Серотонинергическая иннервация спинного мозга лягушки и участие 5-НТ5A рецепторов в модуляции миниатюрных глицинергических потенциалов поясничных мотонейронов

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Роль серотониновых рецепторов 5-НТ5A в модуляции миниатюрной тормозной синаптической активности исследована с помощью внутриклеточной регистрации миниатюрных глицинергических тормозных постсинаптических потенциалов (глимТПСП) в мотонейронах поясничных сегментов изолированного спинного мозга лягушки Rana ridibunda. В среде, содержащей ТТх, СNQX, DAP5, bicucullinе, аппликация агониста серотониновых рецепторов 5-СТ (10 мкМ) с высокой аффинностью к 5-НТ5A приводила к подавлению частоты на 86%, а также исчезновению высокоамплитудных глимТПСП (200–500 мкВ) при сохранении редких потенциалов амплитудой около 100 мкВ, что свидетельствует о возможности пре- и постсинаптического действия 5-СТ в такой концентрации, не исчерпывающегося его действием только на 5-НТ5A рецепторы. Добавление в среду метисергида, блокатора 5-НТ1,2 рецепторов, снижало среднюю частоту глимТПСП на 67%, частоту высокоамплитудных событий в 5 раз и их среднюю амплитуду на 20%, что может свидетельствовать об участии 5-НТ5A рецепторов в пре- и постсинаптической модуляции в глимТПСП мотонейронов. Аппликация 1 мкМ 5-СТ приводила к уменьшению частоты глимТПСП на 49% без заметного изменения амплитуды глимТПСП, а последующее введение в раствор SB-699551, селективного антагониста 5-НТ5A рецепторов, увеличивало частоту событий на 41%, что подтверждает участие 5-НТ5A рецепторов в пресинаптической модуляции глимТПСП. Иммунофлуоресцентное исследование показало, что супра- и интраспинальные 5-НТ+ ir нейроны дают обильные ветвления в поясничном отделе с возможностью образования аксосоматических контактов с мечеными мотонейронами и аксодендритных контактов на проксимальных и дистальных участках их дендритов. Также возможно образование контактов в перимедулярном сплетении, пронизанном дистальными дендритами мотонейронов и астроцитарными отростками. Это представляет структурную основу для пост-, пре- и экстрасинаптической модуляции активности мотонейронов серотонином. Возможность постсинаптической модуляции активности мотонейронов через 5-НТ5A рецепторы подтверждает точечноподобная флуоресценция 5-НТ5ARlike+ сигнала на дендритах и телах меченых мотонейронов, который присутствует в нейропиле, но отсутствует в перимедулярном сплетении. Двойное мечение антителами к 5-НТ5A рецептору и Са 2+ -связывающему белку, парвальбумину (PV+ir), выявило локализацию 5-НТ5ARlike+ в миелиновой оболочке волокон дорсальных и вентромедиальных канатиков. На препаратах после длительной стимуляции вентральных корешков через всасывающие электроды при мечении мотонейронов биоцитином обнаружен яркий 5-НТ5ARlike+ сигнал в миелине моторных аксонов, дорсальнокорешковых волокон, входящих в мозг в области дорсального рога и отдельных волокон вентромедиального канатика. Обсуждается участие экстрасинаптических рецепторов 5-НТ5A в функционировании цепей обратной связи активности поясничных мотонейронов, с возможным участием в этих цепях глиальных элементов.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Н. М. Чмыхова

Институт эволюционной физиологии и биохимии им. И.М. Сеченова РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: nchmykhova@gmail.com
Россия, Санкт-Петербург

