Морфология внутреннего уха и отолитов анабаса Anabas testudineus (Anabantidae)

Cover Page

Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription Access

Abstract

Описаны расположение и структура внутреннего уха, прилегающих отделов головного мозга и нейрокраниума, а также морфология лапиллуса, сагитты и астерискуса у анабаса Anabas testudineus – облигатно воздуходышащей рыбы, способной к наземным перемещениям. Обонятельные луковицы и передний мозг у особей вида хорошо развиты. Обнаружен выступ на задней дорсальной поверхности переднего мозга, включающий две симметричные доли. Почти треугольная задняя часть мозговой капсулы и узкая задняя часть нейрокраниума граничат с наджаберной камерой. Верхняя передняя часть внутреннего уха (pars superior) проходит вдоль внутренней треугольной части мозговой капсулы, а общий канал (crus communis) и задний полукружный канал (ductus semicircularis posterior) сближены и лежат в наиболее узкой задней части мозговой капсулы. Саккулюс заключён в овальную костную оболочку; отношение длины крупной сагитты к общей длине рыбы составляет в среднем 0.06. Линейный рост лапиллуса и сагитты характеризуется отрицательной аллометрией по отношению к длине рыбы. Несмотря на низкий темп роста лапиллуса, его форма значительно меняется в процессе развития у особей длиной 36–205 мм, что, по-видимому, связано с усложнением двигательной активности. Обсуждены возможные адаптации анабаса к перемещению по суше.

Full Text

Restricted Access

About the authors

Д. А. Павлов

Московский государственный университет

Author for correspondence.
Email: dimi-pavlov@yandex.ru
Russian Federation, Москва

