Porphyrins as polyfunctional ligands for binding to DNA. Prospects for application

Full Text

1. ВВЕДЕНИЕ

ДНК – это “молекула жизни”, обеспечивающая хранение, передачу из поколения в поколение и реализацию генетической программы развития и функционирования живого организма, в том числе восприимчивость к болезням [1]. Поэтому ДНК – одна из самых перспективных биологических мишеней при разработке лекарственных препаратов для лечения онкологических и генетических заболеваний, вирусных, микробных и паразитарных инфекций, регуляции жизненного цикла, процессов старения или генетической модификации живого организма. С учетом строения двухцепочечной ДНК можно выделить три основных способа комплексообразования: 1) внешние комплексы образуются за счет электростатического притяжения к отрицательно заряженному фосфатному остову ДНК катионов, поликатионов; 2) комплексы с лигандами в большой и малой бороздках ДНК; 3) комплексы интеркаляционного типа, формируемые при встраивании ароматического лиганда между парами азотистых оснований. Последний тип комплексообразования вызывает наибольшие структурные изменения в ДНК и существенно влияет на ее биологические функции. Поэтому данный мини-обзор будет посвящен вопросам, связанным именно с интеркаляцией.

2. КЛАССИЧЕСКАЯ ИНТЕРКАЛЯЦИЯ

Начиная с 1961 г., когда Лерман впервые [2] обосновал высокое сродство ДНК к гетероциклическим ароматическим красителям, при котором ароматическое соединение встраивается между азотистыми основаниями ДНК, образуя интеркаляционные комплексы, количество исследований в данном научном направлении растет в геометрической прогрессии. Появляется потенциальная возможность для создания лигандов, способных связываться со специфическими генами и выключать их экспрессию. Органические интеркаляты могут ингибировать синтез нуклеиновых кислот, в настоящее время они применяются в качестве противоопухолевых препаратов. Например, актиномицин D используется при саркоме [3], опухоли Вильмса [4] и меланоме [5], даунорубицин – при лечении острого миелоидного лейкоза [6], нейробластомы и хронического миелогенного лейкоза [7], доксорубицин в основном применяется для лечения лимфомы Ходжкина [8]. Однако все известные интеркаляты характеризуются низкой селективностью.

Известные к настоящему времени интеркаляты состоят из плоских ароматических или гетероароматических групп, способных внедряться между соседними парами оснований. Эти комплексы стабилизируются за счет π–π-стекинговых взаимодействий, сил Ван-дер-Ваальса, гидрофобных взаимодействий и/или переноса заряда [9].

Интеркаляция ДНК вызывает локальные структурные возмущения в спирали ДНК, в основном частичное раскручивание спирали, что приводит к удлинению ДНК [10]. Эти структурные модификации приводят к прерыванию репликации, транскрипции и репарации ДНК, препятствуя связыванию ДНК с ассоциированными белками, такими как полимеразы, транскрипционные факторы и топоизомеразы [11].

Подавляющее большинство работ, представленных в научной литературе, посвящено изучению моноинтеркалятов. Моноинтеркаляты – это малые ароматические молекулы, которые интеркалируют между парами оснований ДНК либо со стороны большой, либо со стороны малой бороздки, при этом может реализоваться параллельная или перпендикулярная интеркаляция (рис. 1). Чем меньше интеркалят, тем меньше селективность и аффинность связывания с ДНК. Например, дауномицин и профлавин – примеры моноинтеркалятов, профлавин содержит три аннелированных ароматических кольца, дауномицин – четыре. Дауномицин, по причине большего размера молекулы по сравнению с профлавином, интеркалирует со стороны большой бороздки, т.е. в G-C-обогащенные области, в то время как профлавин может интеркалировать как в А-Т-, так и в G-C-области. Несмотря на то что профлавин обладает противоопухолевым действием, он проявляет низкую селективность и поэтому не используется в лечебной практике. Для повышения его селективности предприняты попытки модификации структуры за счет введения объемных заместителей [13, 14] (рис. 2).

 

Рис. 1. Визуализация параллельной (а) или перпендикулярной (б) интеркаляции по отношению к парам азотистых оснований ДНК (голубой цвет) [12].

