M., Pallio G., Mannino F., Arcoraci V., Squadrito F., Altavilla D., Bitto A. // Oxid. Med. Cell. Longev. 2017. V. 2017. Р. 8416763. https://doi.org/10.1155/2017/8416763
  11. Siddeeg A., AlKehayez N.M., Abu-Hiamed H.A., Al-Sanea E.A., AL-Farga A.M. // Saudi J. Biol. Sci. 2021. V. 28. P. 1633–1644. https://doi.org/10.1016/j.sjbs.2020.11.064
  12. Halliwell B., Gutteridge J.M.C. // Free Radicals in Biology and Medicine, 3rd ed. Oxford, New York: Oxford University Press, 1999. 936 p. ISBN: 9780198500452.
  13. Noda N., Wakasugi H. // Japan Med. Assoc. J. 2001. V. 44. P. 535–539.
  14. Wang X., Wang W., Li L., Perry G., Lee H., Zhu X. // Biochim. Biophys. Acta. 2014. V. 1842. P. 1240–1247. https://doi.org/10.1016/j.bbadis.2013.10.015
  15. Wojtunik-Kulesza K.A., Oniszczuk A., Oniszczuk T., Waksmundzka-Hajnos M. // Rev. Biomed. Pharmacother. 2016. V. 78. Р. 39–49. https://doi.org/10.1016/j.biopha.2015.12.024
  16. Chen C., Zhang Y., Gao Y., Xu Q., Ju X., Wang L. // J. Functional Foods. 2016. V. 26. P. 394–405. https://doi.org/10.1016/j.jff.2016.08.016
  17. Ranneh Y., Ali F., Akim A.M., Abd H., Hamid H., Khazaai A.F. // Appl. Biol. Chem. 2017. V. 60. P. 327–338. https://doi.org/10.1007/s13765-017-0285-9
  18. Liu Z.-Q. // Eur. J. Med. Chem. 2020. V. 189. Р. 112020. https://doi.org/10.1016/j.ejmech.2019.112020
  19. McKay G.J., Lyner N., Linden G.J., Kee F., Moitry M., Biasch K., Amouyel Ph., Dallongeville J., Bongard V., Ferrières J., Gey K.F., Patterson C.C., Woodside J.V. // Eur. J. Nutr. 2021. V. 60. P. 2631–2641. https://doi.org/10.1007/s00394-020-02455-2
  20. Varesi A., Varesi A., Chirumbolo S., Lim C., Pierella E, Piccini G.B., Carrara A., Ricevuti G., Scassellati C., Bonvicini C., Pascale A. // Antioxidants (Basel). 2022. V. 11. Р. 1224. https://doi.org/10.3390/antiox11071224
  21. Martemucci G., Costagliola C., Mariano M., D’Аndrea L., Napolitano P., D’Alessandro A. // Oxygen. 2022. V. 2. P. 48–78. https://doi.org/10.3390/oxygen2020006
  22. Liu Z.-Q. // Food Chem. 2022. V. 380. Р. 132143. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2022.132143
  23. Cavallini G., Dachà M., Potenza L., Ranieri A., Scattino C., Castagna A., Bergamini E. // Plant Foods Hum. Nutr. 2014. V. 69. P. 108–114. https://doi.org/10.1007/s11130-014-0414-0
  24. Carocho M., Morales P., Ferreira I.C.F.R. // Trends Food Sci. Technol. 2018. V. 71. P. 107–120. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2017.11.008
  25. Gömert E.D., Gökmen V. // Food Res. Int. 2018. V. 105. P. 76–93. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2017.10.056
  26. Olmo-Cunillera A., Escobar-Avello D., Pérez A.J., Marhuenda-Muñoz M., Lamuela-Raventós R.M., Vallverdú-Queralt A. // Nutrients. 2020. V. 12. Р. 54. https://doi.org/10.3390/nu12010054
  27. Sharma A., Yada M., Tiwari A., Ali U., Krishania M., Bala M., Mridula D., Sharma P., Goudar G., Roy J.K., Navik U., Garg M. // J. Cereal Sci. 2023. V. 112. Р. 103719. https://doi.org/10.1016/j.jcs.2023.103719
  28. Chen X., Tang W., Li X., Zhuang K., Lyu Q. // LWT. 2023. V. 177. Р. 114369. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2022.114369
  29. Jesus F., Gonçalves A.C., Alves G., Silva L.R. // Food Res. Int. 2019. V. 116. P. 600–610. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2018.08.079
  30. Zheng Q., Tan W., Feng X., Feng K., Zhong W., Liao C., Liu Y., Li S., Hu W. // Molecules. 2022. V. 27. Р. 7625. https://doi.org/10.3390/molecules27217625
  31. Adelakun O.E., Kudanga, T., Green, I.R., le Roes-Hill, M., Burton, S.G. // Process Biochem. 2012. V. 47. P. 1926– 1932. https://doi.org/10.1016/j.procbio.2012.06.027
  32. Aruwa C.E., Amoo S.O., Koorbanally N., Kudanga T. // Biocatal. Agric. Biotechnol. 2021. V. 35. Р. 102105. https://doi.org/10.1016/j.bcab.2021.102105
  33. Huang D., Ou B., Prior R.L. // J. Agric. Food Chem. 2005. V. 53. P. 184–11856. https://doi.org/10.1021/jf030723c
  34. Laguerre M., Lecomte J., Villeneuve P. // Prog. Lipid Res. 2007. V. 46. Р. 244. https://doi.org/10.1016/j.plipres.2007.05.002
  35. Singh S., Singh R.P. // Food Rev. Int. 2008. V. 24. P. 392–415. https://doi.org/10.1080/87559120802304269
  36. Tabart J., Kevers C., Pincemail J., Defraigne J.-O., Dommes J. // Food Chem. 2009. V. 113. P. 1226–1233. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2008.08.013
  37. Niki E. // Free Radic. Biol. Med. 2010. V. 49. P. 503– 515. https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2010.04.016
  38. Fernandes J.C., Eaton P., Nascimento H., Giao M.S., Ramos O.S., Belo L., Silva A.S., Pintado M.E., Malcata F.X. // Carbohydr. Polym. 2010. V. 79. P. 1101– 1106. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2009.10.050
  39. Takebayashi J., Chen J., Tai A.A. // In: Advanced Protocols in Oxidative Stress II. Methods in Molecular Biology / Ed. Armstrong D. Totowa, NJ: Humana Press, 2010. V. 594. P. 287–296. https://doi.org/10.1007/978-1-60761-411-1_20