Д. С. Васильев

Институт эволюционной физиологии и биохимии им. И.М. Сеченова РАН

Email: nchmykhova@gmail.com
Россия, Санкт-Петербург

Н. П. Веселкин

Институт эволюционной физиологии и биохимии им. И.М. Сеченова РАН

Email: nchmykhova@gmail.com
Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Plassat JL, Boschert U, Amlaiky N, Hen R (1992) The mouse 5HT5 receptor reveals a remarkable heterogeneity within the 5HT1D receptor family. EMBO J 11: 4779–4786. https://doi.org/10.1002/j.1460-2075.1992.tb05583.x
  2. Rees S, den Daas I, Foord S, Goodson S, Bull D, Kilpatrick G, Lee M (1994) Cloning and characterisation of the human 5‐HT5A serotonin receptor. FEBS Lett 355: 242–246. https://doi.org/10.1016/0014-5793(94)01209-1
  3. Grailhe R, Grabtree GW, Hen R (2001) Human 5-HT5 receptors: the 5-HT5A receptor is functional but the 5-HT5B receptor was lost during mammalian evolution. Eur J Pharmacol 418: 157–167. https://doi.org/10.1016/S0014-2999(01)00933-5
  4. Barnes NM, Ahern GP, Becamel C, Bockaert J, Camilleri M, Chaumont-Dubel S, Claeysen S, Cunningham KA, Fone KC, Gershon M, Di Giovanni G, Goodfellow NM, Halberstadt AL, Hartley RM, Hassaine G, Herrick-Davis K, Hovius R, Lacivita E, Lambe EK, Leopoldo M, Levy FO, Lummis SCR, Marin P, Maroteaux L, McCreary AC, Nelson DL, Neumaier JF, Newman-Tancredi A, Nury H, Roberts A, Roth BL, Roumier A, Sanger GJ, Teitler M, Sharp T, Villalón CM, Vogel H, Watts SW, Hoyer D (2021) International Union of Basic and Clinical Pharmacology. CX. Classification of Receptors for 5-hydroxytryptamine; Pharmacology and Function. Pharmacol Rev 73: 310–520. https://doi.org/10.1124/pr.118.015552
  5. Oliver K, Kinsey A, Wainwright A, Sirinathsinghji DJ (2000) Localization of 5-ht5A receptor-like immunoreactivity in the rat brain. Brain Res 867: 131–142. https://doi.org/10.1016/S0006-8993(00)02273-3
  6. Doly S, Fischer J, Brisorgueil M-J, Vergé D, Conrath M (2004) 5-HT5A receptor localization in the rat spinal cord suggests a role in nociception and control of pelvic floor musculature. J Comp Neurol 476: 316–329. https://doi.org/10.1002/cne.20214
  7. Xu C, Giuliano F, Sun XQ, Brisorgueil M-J, Leclerc P, Vergé D, Conrath M (2007) Serotonin 5-HT2A and 5-HT5A receptors are expressed by different motoneuron populations in rat Onuf’s nucleus. J Comp Neurol 502: 620–634. https://doi.org/10.1002/cne.21344
  8. Hurley PT, McMahon RA, Fanning P, O’Boyle KM, Rogers M, Martin F (1998) Functional coupling of a recombinant Human 5-HT5A receptor to G-proteins in HEK-293 cells. Br J Pharmacol 124: 1238–1244. https://doi.org/10.1038/sj.bjp.0701928
  9. Francken BJB, Jurzak M, Vanhauwe JFM, Luyten WHML, Leysen JE (1998) The human 5-HT5A receptor couples to Gi/Go proteins and inhibits adenylate cyclase in HEK 293 cells. Eur J Pharmacol 361: 299–309. https://doi.org/10.1016/S0014-2999(98)00744-4
  10. Francken BJ, Josson K, Lijnen P, Jurzak M, Luyten WH, Leysen JE (2000) Human 5-hydroxytryptamine(5A) receptors activate coexpressed G(i) and G(o) proteins in Spodoptera frugiperda 9 cells. Mol Pharmacol 57: 1034–1044.
  11. Thomas D (2006) 5-ht5A receptors as a therapeutic target. Pharmacol Ther 111: 707–714. https://doi.org/10.1016/j.pharmthera.2005.12.006
  12. Thomas DR, Soffin EM, Roberts C, Kew JNC, de la Flor RM, Dawson LA, Fry VA, Coggon SA, Faedo S, Hayes PD, Corbett DF, Davies CH, Hagan JJ (2006) SB-699551-A (3-cyclopentyl-N-[2-(dimethylamino)ethyl]-N-[(4′-{[(2-phenylethyl)amino]methyl}-4-biphenylyl)methyl]propanamide dihydrochloride), a novel 5-ht5A receptor-selective antagonist, enhances 5-HT neuronal function: Evidence for an autoreceptor role. Neuropharmacology 51: 566–577. https://doi.org/10.1016/j.neuropharm.2006.04.019
  13. Yamazaki M, Harada K, Yamamoto N, Yarimizu J, Okabe M, Shimada T, Ni K, Matsuoka N (2014) ASP5736, a novel 5-HT5A receptor antagonist, ameliorates positive symptoms and cognitive impairment in animal models of schizophrenia. Eur Neuropsychopharmacol 24: 1698–1708. https://doi.org/10.1016/j.euroneuro.2014.07.009