 

Рис. 2. Модификация профлавина для увеличения аффинности и селективности связывания с ДНК [14].

 

Другой путь повышения селективности взаимодействия – бисинтеркаляция. Бисинтеркаляты образованы из двух моноинтеркалятов, ковалентно связанных спейсером (рис. 3). Создание бисинтеркалятов – сложная задача. Во-первых, по причине необходимости выбора оптимальной длины спейсера, чтобы позволить двум интеркалирующим частям лиганда встраиваться между азотистыми основаниями ДНК и образовывать π-связи с парами оснований ДНК. Поскольку при интеркаляции происходит частичное, локальное раскручивание ДНК, и расстояние между парами оснований может увеличиваться в 2 раза, то теоретически предсказать, какой длины требуется спейсер, очень сложно [15, 16]. Во-вторых, спейсер должен быть гидрофильным, иначе будут проблемы с растворимостью лиганда. Для обеспечения гидрофильности в составе спейсера должны быть гетероатомы (N, O). Однако их введение увеличивает жесткость спейсера, например, по сравнению с полиметиленовым спейсером. В-третьих, непосредственно для интеркаляции предпочтителен гидрофобный характер лиганда. Наличие в лиганде гидрофильных групп может привести к связыванию лиганда в малой бороздке, что сопровождается разрушением “хребта гидратации” и заменой упорядоченных Н-связанных молекул воды в бороздке на лиганд [17]. Поэтому необходимо при дизайне соблюдать баланс между гидрофобным/гидрофильным характером спейсера, его длиной и сродством к разным областям ДНК. Именно по этой причине бисинтрекаляты можно пересчитать буквально по пальцам – это бисдауномицин [16], эхиномицин [18], триостин [19], дитеркалиний [20], TOTO [21] и YOYO [22].

 

Рис. 3. 3D-изображение интеркаляционных комплексов ДНК с бисинтеркалятами: бисдауномицином и ТОТО [12].

 

Другая стратегия повышения аффинности и селективности интеркалятов – получение интеркалятов с боковыми заместителями, которые находятся диаметрально противоположно от интеркалирующего фрагмента. Для формирования комплекса один из заместителей должен “проткнуть” ДНК, пройти через пары оснований и находиться на одной бороздке ДНК, а второй заместитель – на другой бороздке (рис. 4).

 

Рис. 4. 3D-изображение интеркаляционных комплексов ДНК с ногаламицином. Реализуется дополнительное связывание периферийных заместителей с фрагментами малой и большой бороздки [12].

 

3. ПОРФИРИНЫ КАК ИНТЕРКАЛЯТОРЫ

Среди традиционных лигандов ДНК – производных бисфеназина, хинолона, актидина, бипирролов, продигининов, индолохинолиновых алкалоидов, стероидных имидазопиридинов, бензо[k,l]ксантинов, антрацена, антрахинона – особое положение занимают порфирины. Несомненное преимущество порфиринов и их структурных аналогов состоит в способности под действием света генерировать активные формы кислорода, следовательно, возможно необратимое повреждение ДНК, что актуально для фотодинамической терапии онкозаболеваний и создания лекарственных препаратов вирулицидного или антибактериального профиля. Кроме того, практически не ограничена возможность химической модификации порфиринов, что позволяет тонко настраивать их фотохимические свойства и комплексообразующую способность по отношению к нуклеиновым кислотам. Порфириновые соединения являются хромофорами. Спектральное проявление связывания порфиринов с ДНК очень яркое, и оно существенно отличается при связывании порфирина в большой/малой бороздке или его интеркаляции в ДНК. На примере тетракатионных порфиринов показано [23–25], что их интеркаляция в ДНК вызывает изменения в электронных спектрах поглощения порфиринов, называемых “отпечатками пальцев”: значительный длинноволновый сдвиг полосы Соре от 10 нм и более, гипохромность полосы Соре до 30–50%. Существенный батохромный сдвиг и гипохромный эффект объяснимы с точки зрения экситонных взаимодействий, возникающих благодаря сопряжению дипольного момента перехода оснований ДНК с соответствующими π–π*-переходами порфирина [26, 27]. В ряде работ сообщается, что при интеркаляции реализуется эффективный перенос энергии от азотистых оснований к фотовозбужденному порфирину [28, 29], что подтверждается уменьшением времени жизни флуоресценции порфиринов до 2–3 нс и отрицательным сигналом в области Соре спектра кругового дихроизма. В случае связывания порфиринов в бороздке ДНК гипохромность значительно меньше (табл. 1), время жизни флуоресценции порфирина увеличивается до 11–12 нс, т.к. нет контакта с тушителем флуоресценции (азотистыми основаниями), и, располагаясь в бороздке ДНК, порфирин частично изолирован от тушителя флуоресценции – молекул воды [30, 31]. В спектрах кругового дихроизма внешнее связывание порфирина с ДНК демонстрируют положительный сигнал в области Соре.