  40. Alam M.N., Bristi N.J., Rafiquzzaman M. // Saudi Pharm. J. 2013. V. 21. P. 143–152. https://doi.org/10.1016/j.jsps.2012.05.002
  41. Carocho M., Ferreira I.C.F.R. // Food Chem. Toxicol. 2013. V. 51. P. 15–25. https://doi.org/10.1016/j.fct.2012.09.021
  42. Martinelli E., Granato D., Azevedo L., Gonçalves J.E., Lorenzo J.M., Munekata P.E.S., Simal-Gandara J., Barba F.J., Carrillo C., Rajoka M.S.R., Lucin L. // Trends Food Sci. Technol. 2021. V. 116. P. 232–243. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2021.07.024
  43. López-Alarcón C., Denicola A. // Anal. Chim. Acta. 2013. V. 763. P. 1–10. https://doi.org/10.1016/j.aca.2012.11.051
  44. He J.-R., Zhu J.-J., Yin S.-W., Yang X.-Q. // Food Hydrocolloids. 2022. V. 122. Р. 107076. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2021.107076
  45. Koga T., Moro K., Terao J. // Lipids. 1998. V. 33. P. 58–995. https://doi.org/10.1007/s11745-998-0244-4
  46. Arora A., Byrem T.M., Nair M.G., Strasburg G.M. // Arch. Biochem. Biophys. 2000. V. 373. P. 102–109. https://doi.org/10.1006/abbi.1999.1525
  47. López-Revuelta A., S’anchez-Gallego J.I., Hern’andezHern’andez A., Sánchez-Yagüe Y., Llanillo M. // Chem. Biol. Interact. 2006. V. 161. P. 79–91. https://doi.org/10.1016/j.cbi.2006.03.004
  48. Blasa M., Candiracci M., Accorsi A., Piacentini M.P., Piatti E. // Food Chem. 2007. V. 104. P. 1635–1640. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2007.03.014
  49. Chaudhuri S., Banerjee A., Basu K., Sengupta B., Sengupta P.K. // Int. J. Biol. Macromol. 2007. V. 41. P. 42–48. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2006.12.003
  50. Chen Y., Deuster P. // Chemico-Biological Interactions. 2009. V. 182. P. 7–12. https://doi.org/10.1016/j.cbi.2009.06.007
  51. Hapner C.D., Deuster P., Chen Y. // Chem. Biol. Interact. 2010. V. 186. P. 275–279. https://doi.org/10.1016/j.cbi.2010.05.010
  52. Koh J.J., Qiu S., Zou H., Lakshminarayanan R., Li J., Zhou X., Tang C., Saraswathi P., Verma C., Tan D.T.H., Tan A.L., Liu S., Beuerman R.W. // Biochim. Biophys. Acta. 2013. V. 1828. P. 834–844. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2012.09.004
  53. Wang F., Wang T., Lai J., Li M., Zou C. // Biochem. Pharmacol. 2006. V. 71. Р. 799–805. https://doi.org/10.1016/j.bcp.2005.12.002
  54. Olchowik-Grabarek E., Makarova K., Mavlyanov S., Abdullajanova N., Zamaraeva M. // Environ Sci. Pollut. Res. 2018. V. 25. P. 1200–1209. https://doi.org/10.1007/s11356-017-0520-2
  55. Sierakowska A., Jasiewicz B., Piosik Ł., Mrówczyńska L. // Sci. Rep. 2023. V. 13. P. 1785. https://doi.org/10.1038/s41598-022-27205-8
  56. Kumar S.S., Ka K., John M. // Food and Humanity. 2023. V. 1. P. 159–164. https://doi.org/10.1016/j.foohum.2023.05.007
  57. Shishkina L.N., Kozlov M.V., Marakulina K.M., Plashchina I.G., Plyusnina S.N., Shevchenko O.G., Fedorova I.V., Chukicheva I.Y., Kutchin A.V. // Biophysics. 2012. V. 57. P. 786–791. https://doi.org/10.1134/S0006350912060164
  58. Shevchenko O.G., Plyusnina S.N., Shishkina L.N., Chukicheva I.Y., Fedorova I.V., Kuchin A.V. // Biochemistry (Moscow) Suppl. Ser. A. 2013. V. 7. P. 302–312. https://doi.org/10.1134/S1990747812060062
  59. Hseu Y.-C., Chang W.-H., Chen C.-S., J.-W. Liao, Huang C.-J., Lu F.-J., Chia Y.-C., Hsu H.-K., Wu J.-J., Yang H.-L. // Food Chem. Toxicol. 2008. V. 46. P. 105–114. https://doi.org/10.1016/j.fct.2007.07.003
  60. Filipe P., Silva A.M.S., Seixas R.S.G.R., Pinto D.C.G.A., Santos A., Patterson L.K., Silva J.N., Cavaleiro J.A.S, Freitas J.P., Mazie J.-C., Santus R., Morlie P. // Biochem. Pharmacol. 2009. V. 77. P. 957–964. https://doi.org/10.1016/j.bcp.2008.11.023
  61. Blasa M., Angelino D., Gennari L., Ninfali P. // Food Chem. 2011. V. 125. P. 685–691. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2010.09.065
  62. Botta A., Martínez V., Mitjans M., Balboa E., Conde E., Vinardell M.P. // Toxicol. In Vitro. 2014. V. 28. P. 120– 124. https://doi.org/10.1016/j.tiv.2013.10.004
  63. Chen Y., Lin Q., Wang J., Mu J., Liang Y. // Int. J. Biol. Macromol. 2023. V. 224. P. 958–971. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2022.10.181
  64. Podsiedlik M., Markowicz-Piasecka M., Sikora J. // Chem. Biol. Interact. 2020. V. 332. 109305. https://doi.org/10.1016/j.cbi.2020.109305
  65. Fujii J., Homma T., Kobayashi S., Warang P., Madkaikar M., Mukherjee M.B. // Free Radic. Res. 2021. V. 55. P. 562–580. https://doi.org/10.1080/10715762.2021.1873318
  66. Remigante A., Spinelli S., Straface E., Gambardella L., Caruso D., Falliti G., Dossena S., Marino A., Morabito R. // Int. J. Mol. Sci. 2022. V. 23. Р. 10991. https://doi.org/10.3390/ijms231910991
  67. Niki E., Yamamoto Y., Takahashi M., Yamamoto K., Yamamoto Y., Komuro E., Miki M., Mino M. // J. Nutr. Sci. Vitaminol. (Tokyo). 1988. V. 34. P. 507–515. https://doi.org/10.3177/jnsv.34.507
  68. Chen J.Y., Huestis W.H. // Biochim. Biophys. Acta. 1997. V. 1323. P. 299–309. https://doi.org/10.1016/s0005-2736(96)00197-6