А. О. Касумян

Институт проблем экологии и эволюции РАН

Email: dimi-pavlov@yandex.ru
Russian Federation, Москва

References

  1. Виноградская М.И., Михайлова Е.С., Касумян А.О. 2017. Вкусовые предпочтения, оросенсорное тестирование и генерация звуков при питании у жемчужного гурами Trichopodus leerii (Osphronemidae) // Вопр. ихтиологии. Т. 57. № 3. С. 324–337. https://doi.org/10.7868/S004287521703016X
  2. Захаров В.М. 1987. Асимметрия животных (популяционно-феногенетический подход). М.: Наука, 215 с.
  3. Зворыкин Д.Д. 2020. Являются ли сухопутные перемещения амфибийных рыб латеральными миграциями? // Журн. общ. биологии. Т. 81. № 6. С. 444–457. https://doi.org/10.31857/S0044459620060081
  4. Касумян А.О., Михайлова Е.С. 2022. Звукогенерация у мраморного гурами Trichopodus trichopterus (Osphronemidae) при питании // Вопр. ихтиологии. Т. 62. № 5. С. 645–652. https://doi.org/10.31857/S0042875222050101
  5. Касумян А.О., Пащенко Н.И., Оань Л.Т.К. 2021. Морфология органа обоняния анабаса Anabas testudineus (Anabantidae, Perciformes) // Зоол. журн. Т. 100. № 1. С. 40–56. https://doi.org/10.31857/S0044513420110045
  6. Лычаков Д.В. 1994. Отолиты круглоротых и рыб: эволюция и некоторые количественные соотношения // Сенсор. системы. Т. 8. № 3–4. С. 7–15.
  7. Макеева А.П. 1992. Эмбриология рыб. М.: Изд-во МГУ, 216 с.
  8. Никоноров С.И. 1982. Передний мозг и поведение рыб. М.: Наука, 208 с.
  9. Павлов Д.А. 2021. Морфология отолитов и родственные отношения некоторых видов рыб подотряда Scorpaenoidei // Вопр. ихтиологии. Т. 61. № 1. С. 20–34. https://doi.org/10.31857/S0042875221010124
  10. Павлов Е.Д., Павлов Д.С., Ганжа Е.В. и др. 2018. Влияние тиомочевины на поведение анабаса Anabas testudineus в потоке воды // Там же. Т. 58. № 5. С. 584–588. https://doi.org/10.1134/S0042875218050181
  11. Павлов Е.Д., Павлов Д.С., Ганжа Е.В. и др. 2021. Влияние уровня воды на выход анабаса Anabas testudineus на сушу и особенности его перемещений // Там же. Т. 61. № 5. С. 584–589. https://doi.org/10.31857/S0042875221050143
  12. Самойлов К.Ю., Чан Дык Зьен. 2022. Морфологическая изменчивость и особенности биологии анабаса Anabas testudineus в водных объектах разного типа // Биология внутр. вод. № 3. С. 212–221. https://doi.org/10.31857/S0320965222020127
  13. Ara I., Nabi M.R. 2018a. Morphometric and meristic comparison of local and Thai Anabas testudineus // J. Fish. V. 6. № 2. P. 599–604. https://doi.org/10.17017/j.fish.26
  14. Ara I., Nabi M.R. 2018b. Osteological comparison between local and Thai climbing perch in terms of neurocranium, vertebral column and accessory respiratory organ // Int. J. Fish. Aquat. Stud. V. 6. № 4. P. 484–491.
  15. Ari C. 2011. Encephalization and brain organization of mobulid rays (Myliobatiformes, Elasmobranchii) with ecological perspectives // Open Anat. J. V. 3. P. 1–13. https://doi.org/10.2174/1877609401103010001
  16. Assis C.A. 2003. The lagenar otoliths of teleosts: their morphology and its application in species identification, phylogeny and systematics // J. Fish Biol. V. 62. № 6. P. 1268–1295. https://doi.org/10.1046/j.1095-8649.2003.00106.x
  17. Assis C.A. 2005. The utricular otoliths, lapilli, of teleosts: their morphology and relevance for species identification and systematics studies // Sci. Mar. V. 69. № 2. P. 259–273. https://doi.org/10.3989/SCIMAR.2005.69N2259
  18. Bano F., Serajuddin M. 2021. Sulcus and outline morphometrics of sagittal otolith variability in freshwater fragmented populations of dwarf gourami, Trichogaster lalia (Hamilton, 1822) // Limnologica. V. 86. Article 125842. https://doi.org/10.1016/j.limno.2020.125842
  19. Bardhan I., Roy S., Mukhopadhyay A., Tripathy B. 2021. Ultrastructure of the sagitta otolith in different body size groups of climbing perch Anabas testudineus (Anabantidae) // J. Ichthyol. V. 61. № 1. P. 166–174. https://doi.org/10.1134/S0032945221010033
  20. Barton R.A., Purvis A., Harvey P.H. 1995. Evolutionary radiation of visual and olfactory brain systems in primates, bats and insectivores // Phil. Trans. Res. Soc. Lond. B. V. 348. № 1326. P. 381–392. https://doi.org/10.1098/rstb.1995.0076