 

Таблица 1. Изменения в электронных спектрах поглощения тетра- и дикатионных порфиринов/металлопорфиринов при связывании с нуклеиновыми кислотами

Порфирин*	ДНК	Батохромный сдвиг Соре, Δλ, нм	Гипохромность H, %	Тип комплекса	Ссылка
H2T4	[poly(dG-dC)]2	23	34	Интеркалят	[32]
Zn(T4)	[poly(dG-dC)]2	0	4	Внешнее связывание	[35]
H2D4	[poly(dG-dC)]2	27	42	Интеркалят	[33]
H2D3	[poly(dG-dC)]2	20	36	Интеркалят	[34]
Zn(D4)	[poly(dG-dC)]2	15	39	Интеркалят	[33, 34]
Zn(D3)	[poly(dG-dC)]2	12	26	Интеркалят (по CD)	[33, 34]
H2T4	[poly(dA-dT)]2	9	–4	Внешнее связывание	[32]
Zn(T4)	[poly(dA-dT)]2	2	–6	Внешнее связывание	[35]
H2D4	[poly(dA-dT)]2	22	28	Интеркалят	[33]
H2D3	[poly(dA-dT)]2	16	24	Интеркалят (по CD)	[34]
Zn(D4)	[poly(dA-dT)]2	12	26	Интеркалят	[33, 34]
Zn(D3)	[poly(dA-dT)]2	9	26	Интеркалят	[33, 34]
Cu(TC3)	ssДНК	10	35	Интеркалят	[36]
Zn(TC3)	ssДНК	1	32	Внешнее связывание	[36]
H2TC3	ssДНК	8	43	Внешнее связывание	[36]
Cu(TC3)	GACGAC	10	45	Интеркалят	[36]
Cu(TC3)	GATTAC	10	38	Интеркалят	[36]
Cu(TC3)	GCGCAC	10	43	Интеркалят	[36]
Zn(TC3)	GACGAC	4	45	Внешнее связывание	[36]
H2TC3	GACGAC	9	54	Интеркалят	[36]
H2TC3	GCGCAC	9	39	Интеркалят	[36]
H2TC3	AGCGCA	8	43	Интеркалят	[36]
TΘOPP	ctДНК	6	23	Внешнее связывание	[37]
TΘOPP	ctДНК	18	54	Интеркалят	[37]
MDTMPyP	ctДНК	10	46	Интеркалят	[38]
CuMDTMPyP	ctДНК	4	41	Интеркалят	[38]
TPrpyP4	сtДНК	8	42	Интеркалят	[39]
TPrpyP4	[poly(dG-dC)]2	21	46	Интеркалят	[39]
TPrpyP4	[poly(dA-dT)]2	9	12	Внешнее связывание	[39]
TEtOHpyP(4)	сtДНК	6	37	Интеркалят	[39]
TEtOHpyP(4)	[poly(dG-dC)]2	20	50	Интеркалят	[39]
TEtOHpyP(4)	[poly(dA-dT)]2	9	12	Внешнее связывание	[39]
TMpyP(4)	сtДНК	7	40	Интеркалят	[39]
TMpyP(4)	[poly(dG-dC)]2	21	41	Интеркалят	[39]
TMpyP(4)	[poly(dA-dT)]2	7	7	Внешнее связывание	[40]
NiTPrpyP(4)	сtДНК	9	25	Интеркалят	[39]
NiTPrpyP(4)	[poly(dG-dC)]2	15	26	Интеркалят	[39]
NiTPrpyP(4)	[poly(dA-dT)]2	6	–22	Внешнее связывание	[39]
NiTEtOHpyP	сtДНК	8	9	Внешнее связывание	[39]
NiTEtOHpyP	[poly(dG-dC)]2	14	13	Внешнее связывание	[39]
NiTEtOHpyP	[poly(dA-dT)]2	4	–41	Внешнее связывание	[39]
TMPy4P	поли[d(GC)2]	20	54	Интеркалят	[41]
TMPy4P	поли[d(AT)2]	9	22	Внешнее связывание	[41]
TMPy3P	поли[d(GC)2]	14	59	Интеркаляция	[41]
TMPy3P	поли[d(AT)2]	5	38	Внешнее связывание	[41]