  14. Muñoz-Islas E, Vidal-Cantú GC, Bravo-Hernández M, Cervantes-Durán C, Quiñonez-Bastidas GN, Pineda-Farias JB, Barragán-Iglesias P, Granados-Soto V (2014) Spinal 5-HT5A receptors mediate 5-HT-induced antinociception in several pain models in rats. Pharmacol Biochem Behav 120: 25–32. https://doi.org/10.1016/j.pbb.2014.02.001
  15. Avila-Rojas SH, Velázquez-Lagunas I, Salinas-Abarca AB, Barragán-Iglesias P, Pineda-Farias JB, Granados-Soto V (2015) Role of spinal 5-HT5A, and 5-HT1A/1B/1D, receptors in neuropathic pain induced by spinal nerve ligation in rats. Brain Res 1622: 377–385. https://doi.org/10.1016/j.brainres.2015.06.043
  16. Vidal-Cantú GC, Jiménez-Hernández M, Rocha-González HI, Villalón CM, Granados-Soto V, Muñoz-Islas E (2016) Role of 5-HT5A and 5-HT1B/1D receptors in the antinociception produced by ergotamine and valerenic acid in the rat formalin test. Eur J Pharmacol 781: 109–116. https://doi.org/10.1016/j.ejphar.2016.04.009
  17. Curtin PCP, Medan V, Neumeister H, Bronson DR, Preuss T (2013) The 5-HT5A Receptor Regulates Excitability in the Auditory Startle Circuit: Functional Implications for Sensorimotor Gating. J Neurosci 33: 10011–10020. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.4733-12.2013
  18. Braff DL, Geyer MA, Swerdlow NR (2001) Human studies of prepulse inhibition of startle: normal subjects, patient groups, and pharmacological studies. Psychopharmacology (Berl) 156: 234–258. https://doi.org/10.1007/s002130100810
  19. Braff DL (2010) Prepulse Inhibition of the Startle Reflex: A Window on the Brain in Schizophrenia. pp 349–371.
  20. Arias B, Collier D, Gastó C, Pintor L, Gutiérrez B, Vallès V, Fañanás L (2001) Genetic variation in the 5-HT5A receptor gene in patients with bipolar disorder and major depression. Neurosci Lett 303: 111–114. https://doi.org/10.1016/S0304-3940(01)01701-3
  21. Whitaker KW, Neumeister H, Huffman LS, Kidd CE, Preuss T, Hofmann HA (2011) Serotonergic modulation of startle-escape plasticity in an African cichlid fish: a single-cell molecular and physiological analysis of a vital neural circuit. J Neurophysiol 106: 127–137. https://doi.org/10.1152/jn.01126.2010
  22. Ankri N, Legendre P, Faber DS, Korn H (1994) Automatic detection of spontaneous synaptic responses in central neurons. J Neurosci Methods 52: 87–100. https://doi.org/10.1016/0165–0270(94)90060–4
  23. Hancock MB (1984) Visualization of peptide-immunoreactive processes on serotonin-immunoreactive cells using two-color immunoperoxidase staining. J Histochem Cytochem 32: 311–314. https://doi.org/10.1177/32.3.6198359
  24. Romeis B (1953) Microscopische technik. M Issue FL, Transl 414–415.
  25. Kreiling JA, Stephens RE, Reinisch CL (2005) A mixture of environmental contaminants increases cAMP-dependent protein kinase in Spisula embryos. Environ Toxicol Pharmacol 19: 9–18. https://doi.org/10.1016/j.etap.2004.02.007
  26. Liliya V, Desislava Z, Petia K (2017) Tryptophan Hydroxylase and Serotonin Receptors 5-HT1A, 5-HT2A, 5-HT3A, 5-HT4, 5-HT5A, 5-HT6 and 5-HT7 in Frog and Turtle Retina: an Immunofluorescence Study. J Adv Mol Biol 1. https://doi.org/10.22606/jamb.2017.11003
  27. Stensaas LJ, Stensaas SS (1967) Astrocytic neuroglial cells, oligodendrocytes and microgliacytes in the spinal cord of the toad. Zeitschrift f r Zellforsch und Mikroskopische Anat 84: 473–489. https://doi.org/10.1007/BF00320863
  28. Stensaas LJ, Stensaas SS (1968) Astrocytic neuroglial cells, oligodendrocytes and microgliacytes in the spinal cord of the toad. Zeitschrift f r Zellforsch und Mikroskopische Anat 86: 184–213. https://doi.org/10.1007/BF00348524
  29. Levit Kaplan A, Strachan RT, Braz JM, Craik V, Slocum S, Mangano T, Amabo V, O’Donnell H, Lak P, Basbaum AI, Roth BL, Shoichet BK (2022) Structure-Based Design of a Chemical Probe Set for the 5-HT5A Serotonin Receptor. J Med Chem 65: 4201–4217. https://doi.org/10.1021/acs.jmedchem.1c02031