  21. Binoy V.V., Kasturirangan R., Sinha A. 2015. Sensory cues employed for the acquisition of familiarity-dependent recognition of a shoal of conspecifics by climbing perch (Anabas testudineus Bloch) // J. Biosci. V. 40. № 2. P. 225–232. https://doi.org/10.1007/s12038-015-9529-1
  22. Boyle R., Ehsanian R., Mofrad A. et al. 2018. Morphology of the utricular otolith organ in the toadfish (Opsanus tau) // J. Comp. Neurol. V. 526. № 9. P. 1571–1588. https://doi.org/10.1002/cne.24429
  23. Briscoe S.D., Ragsdale S.W. 2019. Evolution of the chordate telencephalon // Curr. Biol. V. 29. № 13. P. R647–R662. https://doi.org/10.1016/j.cub.2019.05.026
  24. Cruz A., Lombarte A. 2004. Otolith size and its relationship with color patterns and sound production // J. Fish Biol. V. 65. № 6. P. 1512–1525. https://doi.org/10.1111/J.0022-1112.2004.00558.X
  25. Datta N.C., Saha A.K., Das A. 1976. Investigation on the morphology of the olfactory apparatus of Anabas testudineus (Bloch) // J. Inland Fish. Soc. India. V. 8. P. 13–18.
  26. Davenport J., Abdul Matin A.K.M. 1990. Terrestrial locomotion in the climbing perch, Anabas testudineus (Bloch) (Anabantidea, Pisces) // J. Fish Biol. V. 37. № 1. P. 175–184. https://doi.org/10.1111/j.1095-8649.1990.tb05938.x
  27. De Bruin J.P.C. 1980. Telencephalon and behavior in teleost fish // Comparative neurology of the telencephalon. Boston: Springer. P. 175–201. https://doi.org/10.1007/978-1-4613-2988-6_7
  28. Demski L.S., Northcutt R.G. 1996. The brain and cranial nerves of the white shark: an evolutionary perspective // Great white sharks: the biology of Carcharodon carcharias. San Diego: Acad. Press. P. 121–130. https://doi.org/10.1016/B978-012415031-7/50013-6
  29. Froese R., Pauly D. (eds.). 2022. FishBase. World Wide Web electronic publication (www.fishbase.org. Version 06/2022).
  30. Gaemers P.A.M. 1984. Taxonomic position of Cichlidae (Pisces, Perciformes) as demonstrated by the morphology of their otoliths // Neth. J. Zool. V. 34. № 4. P. 566–595. https://doi.org/10.1163/002829684X00290
  31. Ghanbarifardi M., Gut C., Gholami Z. et al. 2020. Possible link between the structure of otoliths and amphibious mode of life of three mudskipper species (Teleostei: Gobioidei) from the Persian Gulf // Zool. Middle East. V. 66. № 4. P. 311–320. https://doi.org/10.1080/09397140.2020.1805140
  32. Hamdani E.H., Døving K.B. 2007. The functional organization of the fish olfactory system // Prog. Neurobiol. V. 82. № 2. P. 80–86. https://doi.org/10.1016/j.pneurobio.2007.02.007
  33. Hilal S., Hilal F. 2019. Morphological variations in the brain of some selected Teleosts // J. Pharm. Innov. V. 8. № 6. P. 316–320.
  34. Horn Â.C.M., Rasia-Filho A.A. 2018. The cytoarchitecture of the telencephalon of Betta splendens Regan 1910 (Perciformes: Anabantoidei) with a stereological approach to the supracommissural and postcommissural nuclei // Anat. Rec. V. 301. № 1. P. 88–110. https://doi.org/10.1002/ar.23699
  35. Horodysky A.Z., Brill R.W., Fine M.L. et al. 2008. Acoustic pressure and particle motion thresholds in six sciaenid fishes // J. Exp. Biol. V. 211. № 9. P. 1504–1511. https://doi.org/10.1242/jeb.016196
  36. Huber R., van Staaden M.J., Kaufman L.S., Liem K.F. 1997. Microhabitat use, trophic patterns and the evolution of brain structure in African cichlids // Brain Behav. Evol. V. 50. № 3. P. 167–182. https://doi.org/10.1159/000113330
  37. Huesa G., Anadón R., Folgueira M., Yáñez J. 2009. Evolution of the pallium in fishes // Encyclopedia of Neuroscience. Berlin: Springer. P. 1400–1404. https://doi.org/10.1007/978-3-540-29678-2_3166
  38. Hussein M.N.A., Cao X. 2018. Brain anatomy and histology // Benha Vet. Med. J. V. 35. № 2. P. 446–463. https://doi.org/10.21608/bvmj.2018.96440
  39. Ito H., Ishikawa Y., Yoshimoto M., Yamamoto N. 2007. Diversity of brain morphology in Teleosts: brain and ecological niche // Brain Behav. Evol. V. 69. № 2. P. 76–86. https://doi.org/10.1159/000095196
  40. Jaramillo A.M., Tombari A.D., Dura V.B. et al. 2014. Otolith eco-morphological patterns of benthic fishes from the coast of Valencia (Spain) // Thalassas. V. 30. № 1. P. 57–66.