Примечание: полужирным шрифтом выделены значения, не соответствующие требованиям “отпечатков пальцев”. CD – круговой дихроизм.

* Структурные формулы порфиринов представлены на рис. 5.

 

Рис. 5. Структурные формулы тетра- и дикатионных порфиринов/металлопорфиринов.

 

Как видно из представленных данных (табл. 1), не все системы “порфирин–нуклеиновая кислота” соответствуют интеркаляционным комплексам по признакам спектральных изменений в области полосы Соре, в ряде случаев фиксируется чуть меньшее батохромное смещение (<10 нм) или гипохромность несколько ниже порогового значения 30%. В табл. 1 значения, не соответствующие требованиям “отпечатков пальцев”, выделены полужирным шрифтом. В каждом конкретном случае можно предположить причины несоответствия полученных результатов с “отпечатками пальцев”. Например, введение периферийных заместителей, содержащих углеводородный мостик (порфирины H2TC3, MDTMPyP), приводит к увеличению гидрофобного характера порфирина, поэтому меньший батохромный сдвиг, при связывании с нуклеиновыми кислотами, может быть обусловлен самоассоциацией порфиринов. Другая, вполне очевидная причина несоответствия прослеживается при сравнении результатов, полученных для систем, содержащих порфирин–поли[d(GC)₂] и порфирин–ДНК. В случае систем “порфирин–поли[d(GC)₂]” батохромное смещение и гипохромизм всегда соответствует “отпечаткам пальцев”, а для систем “порфирин–ДНК” – нет (табл. 1). Как указывалось выше, порфирины – это достаточно крупные лиганды, и их интеркаляция осуществляется в GC-обогащенные регионы [42]. ДНК тимуса теленка содержит ~58% AT- и 42% GC-оснований [43], т.е. вполне возможно бимодальное взаимодействие порфирина с ДНК, когда одновременно реализуется интеркаляционное взаимодействие в GC-обогащенные регионы и внешнее связывание порфирина с AT-обогащенными участками нуклеиновой кислоты. Регистрируемые спектральные изменения будут являться суперпозицией электронного поглощения порфириновых хромофоров, интеркалирующих и локализованных в бороздках ДНК.

При определении типа комплексов на основании исключительно результатов электронной спектроскопии необходимо очень тщательно и скрупулезно подходить к анализу условий спектрального эксперимента. Хорошо известный факт, что, варьируя соотношение концентраций порфирина и пар азотистых оснований нуклеиновой кислоты, можно добиться доминирования в растворе разных типов комплексов (интеркалятов, внешних электростатических и др.) [37, 44]. Не менее значимо время регистрации конечных спектральных изменений, например, в работе [37] при регистрации гипохромный эффект в системе TΘOPP–ctДНК в растворе 10 мM PIPES, 100 мM NaCl при pH 7.0 составил 16% непосредственно после смешения компонентов и 25% по прошествии 24 ч. На начальном этапе интеркаляции важную роль играют электростатические взаимодействия катионных порфиринов с отрицательно заряженным остовом нуклеиновой кислоты, поэтому спектральное проявление комплексообразования порфиринов с нуклеиновыми кислотами существенно зависит от сольватирующей среды (буфера, ионной силы) [37]. Например, результаты, представленные в табл. 1 для системы H2T4–поли[d(GC)₂], полученные в разных буферах – фосфатном (рН 6.8), PIPES (рН 7.0) и TRIS (рН 7.4), – привели к разным величинам гипохромного эффекта – 34, 41 и 54% соответственно. Для системы TΘOPP–ctДНК замена буфера PIPES (рН 7.0) на воду (рН 7.0) с NaCl (10 мМ) приводит к смене механизма взаимодействия от интеркалята к внешнему комплексу [37].