  30. Tan Y, Xu P, Huang S, Yang G, Zhou F, He X, Ma H, Xu HE, Jiang Y (2022) Structural insights into the ligand binding and Gi coupling of serotonin receptor 5-HT5A. Cell Discov 8: 50. https://doi.org/10.1038/s41421-022-00412-3
  31. Kalinina NI, Zaitsev AV, Vesselkin NP (2018) Presynaptic serotonin 5-HT1B/D receptor-mediated inhibition of glycinergic transmission to the frog spinal motoneurons. J Comp Physiol A 204: 329–337. https://doi.org/10.1007/s00359-017-1244-y
  32. Калинина НИ, Веселкин НП (2022) Участие 5-НТ1 и 5-НТ5А рецепторов в модуляции синаптической передачи и внутренних свойств мембраны спинальных мотонейронов лягушки (Rana ridibunda). Российский физиологический журнал им И М Сеченова 108: 85–97. https://doi.org/10.31857/S0869813922010071
  33. Krobert KA, Andressen KW, Levy FO (2006) Heterologous desensitization is evoked by both agonist and antagonist stimulation of the human 5-HT7 serotonin receptor. Eur J Pharmacol 532: 1–10. https://doi.org/10.1016/j.ejphar.2005.11.039
  34. De Deurwaerdère P, Bharatiya R, Chagraoui A, Di Giovanni G (2020) Constitutive activity of 5-HT receptors: Factual analysis. Neuropharmacology 168: 107967. https://doi.org/10.1016/j.neuropharm.2020.107967
  35. Antal M, Kraftsik R, Székely G, Van Derloos H (1986) Distal dendrites of frog motor neurons: a computer-aided electron microscopic study of cobalt-filled cells. J Neurocytol 15: 303–310. https://doi.org/10.1007/BF01611433
  36. ten Donkelaar HJ (1998) Anurans. In: The Central Nervous System of Vertebrates. Springer Berlin Heidelberg. Berlin. Heidelberg. 1151–1314.
  37. Branchereau P, Rodriguez JJ, Delvolvé I, Abrous DN, Le Moal M, Cabelguen JM (2000) Serotonergic systems in the spinal cord of the amphibian urodele Pleurodeles waltl. J Comp Neurol 419: 49–60. https://doi.org/10.1002/(sici)1096-9861(20000327)419:1 <49:: aid-cne3>3.0.co;2-#
  38. Székely G (1976) The morphology of motoneurons and dorsal root fibers in the frog’s spinal cord. Brain Res 103: 275–290. https://doi.org/10.1016/0006-8993(76)90799-X
  39. Birinyi A, Antal M, Wolf E, Székely G (1992) The Extent of the Dendritic Tree and the Number of Synapses in the Frog Motoneuron. Eur J Neurosci 4: 1003–1012. https://doi.org/10.1111/j.1460-9568.1992.tb00127.x
  40. Dityatev AE, Chmykhova NM, Dityateva G V, Babalian AL, Kleinle J, Clamann HP (2001) Structural and physiological properties of connections between individual reticulospinal axons and lumbar motoneurons of the frog. J Comp Neurol 430:433–447. https://doi.org/10.1002/1096-9861(20010219)430:4<433:: aid-cne1041>3.0.co;2-z
  41. William Soller R (1977) Monoaminergic inputs to frog motoneurons: An anatomical study using fluorescence histochemical and silver degeneration techniques. Brain Res 122: 445–458. https://doi.org/10.1016/0006-8993(77)90456-5
  42. Montague SJ, Fenrich KK, Mayer-Macaulay C, Maratta R, Neuber-Hess MS, Rose PK (2013) Nonuniform distribution of contacts from noradrenergic and serotonergic boutons on the dendrites of cat splenius motoneurons. J Comp Neurol 521: 638–656. https://doi.org/10.1002/cne.23196
  43. Maratta R, Fenrich KK, Zhao E, Neuber-Hess MS, Rose PK (2015) Distribution and density of contacts from noradrenergic and serotonergic boutons on the dendrites of neck flexor motoneurons in the adult cat. J Comp Neurol 523: 1701–1716. https://doi.org/10.1002/cne.23765
  44. Chmykhova NM, Adanina VO, Karamian OA, Kozhanov VM, Vesselkin NP, Clamann H-P (2005) Comparative study of spinal motoneuron axon collaterals. Brain Res Bull 66: 381–386. https://doi.org/10.1016/j.brainresbull.2004.08.008
  45. Geurts FJ, De Schutter E, Timmermans J-P (2002) Localization of 5-HT2A, 5-HT3, 5-HT5A and 5-HT7 receptor-like immunoreactivity in the rat cerebellum. J Chem Neuroanat 24: 65–74. https://doi.org/10.1016/S0891-0618(02)00020-0
  46. Grantyn R, Shapovalov AI, Shiriaev BI (1984) Tracing of frog sensory-motor synapses by intracellular injection of horseradish peroxidase. J Physiol 349: 441–458. https://doi.org/10.1113/jphysiol.1984.sp015166