  41. Johansen K. 1970. Air breathing in fishes // Fish Physiology. V. IV. N.Y.: Acad. Press. P. 361–411. https://doi.org/10.1016/S1546-5098(08)60134-X
  42. Kasumyan A.O. 2004. The vestibular system and sense of equilibrium in fish // J. Ichthyol. V. 44. Suppl. 2. P. S224–S268.
  43. Kasumyan A.O. 2005. Structure and function of auditory system in fish // Ibid. V. 45. Suppl. 2. P. S223–S270.
  44. Kasumyan A.O. 2008. Sounds and sound production in fishes // Ibid. V. 48. № 11. P. 981–1030. https://doi.org/10.1134/S0032945208110039
  45. Kiyohara S., Sakata Y., Yoshitomi T., Tsukahara J. 2002. The ‘goatee’ of goatfish: innervation of taste buds in the barbels and their representation in the brain // Proc. R. Lond. Soc. Bl. V. 269. № 1502. P. 1773–1780. https://doi.org/10.1098/rspb.2002.2086
  46. Kumar K., Lalrinsanga P., Sahoo M. et al. 2013. Length-weight relationship and condition factor of Anabas testudineus and Channa species under different culture systems // World J. Fish Mar. Sci. V. 5. № 1. P. 74–78. https://doi.org/10.5829/idosi.wjfms.2013.05.01.64201
  47. Ladich F., Popper A.N. 2001. Comparison of the inner ear ultrastructure between teleost fishes using different channels for communication // Hear. Res. V. 154. № 1–2. P. 62–72. https://doi.org/10.1016/S0378-5955(01)00217-9
  48. Ladich F., Schulz-Mirbach T. 2016. Diversity in fish auditory systems: one of the riddles of sensory biology // Front. Ecol. Evol. V. 4. Article 28. https://doi.org/10.3389/fevo.2016.00028
  49. Ladich F., Bischof C., Schleinzer G., Fuchs A. 1992. Intra- and interspecific differences in agonistic vocalizations in croaking gouramis (genus: Trichopsis, Anabantoidei, Teleostei) // Bioacoustics. V. 4. № 2. P. 131–141. https://doi.org/10.1080/09524622.1992.9753212
  50. Lastein S., Hamdani A.H., Døving K.B. 2015. Olfactory discrimination of pheromones // Fish pheromones and related cues. Oxford: John Wiley and Sons. P. 159–195. https://doi.org/10.1002/9781118794739.ch8
  51. Liem K.F. 1963. The comparative osteology and phylogeny of the Anabantoidei (Teleostei, Pisces). Urbana: Univ. Illinois Press, 149 p. https://doi.org/10.5962/bhl.title.50281
  52. Liem K.F. 1987. Functional design of the air ventilation apparatus and overland excursions by teleosts // Fieldiana. Zool. New Ser. № 37. P. 1–29. https://doi.org/10.5962/bhl.title.2823
  53. Lin C.-H., Chang C.-W. 2012. Otolith atlas of Taiwan fishes. NMMBA Atlas Series. V. 12. Pingtung: Natl. Mus. Mar. Biol. Aquarium, 415 p.
  54. Mahé K., Ider D., Massaro A. et al. 2019. Directional bilateral asymmetry in otolith morphology may affect fish stock discrimination based on otolith shape analysis // ICES J. Mar. Sci. V. 76. № 1. P. 232–243. https://doi.org/10.1093/icesjms/fsy163
  55. Mahé K., MacKenzie K., Ider D. et al. 2021. Directional bilateral asymmetry in fish otolith: a potential tool to evaluate stock boundaries? // Symmetry. V. 13. Article 987. https://doi.org/10.3390/sym13060987
  56. Mawa Z., Hossain M.Y., Hasan M.R., Asaduzzaman M. 2022. Reproductive aspects of Anabas testudineus collected from the Gajner Beel wetland in Bangladesh: implications for its conservation under changing eco-climatic conditions and suggestions for best aquaculture practice // Environ. Sci. Pollut. Res. V. 29. № 44. P. 66277–66294. https://doi.org/10.1007/s11356-022-20423-7
  57. Mille T., Mahe K., Villanueva M.C. et al. 2015. Sagittal otolith morphogenesis asymmetry in marine fishes // J. Fish Biol. V. 87. № 3. P. 646–663. https://doi.org/10.1111/jfb.12746
  58. Nieuwenhuys R. 2009. The forebrain of actinopterygians revisited // Brain Behav. Evol. V. 73. № 4. P. 229–252. https://doi.org/10.1159/000225622
  59. Palmer A.R. 1994. Fluctuating asymmetry analyses: a primer // Developmental instability: its origins and evolutionary implications. V. 2. Dordrecht: Springer. P. 335–364. https://doi.org/10.1007/978-94-011-0830-0_26
  60. Palmer A.R., Strobeck C. 1986. Fluctuating asymmetry: measurement, analysis, patterns // Ann. Rev. Ecol. Syst. V. 17. № 1. P. 391–421. https://doi.org/10.1146/ANNUREV.ES.17.110186.002135