Следующий фактор, который необходимо учитывать при проведении исследований или анализе данных, – это температура. В работе [38] на примере систем MDTMPyP–ctДНК показано, что гипохромный эффект при 15°С составляет 56.25%, а при 30°С – 43.89%. Еще в большей степени температурный фактор скажется на системах, содержащих поли- или олигонуклеотиды. Известно, что при увеличении температуры двухнитевая нуклеиновая кислота расплетается. Как правило, температура плавления природных ДНК находится в интервале 50–80°С, с уменьшением длины биополимера интервал смещается в область более низких температур, а в случае короткоцепочечных олигонуклеотидов (20–30 п.н.) температура плавления находится в интервале 24–40°С. Данный фактор необходимо учитывать, т.к. характер взаимодействия порфиринов с дуплексом или расплавленной нуклеиновой кислотой будет отличаться.

Сложность и высокая чувствительность комплексов нуклеиновых кислот с порфиринами приводит к тому, что, как правило, отнесение к интеркаляционным комплексам порфиринов с нуклеиновыми кислотами делается по совокупности результатов, например, с привлечением данных кругового дихроизма, анализа кинетики тушения флуоресценции порфиринов, температур плавления нуклеиновой кислоты, вискозиметрических исследований.

Следует отметить, что наиболее изучены процессы комплексообразования нуклеиновых кислот с симметричными катионными мезозамещенными порфиринами [42, 45, 46]. Хотя большинство результатов в литературе относится к взаимодействию ДНК с тетракатионным водорастворимым 5,10,15,20-тетракис(4-метилпиридил)порфирином (TMPy4P), есть также сообщения о других типах катионных мезозамещенных симметричных порфиринов, таких как порфирины с диазолиевыми [47], имидазолиевыми [48], пиразолиевыми кольцами [49], производными фенола [50], пирена [51], аминогруппами [52], а также положительно заряженными мезо-тетраарилзамещенными порфиринами [53] и другими катионными порфиринами (табл. 1). Вызывает интерес теоретическая работа [54], в которой изучалось взаимодействие монокатионного порфирина с парами нуклеотидов А–Т и G–C, а также с аденин-тиминовыми полинуклеотидами или с гуанин-цитозиновыми полинуклеотидами. Авторы пришли к заключению, что при формировании комплексов на начальном этапе в электростатическом притяжении к фосфатным группам участвует только один катионный заместитель порфирина. Кроме того, авторам удалось обосновать экспериментально наблюдаемый сдвиг полосы Соре порфирина при интеркаляции TMPy4P с аденин-тиминовыми полинуклеотидами (437 нм) или с гуанин-цитозиновыми полинуклеотидами (445 нм).

На примере симметричных тетразамещенных порфиринов [55–57] установлено, что введение объемных заместителей не позволяет осуществить интеркаляцию порфиринов в ДНК, в этих случаях порфирин локализован в области большой бороздки.

4. НЕКЛАССИЧЕСКАЯ ИНТЕРКАЛЯЦИЯ

В работе [58] был проведен рентгеноструктурный анализ комплексов Cu(II)-мезо-тетра(N-метил-4-пиридил)порфирина] c ДНК. Указанный катионный порфирин при интеркаляции вызывает искажение одной из спиралей ДНК, при этом одно из азотистых оснований – цитозин – выворачивается из спирального стека (наружу ДНК). В этом случае интеркаляция происходит только с одной цепью ДНК, а связанный таким образом порфирин вызывает при этом искажение второй цепи ДНК (рис. 6).