  47. Chmykhova NM, Babalian AL (1992) [A light microscopic study of the axonal collaterals of the lumbar motoneurons in the spinal cord of the frog Rana ridibunda]. Zh Evol Biokhim Fiziol 28: 244–253.
  48. Chmykhova NM, Babalian AL (1993) Structure of recurrent axon collaterals of frog lumbar motoneurons as revealed by intracellular HRP labelling. Brain Res 603:289–295. https://doi.org/10.1016/0006-8993(93)91250-v
  49. Hossaini M, French PJ, Holstege JC (2007) Distribution of glycinergic neuronal somata in the rat spinal cord. Brain Res 1142: 61–69. https://doi.org/10.1016/j.brainres.2007.01.078
  50. Zhang J, Lanuza GM, Britz O, Wang Z, Siembab VC, Zhang Y, Velasquez T, Alvarez FJ, Frank E, Goulding M (2014) V1 and V2b Interneurons Secure the Alternating Flexor-Extensor Motor Activity Mice Require for Limbed Locomotion. Neuron 82: 138–150. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2014.02.013
  51. Adanina VO, Rio JP, Adanina AS, Reperant J, Veselkin NP (2010) GABA- and glycine-immunoreactive synapses in spinal cord of frog Rana temporaria. Cell tissue biol 4: 380–390. https://doi.org/10.1134/S1990519X10040115
  52. Ashrafi S, Betley JN, Comer JD, Brenner-Morton S, Bar V, Shimoda Y, Watanabe K, Peles E, Jessell TM, Kaltschmidt JA (2014) Neuronal Ig/Caspr Recognition Promotes the Formation of Axoaxonic Synapses in Mouse Spinal Cord. Neuron 81: 120–129. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2013.10.060
  53. Mu Y, Bennett D V., Rubinov M, Narayan S, Yang C-T, Tanimoto M, Mensh BD, Looger LL, Ahrens MB (2019) Glia Accumulate Evidence that Actions Are Futile and Suppress Unsuccessful Behavior. Cell 178: 27–43.e19. https://doi.org/10.1016/j.cell.2019.05.050
  54. Nelson AD, Jenkins PM (2017) Axonal Membranes and Their Domains: Assembly and Function of the Axon Initial Segment and Node of Ranvier. Front Cell Neurosci 11. https://doi.org/10.3389/fncel.2017.00136
  55. Suminaite D, Lyons DA, Livesey MR (2019) Myelinated axon physiology and regulation of neural circuit function. Glia 67: 2050–2062. https://doi.org/10.1002/glia.23665
  56. Auer F, Schoppik D (2022) The Larval Zebrafish Vestibular System Is a Promising Model to Understand the Role of Myelin in Neural Circuits. Front Neurosci 16. https://doi.org/10.3389/fnins.2022.904765
  57. Poliak S, Gollan L, Martinez R, Custer A, Einheber S, Salzer JL, Trimmer JS, Shrager P, Peles E (1999) Caspr2, a New Member of the Neurexin Superfamily, Is Localized at the Juxtaparanodes of Myelinated Axons and Associates with K+ Channels. Neuron 24: 1037–1047. https://doi.org/10.1016/S0896-6273(00)81049-1
  58. Calvo M, Richards N, Schmid AB, Barroso A, Zhu L, Ivulic D, Zhu N, Anwandter P, Bhat MA, Court FA, McMahon SB, Bennett DL (2016) Altered potassium channel distribution and composition in myelinated axons suppresses hyperexcitability following injury. Elife 5. https://doi.org/10.7554/eLife.12661
  59. Shapovalov AI, Shiriaev BI (1979) Spontaneous miniature potentials in primary afferent fibres. Experientia 35: 348–349. https://doi.org/10.1007/BF01964345
  60. Tamarova ZA, Shapovalov AI, Shiriaev BI (1981) [Synaptic effects in the endings of individual primary afferent fibers mono- and polysynaptically connected to spinal motor neurons]. Fiziol Zh SSSR Im I M Sechenova 67: 1511–1520.
  61. Debanne D, Campanac E, Bialowas A, Carlier E, Alcaraz G (2011) Axon Physiology. Physiol Rev 91: 555–602. https://doi.org/10.1152/physrev.00048.2009
  62. Sagi Y, Medrihan L, George K, Barney M, McCabe KA, Greengard P (2020) Emergence of 5-HT5A signaling in parvalbumin neurons mediates delayed antidepressant action. Mol Psychiatry 25: 1191–1201. https://doi.org/10.1038/s41380-019-0379-3
  63. Lillvis JL, Katz PS (2013) Parallel Evolution of Serotonergic Neuromodulation Underlies Independent Evolution of Rhythmic Motor Behavior. J Neurosci 33: 2709–2717. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.4196-12.2013