  61. Palmer M., Linde M., Morales-Nin B. 2010. Disentangling fluctuating asymmetry from otolith shape // Mar. Ecol. Prog. Ser. V. 399. P. 261–272. https://doi.org/10.3354/meps08347
  62. Pavlov D.A. 2023. Feeding-related skull structures of climbing perch Anabas testudineus (Anabantidae) // J. Ichthyol. V. 63. № 4. P. 788–796. https://doi.org/10.1134/S0032945223040148
  63. Popper A.N., Fay R.R. 2011. Rethinking sound detection by fishes // Hear. Res. V. 273. № 1–2. P. 25–36. https://doi.org/10.1016/j.heares.2009.12.023
  64. Popper A.N., Fay R.R., Platt C., Sand O. 2003. Sound detection mechanisms and capabilities of teleost fishes // Sensory processing in aquatic environments. N.Y.: Springer. P. 3–38. https://doi.org/10.1007/978-0-387-22628-6_1
  65. Popper A.N., Ramcharitar J., Campana S.E. 2005. Why otoliths? Insights from inner ear physiology and fisheries biology // Mar. Freshw. Res. V. 56. № 5. P. 497–504. https://doi.org/10.1071/MF04267
  66. Priyatha C.V., Chitra K.C. 2022. Evaluation of the reproductive cycle and gonadal development in the climbing perch, Anabas testudineus (Bloch, 1792) in captivity // J. Fish. V. 10. № 1. Article 101206. https://doi.org/10.17017/j.fish.364
  67. Putland R.L., Montgomery J.C., Radford C.A. 2019. Ecology of fish hearing // J. Fish. Biol. V. 95. № 1. P. 39–52. https://doi.org/10.1111/jfb.13867
  68. Rahmani A.R., Khan S.M. 1981. The olfactory organ in a few Indian teleosts // Curr. Sci. V. 50. № 7. P. 329–331. http://www.jstor.org/stable/24085788
  69. Ramcharitar J.U., Deng X., Ketten D., Popper A.N. 2004. Form and function in the unique inner ear of a teleost: the silver perch (Bairdiella chrysoura) // J. Comp. Neurol. V. 475. № 4. P. 531–539. https://doi.org/10.1002/cne.20192
  70. Ramcharitar J.U., Dennis M., Higgs D.M., Popper A.N. 2006. Audition in sciaenid fishes with different swim bladder-inner ear configurations // J. Acoust. Soc. Am. V. 119. № 1. P. 439–443. https://doi.org/10.1121/1.2139068
  71. Satou M. 1992. Synaptic organization of the olfactory bulb and its central projection // Fish chemoreception. London: Chapman and Hall. P. 40–59. https://doi.org/10.1007/978-94-011-2332-7_3
  72. Schneider H. 1942. Die Bedeutung der Atemhöhle der Labyrinthfische für ihr Hörvermögen // Z. Vergl. Physiol. V. 29. № 1–2. P. 172–194. https://doi.org/10.1007/BF00304447
  73. Schroeder D.M. 1980. The telencephalon of Teleosts // Comparative neurology of the telencephalon. Boston: Springer. P. 99–115. https://doi.org/10.1007/978-1-4613-2988-6_4
  74. Schulz-Mirbach T., Ladich F., Riesch R., Plath M. 2010. Otolith morphology and hearing abilities in cave- and surface-dwelling ecotypes of the Atlantic molly, Poecilia mexicana (Teleostei: Poeciliidae) // Hear. Res. V. 267. № 1–2. P. 137–148. https://doi.org/10.1016/j.heares.2010.04.001
  75. Schulz-Mirbach T., Ladich F., Plath M. et al. 2014. Are accessory hearing structures linked to inner ear morphology? Insights from 3D orientation patterns of ciliary bundles in three cichlid species // Front. Zool. V. 11. Article 25. https://doi.org/10.1186/1742-9994-11-25
  76. Secor D.H., Dean J.M., Laban E.H. 1991. Manual for otolith removal and preparation for microstructural examination. Washington: Electr. Power Res. Inst., 87 p.
  77. Seshagiri B.V., Raju K.V. 2001. Validity of Anabas oligolepis Bleeker, 1855 and Coius cobojius Hamilton-Buchanan, 1822 a junior synonym of A. testudineus (Bloch, 1795) (Osteichthyes: Anabantidae) // J. Aqua. Biol. V. 16. № 2. P. 29–31.
  78. Srinu G., Padmavathi P., Chatla D. 2019. Identification and validation of Anabas spp. (Osteichthyes: Anabantidae) through morphology and DNA barcoding from Lake Kolleru, Andhra Pradesh, India // J. Coast. Res. V. 86. № sp1. P. 142–148. https://doi.org/10.2112/SI86-022.1
  79. Talwar P.K., Jhingran A.G. 1992. Inland fishes of India and adjacent countries. V. 2. Rotterdam: A.A. Balkema. P. 543–1158.
  80. Urick R.J. 1983. Principles of underwater sound. N.Y.: McGraw-Hill Inc., 423 p.
  81. Van Valen L. 1962. A study of fluctuating asymmetry // Evolution. V. 16. № 2. P. 125–142. https://doi.org/10.1111/j.1558-5646.1962.tb03206.x