 

Рис. 6. (а) – Изображение непрерывной спирали, наблюдаемое в кристалле d(CGATCG)·CuTMPyP4; (б) – суммарная электронная плотность комплекса d(CGATCG)–CuTMPyP4; (в) – модель комплекса d(CGATCG)·CuTMPyP4 [58].

 

Авторы данной работы [58] предложили для подобных комплексов термин “полуинтеркаляция”. Полуинтеркаляционное взаимодействие ДНК с моногетерил-замещенными трикатионными порфиринами, с пиридильными группами, введенными в мезоположение фенильного заместителя, было обнаружено в работе [44].

Авторы работы [59] доказали полуинтеркаляционное взаимодействие [Rh(bpy)₂(chrysi)]³⁺ с ДНК. Комплекс родия встраивается в стопку оснований через малую бороздку и выворачивает азотистые основания наружу. Выброс основания приводит к большому поражению ДНК, которое можно легко распознать in vivo.

В работе по изучению механизма интеркаляции этидий бромида в ДНК с последовательностью d(GCATGAACGAACGAACGC) методами молекулярной динамики было установлено, что полноценному встраиванию лиганда в ДНК предшествует стадия выворачивания азотистого основания наружу из спирального стекинга. При полной интеркаляции этидий бромида в нуклеиновую кислоту вывернутое основание возвращается внутрь молекулы [60].

Подобное нарушение одной из спиралей дуплекса, где одно из оснований оказывается вывернутым, наблюдалось и в работах [61, 62]. Согласно рентгеноструктурным данным, интеркаляция порфиринов и [Ru(bpy)₂dppz]²⁺ (bpy = 2,2'-бипиридин и dppz = дипиридофеназин) также может вызывать выворачивание азотистого основания нуклеиновой кислоты из стекинга.

Эти работы стали основой гипотезы о возможности повышения селективности связывания нуклеиновых кислот с лигандами за счет полуинтеркаляционного взаимодействия с ДНК. Стабилизация полученной структуры с “перевернутым” основанием в среду раствора предполагалась за счет образования дополнительных связей между данным основанием и периферийным заместителем порфирина [63, 64]. Очевидно, что для подобного механизма взаимодействия необходимо, чтобы катионный порфирин был несимметричным, и в нем периферийный заместитель обеспечивал бы комплементарное взаимодействие с вывернутым из стекинга азотистым основанием.

Анализ литературных сведений показал, что число работ, посвященных изучению связывания ДНК с несимметричными порфиринами, очень мало, и, как правило, эти исследования выполнены в последние 5–7 лет. Например, в работе [65] были синтезированы порфирины, содержащие в транс-положениях макрокольца две катионные пиридиниевые группы и две группы – производные карбазола. В условиях фотооблучения синтезированный порфирин оказывает большее деструктивное действие на ДНК по сравнению с тетракатионным TMPyP. Следует отметить, что убедительных доказательств интеркаляционного взаимодействия в статье не представлено. Кроме того, очевидно, что карбазолил-содержащий порфирин с двумя периферийными группами, обеспечивающими растворимость, будет очень склонен к агрегации. К сожалению, этот аспект в статье не учитывался.

Рядом исследователей были предприняты попытки изучения взаимодействия ДНК с водонерастворимыми асимметричными порфиринами, например, с порфирин-кумариновыми диадами [66]. Порфирины растворяли в смешанном растворителе 5% ДМФА–TRIS-буфер. Данная публикация интересна с точки зрения проведенных в работе квантово-химических расчетов; результаты экспериментальных исследований сомнительны, в основном по причине использования смешанно-органического растворителя, который существенно влияет на состояние ДНК.

Был синтезирован ряд трикатионных порфиринов, содержащих в четвертом фенильном заместителе порфирина гидрофобные группы: –C(O)C₇F₁₅, –C(O)CH=CH₂, C(O)CH₃, –C(O)C₇H₁₅ и –C(O)C₁₅H₃₁, изучено их взаимодействие с ДНК [67]. В работе убедительно показано, что порфирины интеркалируют в ДНК тимуса теленка, увеличение гидрофобности заместителей обеспечивает более высокую аффинность и фотобиологическую активность в отношении плазмидной ДНК pRTI5.