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Параметры глимТПСП мотонейрона, частоты и амплитуды, при аппликации 10 мкМ 5-СТ (экспериментальная серия I); (а) – примеры регистрации (полные записи из 300 пробегов) общей спонтанной активности (сПСП), выделенной фракции миниатюрных глициновых тормозных постсинаптических потенциалов (глимТПСП) и глимТПСП через 10 мин аппликации 5-СТ, агониста 5-HT рецепторов, (10 мкМ) в поясничном мотонейроне спинного мозга лягушки; (b) – фраг- менты (4 сек) записей активностей мотонейрона: сПСП, глим ТПСП, их подавления через 20 и 30 минут аппликации 5-СТ и восстановление спонтанной активности с появлением высокоамплитудных событий (более 1 мВ) через 20 мин после сме- ны экспериментального раствора на нормальный состав; (c) – гистограмма уменьшения числа и амплитуды глимТПСП в мотонейроне при действии 5-СТ (10 мкМ) (красные столбики) по сравнению с контролем (белые столбики).

Скачать (189KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Действие 5-СТ (10 мкМ) на глимТПСП при дополнительном введении в суперфузирующий раствор антагониста 5-HT1,2 рецепторов метисергида (MS) (10 мкМ) (экспериментальная cерия II). (а) – регистрации глимТПСП в одном из пяти мотонейронов. В растворе с 5-СТ наблюдается уменьшение числа глимТПСП, которые блокируются при последую- щем введении в раствор стрихнина (Str). Отмыв препарата раствором нормального состава приводит к появлению спон- танной синаптической активности мотонейрона. (b) – распределение вероятностей встречаемости различных интервалов частоты и амплитуды глимТПСП мотонейрона до- (Контроль-черная линия) и при действии 5-СТ (10 мкМ) (красная линия) в условиях присутствия метисергида в суперфузирующем растворе. (c) – сравнение действия 5-СТ (10 мкМ) в экс- периментах без присутствия в растворе метисергида и с метисергидом показывает достоверное различие в подавлении частоты глимТПСП в поясничных мотонейронах (р < 0.05, непарный критерий t – Стьюдента).

Скачать (188KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Действие SВ‑699551, антагониста 5-HT5A рецепторов, на глимТПСП мотонейрона при суперфузии раствором без 5-СТ, содержащим 5-НТ (10 мкМ) и метисергид (экспериментальная cерия III). (а) – фрагменты регистраций в мотоней- роне: 1, 2 – бурной спонтанной глициновой активности; 3, 4 – глимТПСП после добавления в раствор ТТх – контроль; 5–8 – глимТПСП при действии аппликации SВ‑699551 – в первые 5 мин и через 15 мин. (b) – распределения вероятно- стей встречаемости различных интервалов частоты и амплитуды глимТПСП в контроле (черная линия) и через 5 мин действия антагониста SВ‑699551 (красная линия).