  69. Zou C.G., Agar N.S., Jones G.L. // Life Sci. 2001. V. 69. P. 75–86. https://doi.org/10.1016/s0024-3205(01)01112-2
  70. Reddy C.S.S.S., Subramanyam M.V.V., Vani R., Devi S.A. // Toxicol. In Vitro. 2007. V. 21. P. 1355– 1364. https://doi.org/10.1016/j.tiv.2007.06.010
  71. Suwalsky M., Vargas P., Avello M., Villena F., Sotomayor C.P. // Int. J. Pharm. 2008. V. 363. P. 85–90. https://doi.org/10.1016/j.ijpharm.2008.07.005
  72. Suwalsky M., Manrique M., Villena F., Sotomayor C.P. // Biophys. Chem. 2009. V. 141. P. 34–40. https://doi.org/10.1016/j.bpc.2008.12.010
  73. Omarova E.O., Antonenko Y.N. // Biochemistry (Mosccow). 2014. V. 79. P. 139–145. https://doi.org/10.1134/S0006297914020072
  74. Manaargadoo-Catin M., Ali-Cherif A., Pougnas J.-L., Perrin C. // Adv. Colloid Interface Sci. 2016. V. 228. P. 1–16. https://doi.org/10.1016/j.cis.2015.10.011
  75. Suwalsky M., Belmar J., Villena F., Gallardo M.J., Jemiola-Rzeminska M., Strzalka K. // Arch. Biochem. Biophys. 2013. V. 539. P. 9–19. https://doi.org/10.1016/j.abb.2013.09.006
  76. D’Alessandro A., Hansen K.C., Eisenmesser E.Z., Zimring J.C. // Blood Transfus. 2019. V. 17. P. 281– 288. https://doi.org/10.2450/2019.0072-19
  77. Petit K., Suwalsky M., Colina J.R., Aguilar L.F., JemiolaRzeminska M., Strzalka K. // Biochim. Biophys. Acta Biomembr. 2019. V. 1861. P. 17–25. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2018.10.009
  78. Finkel T. // Curr. Opin. Cell. Biol. 1998. V. 10. P. 248–253. https://doi.org/10.1016/s0955-0674(98)80147-6
  79. Buehler P.W., Alayash A.I. // Antioxid. Redox Signal. 2005. V. 7. P. 1755–1760. https://doi.org/10.1089/ars.2005.7.1755
  80. Chiu D., Lubin B., Shohet S.B. // Free Radicals in Biology / Ed. Pryor W.A. New York: Academic Press, 1982. V. 5. P. 115–160. ISBN: 9780323156837
  81. Chiu D., Kuypers F., Lubin B. // Semin. Hematol. 1989. V. 26. P. 257–276.
  82. Sadrzadeh S.M.H., Graf E., Panter S.S., Hallaway P.E., Eaton J.W. // J. Biol. Chem. 1984. V. 259. P. 14354–14356.
  83. Clemens M.R., Waller H.D. // Chem. Phys. Lipids. 1987. V. 45. P. 251–268. https://doi.org/10.1016/0009-3084(87)90068-5
  84. Van den Berg J.M., Kamp J.A.F., Lubin B.H., Roelofsen B., Kuypers F.A. // Free Radic. Biol. Med. V. 1992. V. 12. P. 487–498. https://doi.org/10.1016/0891-5849(92)90102-m
  85. Domanski A.V., Lapshina E.A., Zavodnik I.B. // Biochemistry (Moscow). 2005. V. 70. P. 761–769. https://doi.org/10.1007/s10541-005-0181-5
  86. López–Revuelta A., Sánchez-Gallego J.I., HernandezHernandez A., Sánchez-Yagqe J., Llanillo T.M. // Biochim. Biophys. Acta. 2005. V. 1734. P. 74–85. https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2005.02.004
  87. Dai F., Miao Q., Zhou B., Yang L., Liu Z. // Life Sci. 2006. V. 78. P. 2488–2493. https://doi.org/10.1016/j.lfs.2005.10.009
  88. Liu Z.-Q. // Cell Biochem. Biophys. 2006. V. 44. P. 233–239. https://doi.org/10.1385/CBB:44:2:233
  89. Shiva S., Subramanyam M.V., Vani R., Asha D. // Toxicol. In Vitro 2007. V. 21. P. 1355–1364. https://doi.org/10.1016/j.tiv.2007.06.010
  90. Farag M.R., Alagawany M. // Chem. Biol. Interact. 2018. V. 279. P. 73–83. https://doi.org/10.1016/j.cbi.2017.11.007
  91. Misra H.P., Fridovich I.J. // Biol. Chem. 1972. V. 247. P. 6960–6962. https://doi.org/10.1016/s0021-9258(19)44679-6
  92. Nagababu E., Chrest F.J., Rifkind J.M. // Biochim. Biophys. Acta. 2003. V. 1620. P. 211–217. https://doi.org/10.1016/S0304-4165(02)00537-8
  93. Okamoto K., Maruyama T., Kaji Y., Harada M., Mawatari S., Fujino T., Uyesaka N. // Jpn. J. Physiol. 2004. V. 54. P. 39–46. https://doi.org/10.2170/jjphysiol.54.39
  94. Alburaidi B.S., Alsenaidy А.M., Hasan A., Siddiqi N.J., Alrokayan S.H., Odeibat H.A., Abdulnasir A.J., Khan H.A. // J. King Saud University – Science. 2022. V. 4. Р. 101772. https://doi.org/10.1016/j.jksus.2021.101772
  95. Anjum R., Maheshwari N., Mahmood R. // J. Trace Elem. Med. Biol. 2022. V. 69. Р. 126888. https://doi.org/10.1016/j.jtemb.2021.126888
  96. Jeswani G., Alexander A., Saraf S., Saraf S., Qureshi A., Ajazuddin // J. Controlled Release. 2015. V. 211. P. 10–21. https://doi.org/10.1016/j.jconrel.2015.06.001
  97. Dhonnar S.L., More R.A., Adole V.A., Jagdale B.S., Sadgir N.V., Santosh S. // J. Mol. Struct. 2022. V. 1253. Р. 132216. https://doi.org/10.1016/j.molstruc.2021.132216
  98. Nuruki Y., Matsumoto H., Tsukada M., Tsukahara H., Takajo T., Tsuchida K., Anzai K. // Chem. Pharm. Bull. 2021. V. 69. P. 67–71. https://doi.org/10.1248/cpb.c20-00568
  99. Grodzicka M., Pena-Gonzalez C.E., Ortega P., Michlewska S. // Sustainable Materials and Technologies. 2022. V. 33. Р. e00497. https://doi.org/10.1016/j.susmat.2022.e00497
  100. Li H., Lin G., Liang Z., Li Y., Zhang R. // J. Mol. Struct. 2024. V. 1295. Р. 136808. https://doi.org/10.1016/j.molstruc.2023.136808
  101. Mustafa Y.F. // J. Mol. Struct. 2024. V. 1302. Р. 137471. https://doi.org/10.1016/j.molstruc.2023.137471