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Fig. 1. Brain of Anabas Anabas testudineus, top view: a – general view, supragastric organ removed, female TL 127 mm; b – estimated relative position of otoliths (in different horizontal planes), male TL 118 mm. A is the asteriscus, BO is the olfactory bulb, dTE is the dorsal protrusion of the forebrain, CC is the cerebellum, L is the lapillus, NN is the narrow posterior part of the neurocranium, PL is the plates of the labyrinth, S is the sagitta, SC is the supragastric chamber, TE is the forebrain, TO is the optical tectum. Scale: 1 mm.

Download (1023KB)
Indexing metadata
3. Fig. 2. Diagram of the inner ear of Anabas Anabas testudineus, view from the medial side: AA – ampulla anterior, AL – ampulla lateralis, AP – ampulla posterior, CRC – crus communis, DSA – ductus semicircularis anterior, DSL – ductus semicircularis lateralis, DSP – ductus semicircularis posterior, SS – bone sacculus capsule. The rest of the designations are shown in Fig. 1.

Download (310KB)
Indexing metadata
4. Fig. 3. Position and morphology of Anabas testudineus otoliths: a – ventral part of the pars superior inner ear from the medial side, female TL 133 mm; b – part of the left sagitta and asteriscus, top view, right otoliths removed, female TL 116 mm; c– d – left lapillus, female TL 103 mm, view: from above (c), from below (d), from the lateral side (e); e – right sagitta, view from the medial side, male TL 200 mm; g – right asteriscus from the medial side, female TL 133 mm. AR – antirostrum, EMa – excisura major, EMi – excisura minor, C – cauda, GM – gibbus maculae, LMa – lobus major, LMi – lobus minor, O – ostium, PA – pseudoantirostrum, PM – prominentia marginalis, R – rostrum; a, p, d, v, l, m – the anterior, posterior, dorsal, ventral, lateral and medial sides, respectively. The rest of the designations are shown in Fig. 1, 2. Scale: 1 mm (for b–d, the ruler is common).

Download (1MB)
Indexing metadata
5. Fig. 4. Linear growth (length – OL) of lapillus (O) and sagitta (●) in Anabas Anabas testudineus depending on the total body length (TL) of the fish. Lapillus: OL = 0.1235TL0.4954, R2 = 0.93, n = 76; sagitta: OL =0.1128TL0.8504, R2 = 0.94, n = 98. The linear growth of the sagitta can be interpreted by a segmental line (two lines intersect at a point corresponding to TL 109 mm, R2 = 0.97).

Download (281KB)
Indexing metadata
6. Fig. 5. Ontogenetic variability of the shape of lapillus and sagitta anabas Anabas testudineus. a–d – left (upper row) and right (lower row) lapilli, view from the ventral side; TL, mm: a – 39, b – 53, b – 98, g – 116, d – 197; e–i – left (upper row) and right (lower row) sagittae, view from the medial side; TL, mm: e – 63; w – 84; z – 105; i – 159. Scale: 1 mm (for a–d, e–i, the ruler is common).

Download (399KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2024 Russian Academy of Sciences

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».