Нам не удалось обнаружить публикаций, в которых бы реализовалась схема полуинтеркаляционного взаимодействия между несимметрично замещенными порфиринами и нуклеиновой кислотой с выворачиванием азотистого основания. Поэтому были предложены несколько порфириновых структур (рис. 7), которые впоследствии были синтезированы, и начаты исследования их взаимодействия с репрезентативными олигонуклеотидами и природными ДНК.

 

Рис. 7. Несимметричные катионные порфирины, содержащие остатки гетероароматических молекул.

 

В табл. 2 представлены результаты спектрального проявления комплексообразования трикатионных порфиринов с нуклеиновыми кислотами. Обращают на себя внимание большие гипохромные эффекты при связывании несимметричных порфиринов с поли[d(GC)₂], а также аномально большие гипохромные эффекты при связывании с поли[d(AT)₂]. Если опираться на критерий “отпечатков пальцев”, то практически все изученные системы (табл. 2) должны быть отнесены к интеркаляционным комплексам, однако это утверждение неверно. При классической интеркаляции ДНК должна раскрутиться и создать полость для размещения лиганда. При этом сохраняется спаривание азотистых оснований, а сама нуклеиновая кислота сохраняет свою двойную спиральную структуру. При полуинтеркаляции встраивание объемного порфирина, содержащего гетероароматический фрагмент, может привести к различным последствиям: нарушению спаривания оснований Уотсона–Крика, нарушению спирализации ДНК, нарушению конформации одной из спиралей ДНК, выворачиванию азотистого основания в среду раствора. В каждом конкретном случае микроокружение порфирина будет отличаться, может изменяться поляризация π-системы макрокольца и происходить нарушение его планарности, степень π–π-взаимодействия порфиринового макроцикла с азотистыми основаниями также может быть различной. Приведенное в табл. 2 отнесение к типам комплексов сделано по совокупности результатов электронной и флуоресцентной спектроскопии, термохимических методов и ИК-спектроскопических исследований. Несмотря на определенное сходство порфиринов, их взаимодействие с нуклеиновыми кислотами поражает своим разнообразием, например, порфирин с остатком кофеина, единственный из изученных трикатионных гетерил-замещенных порфиринов, образует полуинтеркаляты с поли[d(AT)₂]. Порфирин с остатком индола образует с олигонуклеотидами и природными ДНК интеркаляционные комплексы, в которых интеркалирующий фрагмент представлен гетерильным заместителем, а порфириновый макрогетероцикл образует электростатический комплекс с другой молекулой нуклеиновой кислоты. В результате подобного взаимодействия происходит осаждение нуклеиновых кислот, что может быть использовано в лабораторно-клинической и исследовательской практике для выделения нуклеиновых кислот для сложных анализов, таких как секвенирование, генотипирование, где необходим максимально сохранный образец нуклеиновой кислоты. Исследования взаимодействия несимметричных трикатионных порфиринов с нуклеиновыми кислотами находятся в начальной стадии. На основании имеющихся сведений пока невозможно подтвердить или опровергнуть гипотезу о новом способе повышения селективности за счет многоточечного взаимодействия, но полученные к настоящему времени сведения [63, 64, 68, 69] говорят о высокой перспективности этих соединений. В дальнейшем планируется расширить ряд исследуемых порфиринов, в том числе содержащих остатки азотистых оснований (гуанина, цитозина, ароматических соединений с гибкой и жесткой привязкой в порфириновому макрокольцу), изучить изменение конформации нуклеиновых кислот при связывании с трикатионными порфиринами, содержащими гетероароматические фрагменты.

 

Таблица 2. Изменения в электронных спектрах поглощения несимметричных порфиринов при связывании с нуклеиновыми кислотами

Порфирин	ДНК	Батохромный сдвиг Соре, Δλ, нм	Гипохромность H, %	Тип комплекса	Ссылка
PorN	поли[d(GC)2]	16	65	Интеркаляция порфиринового макрокольца или интеркаляция моногетерильного заместителя с нарушением спирального π-стекинга	[63, 64]
	поли[d(AT)2]	12	42	Внешнее связывание	[63, 64]
	ssДНК	13	62	Внешнее связывание	[64]
	ctДНК	12	56	Интеркаляционные комплексы с различной геометрией	[64]
PorS	поли[d(GC)2]	15	63	Интеркаляция порфиринового макрокольца или интеркаляция моногетерильного заместителя с нарушением спирального π-стекинга	[63]
	поли[d(AT)2]	12	42	Внешнее связывание	[63]
PorO	поли[d(GC)2]	15	61	Интеркаляция порфиринового макрокольца или интеркаляция моногетерильного заместителя с нарушением спирального π-стекинга	[63]
	поли[d(AT)2]	9	40	Внешнее связывание	[63]
PorCof	поли[d(GC)2]	15	52	Интеркаляция порфиринового макрокольца или интеркаляция порфиринового макрокольца с нарушением спирального π-стекинга	[68]
	поли[d(AT)2]	9	40	Интеркаляция порфиринового макрокольца или интеркаляция моногетерильного заместителя с нарушением спирального π-стекинга	[68]
	ctДНК	11	55	Интеркаляция	[68]
PorAD	поли[d(GC)2]	3	40	Интеркаляция порфиринового макрокольца или интеркаляция порфиринового макрокольца с нарушением спирального π-стекинга	–
	поли[d(AT)2]	5	23	Интеркаляция порфирина в poly[d(AT)2] приводит к нарушению одной из цепей нуклеиновой кислоты, с выворачиванием азотистого основания из спирального стекинга и фиксацией данной конформации за счет дополнительного связывания этого азотистого основания с адениновым заместителем порфирина	–
PorIn	поли[d(GC)2]	16	44	Интеркаляция моногетерильного заместителя порфирина, самоассоциация или агрегация комплексов при охлаждении растворов	69
	поли[d(AT)2]	6	36	Интеркаляция моногетерильного заместителя порфирина, самоассоциация или агрегация комплексов при охлаждении растворов	69
	ctДНК	–	–	Выпадение осадка	69

 

5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Представленный обзор литературы позволяет заключить, что наряду с завораживающей перспективностью применения порфиринов как интеркалятов ДНК существует огромное количество нерешенных вопросов, среди которых низкая селективность/аффинность связывания интеркалятов с ДНК, необходимость разработки новых подходов к повышению селективности, малая изученность процессов взаимодействия ДНК с асимметричными порфиринами. Трикатионные порфирины, содержащие гетероароматические остатки молекул, демонстрируют, что характер их взаимодействия с нуклеиновыми кислотами более сложный и многогранный, систематические исследования подобных систем приведут к новым открытиям, а понимание молекулярного механизма интеркаляции несимметричных порфиринов поможет в дальнейшем улучшить и повысить эффективность разработки лекарств для лечения генетических, онкологических, вирусных и бактериальных заболеваний.

ФОНДОВАЯ ПОДДЕРЖКА

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда (грант № 23-13-00235).

СОБЛЮДЕНИЕ ЭТИЧЕСКИХ СТАНДАРТОВ

Настоящая статья не содержит описания исследований, выполненных авторами данной работы, с участием людей или использованием животных в качестве объектов исследования.

КОНФЛИКТ ИНТЕРЕСОВ

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

ВКЛАД АВТОРОВ

Все авторы внесли равный вклад в написание этой статьи.

ДОСТУПНОСТЬ ДАННЫХ

Данные, подтверждающие выводы настоящего исследования, можно получить у корреспондирующего автора по обоснованному запросу.

About the authors

N. S. Lebedeva

Institute of Chemistry of Solutions named after G.A. Krestov, Russian Academy of Sciences

Email: yurina_elena77@mail.ru
Russian Federation, ul. Academicheskaya 1, Ivanovo, 153045

E. S. Yurina

Institute of Chemistry of Solutions named after G.A. Krestov, Russian Academy of Sciences

Author for correspondence.
Email: yurina_elena77@mail.ru
Russian Federation, ul. Academicheskaya 1, Ivanovo, 153045

References

Supplementary files