Скачать (265KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Действие 5-СТ и введенного в раствор антагониста 5-HT5A рецепторов SВ‑699551на глимТПСП (эксперименталь- ная cерия IV). (а) – 5-СТ в малой концентрации (1мкМ) также подавляет частоту глимТПСП с незначительным влиянием на амплитуду глимТПСП, а антагонист 5-HT5A рецепторов восстанавливает тормозную активность (две нижние записи глимТПСП). (b) – распределение вероятностей встречаемости различных интервалов частоты и амплитуды глимТПСП в контроле (черная линия) и через 10 мин введения в раствор 5-СТ гистограмма (красная линия). (c) – снижение частоты глимТПСП при действии агониста серотониновых рецепторов 5-СТ в концентрациях 10 и 1 мкМ (n = 6 и 7 соответствен- но) с достоверным различием эффектов (р < 0.05, непарный критерий t–Стьюдента).

Скачать (213KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Гистограммы, представляющие действие лигандов серотониновых рецепторов на частоту или мТПСП (Контроль 1) семи мотонейронов. Агонист 5-HTрецеп- торов 5-СТ в концентрации (1 мкМ) уменьшает часто- ту в среднем на –48.6 + 8.0% (Контроль 2), антагонист 5-HT5A рецепторов SВ‑699551 восстанавливает частоту событий в среднем на 41.0 + 16.4% (m + SE).

Скачать (97KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Серотониниммунореактивные (5-НТ+ ir) нейроны в продолговатом и спинном мозге лягушки Rana ridibunda: (а – c) – три горизонтальных среза продолговатого мозга с двойным иммуномечением к 5-НТ (красный) и к PV (зеленый), представляющие расположение и сравнительные размеры 5-НТ+ ir нейронов и нейронов ретикулярного ядра парваль- буминиммунореактивных (PV+ir) без иммунореактивности к серотонину (5-НТ – ir); (d) – схема-пример расположения интраспинальных серотониновых нейронов (ISN) в одном из горизонтальных срезов грудного отдела спинного мозга (горизонтальный план); (e) – сагиттальный срез грудного отдела спинного мозга с цепочкой часто повторяющихся ISN; (f)– гистограмма среднего диаметра сом ISN в грудных и поясничных сегментах; (g) – вентромедиальный участок фрон- тального среза поясничного сегмента с ISN, имеющим ветвящиеся дорсальный и вентральный дендриты. Множество 5-НТ+ir терминалей окружают нейрон. Как и супраспинальные серотониновые нейроны, ISN не имеет сигнала имму- нореактивности к PV (PV- ir); (h) – расположение ISN в сагиттальном срезе поясничного утолщения (2 стрелки указы- вают на тела ISN); (i) – изображение одного из ISN (жирная стрелка на риc. 6h) с хорошо различимыми крупным ядром и ядрышком; (j) – расположения двух ISN в сагиттальном срезе поясничного утолщения и фрагменты идущих рядом дендритов мотонейрона, меченого биоцитином (зеленый цвет). Стрелками отмечены возможные контакты 5-НТ+ir тер- миналей с дендритами мотонейрона; (k, l) – расположения нескольких ISN на фронтальных срезах поясничного сегмента толщиной 14 и 40 мкм: по одному нейрону в половинах мозга или по два в одной и третьим в другой половине (сс – canalis centralis). Масштаб: (а), (d), (e), (h) – 200 мкм; (b), (c) – 100 мкм; (j), (k), (l) – 40 мкм; (i) – 30 мкм; (g) – 20 мкм.