  102. Saravanan A., Das P., Maruthapandi M., Aryal S., Michaeli S., Mastai Y., Luong J.H.T., Gedanken A. // Surfaces and Interfaces. 2024. V. 46. Р. 103857. https://doi.org/10.1016/j.surfin.2024.103857
  103. Gangurde K.B., More R.A., Adole V.A., Ghotekar D.S. // J. Mol. Struct. 2024. V. 1299. P. 136760. https://doi.org/10.1016/j.molstruc.2023.136760
  104. Orsine J.V.C., Costa R., Silva R., Santos M., Novaes M. // Int. J. Nutr. Met. 2012. V. 4. P. 19–23. https://doi.org/10.5897/IJNAM11.064
  105. Ko F.N., Hsiao G., Kuo Y.H. // Free Radic. Biol. Med. 1997. V. 22. P. 215–222. https://doi.org/10.1016/s0891-5849(96)00295-x
  106. Wang J., Sun B., Cao Y., Tian Y. // Food Chem.Toxicol. 2009. V. 47. P. 1591–1599. https://doi.org/10.1016/j.fct.2009.04.006
  107. Bellik Y., Iguer-Ouada M. // Food Chem. 2016. V. 190. P. 468–473. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2015.05.126
  108. Gonçalves A.C., Bento C., Silva B.M., Silva L.R. // Food Res. Int. 2017. V. 95. P. 91–100. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2017.02.023
  109. Bento C., Gonçalvesa A.C., Silva B., Silva L.R. // J. Functional Foods. 2018. V. 43. P. 224–233. https://doi.org/10.1016/j.jff.2018.02.018
  110. Du R., Liu K., Zhao S., Chen F. // ACS Omega. 2020. V. 5. P. 12751−12759. https://doi.org/10.1021/acsomega.0c00349
  111. Ahumada-Santos Y.P., Lуpez-Angulo G., Pinto- González R.M., Clemente-Soto A.F., Lуpez- Valenzuela J.A., Delgado-Vargas F. // ADV. TRADIT. MED. (ADTM). 2024. https://doi.org/10.1007/s13596-023-00735-w
  112. Ajila C.M., Rao P.U.J.S. // Food Chem. Toxicol. 2008. V. 46. P. 303–309. https://doi.org/10.1016/j.fct.2007.08.024
  113. Yan Y., Yu C., Chen J., Li X., Wang W., Li S. // Carbohydr. Polym. 2011. V. 83. P. 217–224. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2010.07.045
  114. Li X.M., Li X.L., Zhou A.G. // Eur. Polymer J. 2007. V. 43. P. 488–497. https://doi.org/10.1016/j.eurpolymj.2006.10.025
  115. Sun C.L., Wang L., Li J., Liu H. // Food Chem. 2014. V. 160. P. 1–7. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.03.067
  116. Wu G.-H., Hu T., Li Z.-Y., Huang Z.-L., Jiang J.-G. // Food Chem. 2014. V. 148. P. 351–356. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2013.10.029
  117. Hou J., Cui H.-L. // Curr. Microbiol. 2018. V. 75. P. 266–271. https://doi.org/10.1007/s00284-017-1374-z
  118. Yin Z.N., Wu W.J., Sun C.Z., Liu H.F., Chen W.B., Zhan Q.P., Lei Z.G., Xin X., Ma J.J., Yao K., Min T., Zhang M.M., Wu H. // Biomed. Environ. Sci. 2019. V. 32. P. 11–21. https://doi.org/10.3967/bes2019.002
  119. Loganayaki N., Siddhuraju P., Manian S.J. // Food Sci. Technol. 2013. V. 50. P. 687–695. https://doi.org/10.1007/s13197-011-0389-x
  120. Singh R.P., Kaur G. // Food Chem. Toxicol. 2008. V. 46. P. 553–556. https://doi.org/10.1016/j.fct.2007.08.037
  121. Shevchenko O.G., Shishkina L.N. // J. Evol. Biochem. Physiol. 2011. V. 47. P. 179–186. https://doi.org/10.1134/S0022093011020071
  122. Al-Qarawi A.A., Mousa H.M. // J. Arid Environments. 2004. V. 59. P. 675–683. https://doi.org/10.1016/j.jaridenv.2004.02.004
  123. Ivanov I.T. // Comp. Biochem. Physiol.(A). Mol. Integr. Physiol. 2007. V. 147. P. 876–884. https://doi.org/10.1016/j.cbpa.2007.02.016
  124. Shevchenko O.G., Plyusnina S.N. // J. Evol. Biochem. Physiol. 2017. V. 53. P. 298–307. https://doi.org/10.1134/S0022093017040068
  125. Brzezinska-Slebodzinska E. // Vet. Res. Commun. 2003. V. 27. P. 211–217. https://doi.org/10.1023/A:1023344607691
  126. Mineo H., Ogita A., Kanayama N., Kawagishi M., Sato E., Yamamoto N., Izawa A.K.M. // Eur. J. Pharmacol. 2013. V. 702. P. 142–148. https://doi.org/10.1016/j.ejphar.2013.01.029
  127. Miki M., Tamai H., Mino M., Yamamoto Y., Niki E. // Arch. Biochem. Biophys. 1987. V. 258. P. 373–380. https://doi.org/10.1016/0003-9861(87)90358-4
  128. Jani N., Ziogas J., Angus J.A., Wright C.E. // J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 2012. V. 65. P. 142–146. https://doi.org/10.1016/j.vascn.2012.03.006
  129. Costa R. M., Magalhães A.S., Pereira J.A., Andrade P.B., Valentão P., Carvalho M., Silva B.M. // Food Chem. Toxicol. 2009. V. 47. P. 860–865. https://doi.org/10.1016/j.fct.2009.01.019
  130. Frassinetti S., Gabriele M., Caltavuturo L., Longo V., Pucci L. // Plant Foods Hum. Nutr. 2015. V. 70. P. 35–41. https://doi.org/10.1007/s11130-014-0453-6
  131. Afsar T., Razak S., Khan M.R., Mawash S., Almajwal A., Shabir M., Haq I.U. // BMC Complement. Altern. Med. 2016. V. 16. Р. 258. https://doi.org/10.1186/s12906-016-1240-8
  132. García-Becerra L., Mitjans M., Rivas-Morales C., Verde-Star J., Oranday-Cárdenas A., María P.V. // Food Chem. 2011. V. 194. P. 1081–1088. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2015.08.131
  133. Zhang L., Santos J.S., Cruz T.M., Marques M.B., do Carmo M.A.V., Azevedo L., Wang Y., Granato D. // Food Res. Int. 2019. V. 125. Р. 108516. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2019.108516
  134. Banerjee A., Kunwar A., Mishra B., Priyadarsini K.I. // Chem. Biol. Interact. 2008. V. 174. P. 134–139. https://doi.org/10.1016/j.cbi.2008.05.009
  135. Barreca D., Lagana G., Tellone E., Ficarra S., Leuzzi U., Galtieri A., Bellocco E.J. // Membrane Biol. 2009. V. 230. P. 163–171. https://doi.org/10.1007/s00232-009-9197-x
  136. Qin B., Yang K., Cao R. // J. Chem. 2020. Р. 2786359. https://doi.org/10.1155/2020/2786359
  137. Jamialahmadi K., Amiri A.H., Zahedipou F., Faraji F., Karim G. // J. Pharmacopuncture. 2022. V. 25. P. 344–353. https://doi.org/10.3831/KPI.2022.25.4.344
  138. Sen V.D., Sokolova E.M., Neshev N.I., Kulikov A.V., Pliss E.M. // Reactive and Functional Polymers. 2017. V. 111. P. 53–59. https://doi.org/10.1016/j.reactfunctpolym.2016.12.006
  139. Chen W., Ma J., Gong F., Xi H., Zhan Q., Li X., Wei F., Wu H., Lai F. // Carbohydr. Polym. 2018. V. 200. P. 446–455. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2018.08.007
  140. Zhang H., Han L., Sun X., Yu Y., Lv C., Lu J. // Int. J. Biol. Macromol. 2022. V. 217. P. 761–774. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2022.07.023
  141. Zheng L., Dong H., Su G., Zhao Q., Zhao M. // Food Chem. 2016. V. 197. P. 807–813. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2015.11.012
  142. Kim J., Hong V.S., Lee J. // Arch. Pharm. Res. 2014. V. 37. P. 324–331. https://doi.org/10.1007/s12272-013-0189-0
  143. Jasiewicz B., Babijczuk K., Warzajtis B., Rychlewska U., Starzyk J., Cofta G., Mrуwczynґska L. // Molecules. 2023. V. 28. Р. 708. https://doi.org/10.3390/molecules28020708
  144. Buravlev E.V., Chukicheva I.Y., Shevchenko O.G., Suponitsky K.Y., Kutchin A.V. // Russ. J. Bioorg. Chem. 2011. V. 37. P. 614–618. https://doi.org/10.1134/S1068162011050049
  145. Buravlev E.V., Chukicheva I.Y., Sukrusheva O.V., Schevchenko O.G., Kutchin A.V. // Russ. Chem. Bull. 2015. V. 64. P. 1406–1412. https://doi.org/10.1007/s11172-015-1024-1
  146. Buravlev E.V., Chukicheva I.Y., Shevchenko O.G., Suponitskii K.Y. Kutchin A.V. // Russ. Chem. Bull. 2017. V. 66. P. 91–98. https://doi.org/10.1007/s11172-017-1705-z
  147. Buravlev E.V., Chukicheva I.Y., Schevchenko O.G., Kutchin A.V. // Russ. Chem. Bull. 2017. V. 66. P. 297–303. https://doi.org/10.1007/s11172-017-1731-x
  148. Buravlev E.V., Fedorova I.V., Shevchenko O.G. // Russ. Chem. Bull. 2019. V. 68. P. 985–992. https://doi.org/10.1007/s11172-019-2508-1
  149. Buravlev E.V., Shevchenko O.G. // Russ. Chem. Bull. 2019. V. 68. P. 79–85. https://doi.org/10.1007/s11172-019-2419-1
  150. Buravlev E.V., Fedorova I.V., Shevchenko O.G., Kutchin A.V. // Russ. Chem. Bull. 2020. V. 69. P. 1573– 1578. https://doi.org/10.1007/s11172-020-2937-x
  151. Buravlev E.V., Shevchenko O.G. // Russ. Chem. Bull. 2020. V. 69. P. 1971–1978. https://doi.org/10.1007/s11172-020-2987-0
  152. Buravlev E.V., Shevchenko O.G., Kutchin A.V. // Russ. Chem. Bull. 2021. V. 70. P. 183–190. https://doi.org/10.1007/s11172-021-3075-9
  153. Buravlev E.V., Shevchenko O.G. // Russ. Chem. Bull. 2022. V. 71. P. 2621–2628. https://doi.org/10.1007/s11172-022-3691-z
  154. Buravlev E.V., Shevchenko O.G., Kutchin A.V. // Bioorg. Med. Chem. Lett. 2015. V. 25. P. 826–829. https://doi.org/10.1016/j.bmcl.2014.12.075
  155. Buravlev E.V., Shevchenko O.G., Chukicheva I.Y., Kutchin A.V. // Chem. Papers. 2018. V. 72. P. 201–208. https://doi.org/10.1007/s11696-017-0272-y
  156. Buravlev E.V., Shevchenko O.G., Anisimov A.A., Suponitsky K.Y. // Eur. J. Med. Chem. 2018. V. 152. P. 10–20. https://doi.org/10.1016/j.ejmech.2018.04.022
  157. Buravlev E.V., Dvornikova I.A., Shevchenko O.G., Kutchin A.V. // Chem. Biodivers. 2019. V. 16. P. e1900362. https://doi.org/10.1002/cbdv.201900362
  158. Buravlev E.V., Fedorova I.V., Shevchenko O.G., Kutchin A.V. // Chem. Biodivers. 2019. V. 16. P. e1800637. https://doi.org/10.1002/cbdv.201800637
  159. Buravlev E.V., Shevchenko O.G., Suponitsky K.Y. // Chem. Biodivers. 2021. V. 18. Р. e2100221. https://doi.org/10.1002/cbdv.202100221
  160. Buravlev E.V., Shevchenko O.G. // ChemistrySelect. 2022. V. 7. Р. e202202474. https://doi.org/10.1002/slct.202202474
  161. Buravlev E.V., Shevchenko O.G. // Chem. Papers. 2023. V. 77. P. 6169–6182. https://doi.org/10.1007/s11696-023-02930-0
  162. Shevchenko O.G., Buravlev E.V. // Russ. Chem. Bull. 2023. V. 72. P. 1972–1990. https://doi.org/10.1007/s11172-023-3991-y
  163. Chukicheva I.Yu., Fedorova I.V., Nizovtsev N.A., Koroleva A.A., Shevchenko O.G., Kuchin A.V. // Chem. Nat. Compd. 2018. V. 54. P. 875–882. https://doi.org/10.1007/s10600-018-2503-z
  164. Chukicheva I.Y., Fedorova I.V., Shevchenko O.G., Kuchin A.V. // Russ. Chem. Bull. 2023. V. 72. P. 2215– 2223. https://doi.org/10.1007/s11172-023-4018-4
  165. Shchukina O.V., Chukicheva I.Y., Kolegova T.A., Kutchin A.V., Shevchenko O.G., Suponitsky K.Y. // Russ. J. Gen. Chem. 2018. V. 88. P. 664–675. https://doi.org/10.1134/S1070363218040096.
  166. Shchukina O.V., Chukicheva I.Y., Kutchin A.V., Shevchenko O.G. // Russ. J. Bioorg. Chem. 2018. V. 44. P. 787–794. https://doi.org/10.1134/S1068162018050151
  167. Buravlev E.V., Belykh D.V., Chukicheva I.Y., Tarabukina I.S., Shevchenko O.G., Kutchin A.V. // Russ. J. Bioorg. Chem. 2013. V. 39. P. 434–437. https://doi.org/10.1134/S1068162013040055
  168. Torlopov M.A., Shevchenko O.G., Chukicheva I.Y., Udoratina E.V. // Reactive and Functional Polymers. 2020. V. 156. P. 104740. https://doi.org/10.1016/j.reactfunctpolym.2020.104740
  169. Torlopov M.A., Shevchenko O.G., Drozd N.N., Udoratina E.V. // Reactive and Functional Polymers. 2023. V. 182. P. 105457. https://doi.org/10.1016/j.reactfunctpolym.2022.105457
  170. Chukicheva I.Y., Torlopov M.A., Buravlev E.V., Shevchenko O.G., Kuchin A.V. // Russ. J. Bioorg. Chem. 2014. V. 40. P. 76–81. https://doi.org/10.1134/s1068162014010026
  171. Martakov I.S., Shevchenko O.G., Torlopov M.A., Gerasimov E.Y., Sitnikov P.A. // J. Inorg. Biochem. 2019. V. 199. P. 110782. https://doi.org/10.1016/j.jinorgbio.2019.110782
  172. Martakov I.S., Shevchenko O.G. // J. Inorgc. Biochem. 2020. V. 210. P. 111168. https://doi.org/10.1016/j.jinorgbio.2020.111168
  173. Martakov I.S., Shevchenko O.G., Torlopov M.A., Sitnikov P.A. // J. Mol. Struct. 2022. V. 1248. P. 131471. https://doi.org/10.1016/j.molstruc.2021.131471
  174. Belykh D.V., Buravlev E.V., Chukicheva I.Yu., Tarabukina I.S., Kutchin A.V., Shevchenko O.G., Plyusnina S.N. // Russ. J. Bioorg. Chem. 2012. V. 38. P. 558–564. https://doi.org/10.1134/S1068162012050044
  175. Dvornikova I.A., Buravlev E.V., Fedorova I.V., Shevchenko O.G., Chukicheva I.Y., Kutchin A.V. // Russ. Chem. Bull. 2019. V. 68. P. 1000–1005. https://doi.org/10.1007/s11172-019-2510-7
  176. Popova S.A., Shevchenko O.G., Chukicheva I.Y., Kutchin A.V. // Chem. Biodivers. 2019. V. 16. P. e1800317. https://doi.org/10.1002/cbdv.201800317
  177. Popova S.A., Shevchenko O.G., Chukicheva I.Y. // Chem. Biolog. Drug Design. 2022. V. 100. P. 994–1004. https://doi.org/10.1111/cbdd.13955
  178. Samet A.V., Shevchenko O.G., Rusak V.V., Chartov E.M., Myshlyavtsev A., Rusanov D., Semenova M.N., Semenov V.V. // J. Nat. Prod. 2019. V. 82. P. 1451–1458. https://doi.org/10.1021/acs.jnatprod.8b00878
  179. Nikitina L.E., Lisovskaya S.A., Startseva V.A., Frolova L.L., Kutchin A.V., Shevchenko O.G., Ostolopovskaya O.V., Pavelyev R.S., Khelkhal M.A., Gilfanov I.R., Fedyunina I.V., Khaliullin R.R., Akhverdiev R.F., Gerasimov A.V., Abzaldinova E.V., Izmailov A.G. // Bionanoscience. 2021. V. 11. P. 970–976. https://doi.org/10.1007/s12668-021-00912-8
  180. Gur'eva Y.A., Zalevskaya O.A., Shevchenko O.G., Slepukhin P.A., Makarov V.A., Kuchin A.V. // RSC Adv. 2022. V. 12. P. 8841–8851. https://doi.org/10.1039/d2ra00223j
  181. Buravlev E.V., Shevchenko O.G. // Chem. Papers. 2023. V. 77. P. 499–508. https://doi.org/10.1007/s11696-022-02492-7
  182. Izmest’ev E.S., Sudarikov D.V., Shevchenko O.G., Rubtsova S.A., Kutchin A.V. // Russ. J. Bioorg. Chem. 2015. V. 41. P. 77–82. https://doi.org/10.7868/S0132342314050078
  183. Pestova S.V., Izmestev E.S., Rubtsova S.A., Shevchenko O.G., Kuchin A.V. // Russ. Chem. Bull. 2015. V. 64. P. 723–731. https://doi.org/10.1007/s11172-015-0926-2
  184. Pestova S.V., Izmest’ev E.S., Shevchenko O.G., Rubtsova S.A., Kuchin A.V. // Russ. J. Bioorg. Chem. 2017. V. 43. P. 302–310. https://doi.org/10.1134/S1068162017030141
  185. Gyrdymova Y.V., Sudarikov D.V., Shevchenko O.G., Rubtsova S.A., Kutchin A.V. // Chemistry Biodiversity. 2017. V. 14. P. 1–10. https://doi.org/10.1002/cbdv.201700296
  186. Gyrdymova Y.V., Demakova M.Y., Shevchenko O.G., Sudarikov D.V., Frolova L.L., Rubtsova S.A., Kuchin A.V. // Chem. Nat. Compd. 2017. V. 53. P. 895–900. https://doi.org/10.1007/s10600-017-2150-9
  187. Gyrdymova Y.V., Sudarikov D.V., Shevchenko O.G., Rubtsova S.A., Slepukhin P.A., Patov S.A., Lakhvich F.A., Pashkovskii F.S., Kuchin A.V. // Chem. Nat. Compd. 2018. V. 54. P. 883–888. https://doi.org/10.1007/s10600-018-2504-y
  188. Melekhin А.К., Sudarikov D.V., Shevchenko O.G., Rubtsova S.A., Kuchin A.V. // Chem. Nat. Compd. 2018. V. 54. P. 281–285. https://doi.org/10.1007/s10600-018-2324-0
  189. Sudarikov D.V., Krymskaya Y.V., Shevchenko O.G., Slepukhin P.A., Rubtsova S.A., Kutchin A.V. // Chemistry Biodiv. 2019. V. 16. P. e1900413. https://doi.org/10.1002/cbdv.201900413
  190. Sudarikov D.V., Krymskaya Y.V., Melekhin A.K., Shevchenko O.G., Rubtsova S.A. // Chemical Papers. 2021. V. 75. P. 2957–2963. https://doi.org/10.1007/s11696-020-01362-4
  191. Sudarikov D.V., Gyrdymova Y.V., Borisov A.V., Lukiyanova J.M., Rumyantcev R.V., Shevchenko O.G., Baidamshina D.R., Zakarova N.D., Kayumov A.R., Sinegubova E.O., Volobueva A.S., Zarubaev V.V., Rubtsova S.A. // Molecules. 2022. V. 27. P. 5101. https://doi.org/10.3390/molecules27165101
  192. Ksenofontov A.A., Bocharov P.S., Antina E.V., Shevchenko O.G., Samorodov A.V., Gilfanov I.R., Pavelyev R.S., Ostolopovskaya O.V., Startseva V.A., Fedyunina I.V., Azizova Z.R., Gaysin S.I., Pestova S.V., Izmestâev E.S., Rubtsova S.A., Khelkhal M.A., Nikitina L.E. // Biomol. 2022. V. 12. P. 1599. https://doi.org/10.3390/biom12111599
  193. Nikonova N.N., Hurshkainen T.V., Shevchenko O.G., Kuchin A.V. // Holzforschung. 2022. V. 76. Р. 276–284. https://doi.org/10.1515/hf-2021-0122
  194. Golubev D., Zemskaya N., Shevchenko O., Shaposhnikov M., Kukuman D., Patov S., Punegov V., Moskalev A. // Biogerontology. 2022. V. 23. P. 215– 235. https://doi.org/10.1007/s10522-022-09954-1
  195. Golubev D., Platonova E., Zemskaya N., Shevchenko O., Shaposhnikov M., Nekrasova P., Patov S., Ibragimova U., Valuisky N., Borisov A., Zhukova X., Sorokina S., Litvinov R., Moskalev A. // Biogerontology. 2023. V. 25. P. 507–528. https://doi.org/10.1007/s10522-023-10083-6
  196. Platonova E.Yu., Golubev D.A., Zemskaya N.V., Shevchenko O.G., Patov S.A., Shaposhnikov M.V., Moskalev A.A. // Molecular Biology. 2023. V. 57. P. 978–992. https://doi.org/10.1134/S0026893323060134
  197. Mikhailova D.V., Shevchenko O.G., Golubev D.A., Platonova E.Y., Zemskaya N.V., Shoeva O.Y., Gordeeva E.I., Patov S.A., Shaposhnikov M.V., Khlestkina E.K., Moskalev A.А. // Antioxidants (Basel). 2023. V. 12. P. 2010. https://doi.org/10.3390/antiox12112010
  198. Yang H.-L., Korivi M., Lin M.-K., Chang H.C.-W., Wu C.-R., Lee M.-S., Chen W.T.-L., Hseu Y.-C. // J. Food Drug Anal. 2017. V. 25. P. 898–907. https://doi.org/10.1016/j.jfda.2016.10.007
  199. Woźniak M., Mrówczyńska L., Waśkiewicz A., Rogoziński T., Ratajczak I. // Revista Brasileira de Farmacognosia. 2019. V. 29. P. 301–308. https://doi.org/10.1016/j.bjp.2019.02.002
  200. Sato Y., Kanazawa S., Sato K., Suzuki Y. // Biochemistry. 1995. V. 21. Р. 8940–8949. https://doi.org/10.1248/bpb.21.250
  201. Halliwell B., Clement M.V., Longa L.H. // FEBS Lett. 2000. V. 486. P. 10–13. https://doi.org/10.1016/s0014-5793(00)02197-9
  202. Kowalczyk A., Puchała M., Wesołowska K., Serafin E. // Biochim. Biophys. Acta. 2007. V. 1774. P. 86–92. https://doi.org/10.1016/j.bbapap.2006.11.005
  203. Everse J., Hsia N. // Free Radic. Biol. Med. 1997. V. 22. P. 1075–1099. https://doi.org/10.1016/s0891-5849(96)00499-6
  204. Rocha S., Costa E., Coimbra S., Nascimento H., Catarino C., Rocha-Pereira P., Quintanilha A., Belo L., Santos-Silva A. // Blood Cells Mol Dis. 2009. V. 43. P. 68–73. https://doi.org/10.1016/j.bcmd.2009.03.002
  205. Nagababu E., Rifkind J.M. // Biochem. Biophysic. Res. Com. 1998. V. 247. P. 592–596.
  206. Nagababu E., Fabry M.E., Nagel R.L., Rifkind J.M. // Blood Cells Mol. Dis. 2008. V. 41. P. 60–66. https://doi.org/10.1016/j.bcmd.2007.12.003
  207. Nagababu E., Mohanty J.G., Bhamidipaty S., Ostera G.R., Rifkind J.M. // Life Sciences. 2010. V. 86. P. 133–138. https://doi.org/10.1016/j.lfs.2009.11.015
  208. Choudhary O. P., Sarkar R., Priyanka, Chethan G.E., Doley P.J., Kalita P.C., Kalita A. // Ann. Med. Surg. (Lond). 2021. V. 70. Р. 102895. https://doi.org/10.1016/j.amsu.2021.102895
  209. Takebayashi J., Kaji H., Ichiyama K., Makino K., Gohda E., Yamamoto I., Tai A. // Free Rad. Biol. Med. 2007. V. 43. P. 1156–1164. https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2007.07.002
  210. Birben E., Sahiner U.M., Sackesen C., Erzurum S., Kalayci O. // World Allergy Organ. J. 2012. V. 5. P. 9–19. https://doi.org/10.1097/WOX.0b013e3182439613
  211. Hebbel R.P., Leung A., Mohandas N. // Blood. 1990. V. 76. P. 1015–1020.
  212. Sugihara T., Rawicz W.E.A., Hebbel R.P. // Blood 1991. V. 77. P. 2757–2763.
  213. Çimen M. // Clin. Chim. Acta. 2008. V. 390. P. 1–11. https://doi.org/10.1016/j.cca.2007.12.025
  214. Skold A., Cosco D.L., Klein R. // South. Med. J. 2011. V. 104. P. 757–761. https://doi.org/10.1097/SMJ.0b013e318232139f
  215. Arif A., Salam S., Mahmood R. // Toxicol. In Vitro. 2020. V. 65. Р. 104810. https://doi.org/10.1016/j.tiv.2020.104810
  216. Park S., Saravanakumar K., Sathiyaseelan A., Park S.J., Hu X., Wang M.-H. // LWT. 2022. V. 154. P. 112727. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2021.112727
  217. Singh S., Singh D.K., Meena A., Dubey V., Masood N., Luqman S. // Phytomedicine. 2019. V. 55. P. 92–104. https://doi.org/10.1016/j.phymed.2018.07.009
  218. Peng A., Lin L., Zhao M., Sun B. // Food Res. Int. 2019. V. 123. P. 64–74. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2019.04.046
  219. Suwalsky M., Jemiola-Rzeminska M., Astudillo C., Gallardo M.J., Staforelli J.P., Villena F., Strzalka K. // Biochim. Biophys. Acta. 2015. V. 1848. P. 2829–2838. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2015.08.017
  220. Suwalsky M., Zambrano P., Villena F., Manrique-Moreno M., Gallardo M.J., Jemiola-Rzeminska M., Strzalka K., Edwards A.M., Mennickent S., Dukes N. // J. Membr. Biol. 2015. V. 248. P. 683–693. https://doi.org/10.1007/s00232-015-9780-2
  221. Suwalsky M., Colina J., Gallardo M.J., JemiolaRzeminska M., Strzalka K., Manrique-Moreno M., Sepúlveda B. // J. Membr. Biol. 2016. V. 249. P. 769– 779. https://doi.org/10.1007/s00232-016-9924-z
  222. Suwalsky М., Ramírez P., Avello M., Villena F., Gallardo M.J., Barriga A., Manrique-Moreno M. // J. Membr. Biol. 2016. V. 249. P. 349–361. https://doi.org/10.1007/s00232-016-9873-6
  223. Suwalsky M., Duguet J., Speisky H. // J. Membr. Biol. 2017. V. 250. P. 239–248. https://doi.org/10.1007/s00232-017-9955-0
  224. Novitskii V.V., Ryazantseva N.V., Semin I.R. // Bull. Exp. Biol. Med. 2000. V. 130. P. 979–982. https://doi.org/10.1023/A:1002870025084
  225. Sheetz M.P., Singer S.J. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1974. V. 71. P. 4457–4461. https://doi.org/10.1073/pnas.71.11.4457
  226. Luneva O.G., Gendel’ L.Ya., Kuznetsov Yu.V., Smirnov L.D. // Biophysics. 2005. V. 50. P. 294–298.
  227. Manrique-Moreno M., Suwalsky M., Villena F., Garidel P. // Biophys. Chem. 2010. V. 147. P. 53–58. https://doi.org/10.1016/j.bpc.2009.12.010
  228. Manrique-Moreno M., Villena F., Sotomayor C.P., Edwards A.M., Muсoz M.A., Garidel P., Suwalskya M. // Biochim. Biophys. Acta. 2011. V. 1808. Р. 2656–2664. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2011.07.005
  229. Parshina E.Yu., Rubin A.B., Gendel L.Ya. // Biophysics. 2004. V. 49. P. 981–985.
  230. Parshina E.Yu., Gendel L.Ya., Rubin A.B. // Biol. Bull. 2007. V. 34. P. 537–541. https://doi.org/10.1134/S1062359007060015
  231. Parshina E.Yu., Gendel L.Ya., Rubin A.B. // Biophysics. 2009. V. 54. P. 706–708. https://doi.org/10.1134/S0006350909060098
  232. Parshina E.Y., Silicheva M.A., Volod’kin A.A., Gendel L.Y. // Biophysics. 2017. V. 62. P. 754–758. https://doi.org/10.1134/S0006350917050189
  233. Shevchenko O.G., Plyusnina S.N., Buravlev E.V., Chukicheva I.Y., Fedorova I.V., Shchukina O.V., Kutchin A.V. // Russ. Chem. Bull. 2017. V. 66. P. 1881– 1890. https://doi.org/10.1007/s11172-017-1962-x
  234. Basiglio C.L., Pozzi E.J.S., Mottino A.D., Roma M.G. // Chem. Biol. Interact. 2009. V. 79. P. 297–303. https://doi.org/10.1016/j.cbi.2008.12.008
  235. Preté P.S.C., Domingues C.C., Meirelles N.C., Malheiros S.V.P., Goñi F.M., Paula E., Schreier S. // Вiochim. Biophys. Acta. (Biomembr.) 2011. V. 1808. P. 1641–1670. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2010.10.016
  236. Rodi P.M., Trucco V.M., Gennaro A.M. // Biophys. Chem. 2008. V. 135. P. 14–18. https://doi.org/10.1016/j.bpc.2008.02.015

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download

Copyright (c) 2024 Russian Academy of Sciences

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».