Скачать (352KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Распределение серотониниммунореактивных элементов в поясничных сегментах и возможные контакты 5-НТ+ir терминалей с мотонейронами, меченными внутриклеточно инъекцией нейробиотина или аппликацией маркеров на вен- тральный корешок: (а) – фронтальный срез поясничного сегмента IХ, окрашенный по Нисслю, для сравнительной ори- ентации участков срезов с 5-НТ иммунореакцией (b); (b) – фронтальный срез Х поясничного сегмента с5-НТ+ir; (c) – гистограмма интенсивностей (в условных единицах от 0 до 2.0) сигнала 5-НТ+ir участков (1–8) поясничного утолщения спинного мозга: 1– перимедуллярное сплетение (маргинальный плексус); 2 – латеральный канатик; 3 – вентральная комиссура; 4 – дорсальный рог; 5 – интермедиальная зона; 6 – моторное ядро; 7 – область входа дорсальнокорешковых волокон; 8 – вентромедиальный канатик; (d) – изображение фрагмента поясничного сегмента IХ с мотонейронами, ме- ченными внутриклеточной инъекцией нейробиотина и последующим выявлением DAB реакцией. Реконструкция по двум фронтальным серийным срезам. Слева видна сома мотонейрона с проксимальными и дистальными участками его дендрит- ного дерева. Справа от медиальной линии видны дендриты мотонейрона, меченного внутриклеточно в правой половине мозга. Тончайшие дистальные дендриты мотонейрона слева ветвятся в перимедулярном плексусе (область 1 на гистограмме рис. 7c). В вентральной комиссуре (область 3 – на гистограмме), где располагаются ISN, простираются дендриты мотоней- ронов, регистрируемых в обеих половинах спинного мозга; (e) – редкие 5-НТ+ir терминальные ветвления в моторном ядре фронтального тонкого среза мозга поясничного сегмента; (f) – 5-НТ+ir ветвления в моторном ядре на фронтальном срезе мозга толщиной 40 мкм другого препарата. Их возможные контакты видны на теле мотонейрона, меченого ретроградно декстран-родомином; (g – j) – участки сагиттальных срезов поясничного утолщения с возможными контактами 5-НТ+ir терминальных ветвлений на телах меченых биоцитином мотонейронов (g), проксимальных дендритах (h), дендритах выс- ших порядков (i). Область наивысшей интенсивности 5-НТ+ir, перимедулярный плексус (j), пронизана тонкими дисталь- ными дендритами многих мотонейронов, где предполагается высокая вероятность контактов с серотониниммунореактив- ными синаптическими бутонами. Масштаб: (а), (b) – 500 мкм; (d) – 200 мкм; (g) – 100 мкм; (e), (h – j) – 50 мкм; (f) – 20 мкм.

Скачать (328KB)
Метаданные
9. Рис. 8. Обнаружение 5-НТ5ARlike+ сигнала иммунореактивности в поясничном утолщении спинного мозга лягушки (области срезов представлены на схемах): (а) – область входа волокон дорсального корешка в спинной мозг, где мало терминалей с 5-НТ+ ir, но видны отчетливые профили PV+ ir афферентных волокон (зеленый цвет) и повышенная ин- тенсивность 5-НТ5ARlike+ сигнала (красный). Стрелки указывают на сечение аксоплазмы одного из крупных афферентов с PV+ ir (зеленый цвет), на сечение его миелиновой оболочки в виде кольца (красное) и на колокализацию двух изобра- жений со вставкой увеличенного изображения профиля аксона; (b, c) – композиции изображений медиальной области дорсального канатика (b) и медиальной области вентрального канатика (c) также представляют присутствие 5-НТ5ARlike+ сигнала в миелине волокон с PV+ ir (указано стрелками). Масштаб – 50 мкм.

Скачать (407KB)
Метаданные
10. Рис. 9. Ретроградно меченые биоцитином мотонейроны поясничных сегментов и 5-НТ5ARlike+ иммунореактивность на фронтальных срезах поясничного сегмента Х: (а) – фронтальный срез мозга при малом увеличении объектива с двумя сигналами флуоресценции: меченного биоцитином мотонейрона (зеленый) и 5-НТ5ARlike+ сигнала (красный) в нейро- пиле. Яркий контрастный 5-НТ5ARlike+ сигнал (стрелки) виден в виде колец в медиальном канатике, в виде пятен, колец, полосок – в области входа афферентных волокон в дорсальный рог, в вентральном канатике по ходу моторных аксонов; (b) – раздельные изображения участка с флуоресцирующим маркированным мотонейроном и 5-НТ5ARlike+ флуоресцен- цией; (c) – на совмещенном изображении видно присутствие 5-НТ5ARlike+ сигнала в виде зерен на соме и первичном вентральном дендрите мотонейрона (стрелка), в вентральной части серого вещества с яркой полоской миелиновой обо- лочки аксона мотонейрона; (d – i) – композиция изображений другого среза с выделенной областью (g, h, i) дорсально направленных дендритов меченого мотонейрона. На совмещенном изображении (g) можно видеть 5-НТ5ARlike+ сигнал в виде зерен на тонких дендритах мотонейрона (стрелки). В перимедулярном сплетении 5-НТ5ARlike+ сигнал отсутствует (f - малые стрелочки). Масштаб: (а), (d), (e), (f) – 100 мкм; (b), (c), (g), (h), (i) – 50 мкм.

Скачать (384KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах