Влияние низкоинтенсивного лазерного излучения на подвижность и фертильные свойства сперматозоидов животных и человека

Cover Page

Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription Access

Abstract

Фотобиостимуляция сперматозоидов или световая активация сперматогенных клеток представляют собой перспективный метод, направленный на увеличение активности и жизнеспособности сперматозоидов. Этот процесс, основанный на воздействии света определенного спектрального диапазона, способен улучшить метаболические процессы внутри сперматозоидов, повышая их подвижность и эффективность оплодотворения. Эффективность фотобиостимуляции объясняется способностью света активировать фотосенситивные молекулы, вовлеченные в энергетический обмен мужских половых клеток. В настоящей статье представлен аналитический обзор научных публикаций, касающихся положительного, нулевого и отрицательного эффекта воздействия света на сперматозоиды. Проанализированные исследования показывают, что использование излучения лазера или светодиодов различной длины волны может значительно улучшить показатели как морфологии, так и подвижности сперматозоидов. Анализ литературы, проведенный с использованием закона Арндта–Шульца, позволил определить оптимальные значения параметров облучения. Технология имеет потенциал не только в лечении мужского бесплодия, но и в улучшении клинических результатов экстракорпорального оплодотворения.

About the authors

D. S. Sitnikov

Federal State Budgetary Scientific Institution Unified Institute of High Temperatures RAS

Email: Sitnik.ds@gmail.com

I. M. Shorina

Federal State Budgetary Scientific Institution Unified Institute of High Temperatures RAS

N. P. Makarova

Federal State Budgetary Institution "National Medical Research Center for Obstetrics, Gynecology and Perinatology named after V.I. Kulakov"

References

  1. WHO Laboratory Manual for the Examination and Processing of Human Semen / Ed. World Health Organization, Human Reproduction Programme. 2021. 276 p.
  2. Бесплодный брак: Клинические задачи и их решение / Под ред. Назаренко Т.А. М.: МЕДпресс информ, 2024. 144 c.
  3. Mofadel H.A., Hussein H.A., Abd Elhafee H.H., El Sherry T.M. Impact of Various Cryo Preservation Steps on Sperm Rheotaxis and Sperm Kinematics in Bull // Sci. Rep. 2024. V. 14. № 1. P. 11403.
  4. Shi H., Li Q.Y., Li H., Wang H.Y., Fan C.X., Dong Q.Y., Pan B.C., Ji Z.L., Li J.Y. ROS Induced Oxidative Stress is a Major Contributor to Sperm Cryoinjury // Hum. Reprod. 2024. V. 39. № 2. P. 310.
  5. Шатылко Т.В., Маммаев Р.У., Гамидов С.И., Макарова Н.П., Лобанова Н.Н., Попова А.Ю., Кулакова Е.В., Гамидова П.С. Динамика показателей эякулята за период с 2017 по 2023 год: ретроспективный одноцентровой анализ // Андрология и генитальная хирургия. 2024. Т. 25. № 2. С. 54.
  6. Kim W.S., Calderhead R.G. Is Light Emitting Diode Phototherapy (LED LLLT) Really Effective // Laser Ther. 2011. V. 20. № 3. P. 205.
  7. Mussttaf R.A., Jenkins D.F.L., Jha A.N. Assessing the Impact of Low Level Laser Therapy (LLLT) on Biological Systems: a Review // Int. J. Radiat. Biol. 2019. V. 95. № 2. P. 120.
  8. Mansouri V., Arjmand B., Rezaei Tavirani M., Razzaghi M., Rostami Nejad M., Hamdieh M. Evaluation of Efficacy of Low Level Laser Therapy // J. Lasers Med. Sci. 2020. V. 11. № 4. P. 369.
  9. Glass G.E. Photobiomodulation: The Clinical Applications of Low Level Light Therapy // Aesthetic Surg. J. 2021. V. 41. № 6. P. 723.
  10. Малиновская С.Л., Другова О.В., Борзиков В.В., Баврина А.П. Фотобиомодуляция как альтернативный подход к коррекции физиологически измененных состояний живой ткани // Медицинский альманах. 2021. Т. 4. № 69. С. 6.
  11. Saltmarche A.E. Low Level Laser Therapy for Healing Acute and Chronic Wounds – the Extendicare Experience // Int. Wound J. 2008. V. 5. № 2. P. 351.
  12. Shiri R., Viikari Juntura E. Low Level Laser Therapy for Neck Pain // Lancet. 2010. V. 375. № 9716. P. 721.
  13. Huang Y.Y., Chen A.C.H., Carroll J.D., Hamblin M.R. Biphasic Dose Response in Low Level Light Therapy // Dose Response. 2009. V. 7. № 4. P. 358.
  14. Huang Y.Y., Sharma S.K., Carroll J., Hamblin M.R. Biphasic Dose Response in Low Level Light Therapy – an Update // Dose Response. 2011. V. 9. № 4. P. 602.
  15. Passarella S., Karu T. Absorption of Monochromatic and Narrow Band Radiation in the Visible and Near IR by Both Mitochondrial and Non Mitochondrial Photoacceptors Results in Photobiomodulation // J. Photochem. Photobiol., B. 2014. V. 140. P. 344.
  16. Farivar S., Malekshahabi T., Shiari R. Biological Effects of Low Level Laser Therapy // J. Lasers Med. Sci. 2014. V. 5. № 2. P. 58.
  17. Mason M.G., Nicholls P., Cooper C.E. Re-evaluation of the Near Infrared Spectra of Mitochondrial Cytochrome C Oxidase: Implications for Non-Invasive in Vivo Monitoring of Tissues // Biochim. Biophys. Acta, Bioenerg. 2014. V. 1837. № 11. P. 1882.
  18. Попова Н.А., Соодаева С.К., Климанов И.А., Мишарин В.М., Темнов А.А. Ауторегуляция и аутоингибирование основных изоформ NO-синтаз (краткий обзор) // Современные технологии в медицине. 2023. Т. 15. № 3. С. 53.
  19. Hamblin M.R., Demidova Rice T.N. Cellular Chromophores and Signaling in Low Level Light Therapy // Proc. SPIE 6428, Mechanisms for Low Light Therapy II / Ed. Hamblin M.R., Waynant R.W., Anders J. 2007. V. 6428. P. 642802.
  20. Hamblin M.R. Mechanisms and Mitochondrial Redox Signaling in Photobiomodulation // Photochem. Photobiol. 2018. V. 94. № 2. P. 199.
  21. Preece D., Chow K.W., Gomez Godinez V., Gustafson K., Esener S., Ravida N., Durrant B., Berns M.W. Red Light Improves Spermatozoa Motility and Does Not Induce Oxidative DNA Damage // Sci. Rep. 2017. V. 7. P. 46480.
  22. Zupin L., Pascolo L., Luppi S., Ottaviani G., Crovella S., Ricci G. Photobiomodulation Therapy for Male Infertility // Lasers Med. Sci. 2020. V. 35. № 8. P. 1671.
  23. Poorhassan M., Gholaminejhad M., Ahmadi H., Mehboudi L., Kameh M.C., Pirani M., Hassanzadeh G. Preclinical and Clinical Applications of Photobiomodulation Therapy in Sperm Motility: A Narrative Review // J. Lasers Med. Sci. 2022. V. 13. № 1. P. 75.
  24. Moradi A., Ghaffari Novin M., Bayat M. A Comprehensive Systematic Review of the Effects of Photobiomodulation Therapy in Different Light Wavelength Ranges (Blue, Green, Red, and Near Infrared) on Sperm Cell Characteristics in Vitro and in Vivo // Reprod. Sci. 2024. № 0123456789.
  25. Рогаткин Д.А., Тарасов А.П., Штыфлюк М.Е. Методические замечания о физических параметрах низкоинтенсивного лазерного воздействия. Ч. 2. Доза при процедурах лазерной терапии // Лазерная медицина. 2024. Т. 28. № 1. С. 8.
  26. Schulz H. Ueber Hefegifte // Pflüger, Arch. für die Gesammte Physiol. des Menschen und der Thiere. 1888. Bd. 42. № 1. S. 517.
  27. Sommer A.P., Schemmer P., Pavláth A.E., Försterling H.D., Mester Á.R., Trelles M.A. Quantum Biology in Low Level Light Therapy: Death of a Dogma // Ann. Transl. Med. 2020. V. 8. № 7. P. 440.
  28. Chung H., Dai T., Sharma S.K., Huang Y.Y., Carroll J.D., Hamblin M.R. The Nuts and Bolts of Low Level Laser (Light) Therapy // Ann. Biomed. Eng. 2012. V. 40. № 2. P. 516.
  29. Townsend J.F., Luckey T.D. Hormoligosis in Pharmacology // J. Am. Med. Assoc. 1960. V. 173. № 1. P. 44.
  30. Stebbing A.R.D. Hormesis – the Stimulation of Growth by Low Levels of Inhibitors // Sci. Total Environ. 1982. V. 22. № 3. P. 213.
  31. Karu T.I., Kolyakov S.F. Exact Action Spectra for Cellular Responses Relevant to Phototherapy // Photomed. Laser Surg. 2005. V. 23. № 4. P. 355.
  32. Sommer A.P., Pinheiro A.L.B., Mester A.R., Franke R.P., Whelan H.T. Biostimulatory Windows in Low Intensity Laser Activation: Lasers, Scanners, and NASA’s Light Emitting Diode Array System // J. Clin. Laser Med. Surg. 2001. V. 19. № 1. P. 29.
  33. Oron U., Yaakobi T., Oron A., Hayam G., Gepstein L., Rubin O., Wolf T., Haim S.B. Attenuation of Infarct Size in Rats and Dogs After Myocardial Infarction by Low–Energy Laser Irradiation // Lasers Surg. Med. 2001. V. 28. № 3. P. 204.
  34. Lanzafame R.J., Stadler I., Kurtz A.F., Connelly R., Timothy P.A., Brondon P., Olson D. Reciprocity of Exposure Time and Irradiance on Energy Density During Photoradiation on Wound Healing in a Murine Pressure Ulcer Model // Lasers Surg. Med. 2007. V. 39. № 6. P. 534.
  35. Barolet D. Near Infrared Light and Skin: Why Intensity Matters // Curr. Probl. Dermatol. 2021. V. 55. P. 374.
  36. Karu T., Pyatibrat L., Kalendo G. Irradiation with HeNe Laser Increases ATP Level in Cells Cultivated in Vitro // J. Photochem. Photobiol., B. 1995. V. 27. № 3. P. 219.
  37. Mochizuki Oda N., Kataoka Y., Cui Y., Yamada H., Heya M., Awazu K. Effects of Near Infra Red Laser Irradiation on Adenosine Triphosphate and Adenosine Diphosphate Contents of Rat Brain Tissue // Neurosci. Lett. 2002. V. 323. № 3. P. 207.
  38. Spodaryk K. The Influence of Low Power Laser Energy on Red Blood Cell Metabolism and Defor-mability // Clin. Hemorheol. Microcirc. 2001. V. 25. № 3–4. P. 145.
  39. Hu W.P., Wang J.J., Yu C.L., Lan C.C.E., Chen G.S., Yu H.S. Helium–Neon Laser Irradiation Stimulates Cell Proliferation Through Photostimulatory Effects in Mitochondria // J. Invest. Dermatol. 2007. V. 127. № 8. P. 2048.
  40. Benedicenti S., Pepe I.M., Angiero F., Benedicenti A. Intracellular ATP Level Increases in Lymphocytes Irradiated with Infrared Laser Light of Wavelength 904 nm // Photomed. Laser Surg. 2008. V. 26. № 5. P. 451.
  41. Kaššák P., Przygodzki T., Habodászová D., Bryszewska M., Šikurová L. Mitochondrial Alterations Induced by 532 nm Laser Irradiation // Gen. Physiol. Biophys. 2005. V. 24. № 2. P. 209.
  42. Gavish L., Asher Y., Becker Y., Kleinman Y. Low Level Laser Irradiation Stimulates Mitochondrial Membrane Potential and Disperses Subnuclear Promyelocytic Leukemia Protein // Lasers Surg. Med. 2004. V. 35. № 5. P. 369.
  43. Morton B.E., Fraser C.F., Sagadraca R. Initiation of Hamster Sperm Motility from Quiescence: Effect of Conditions upon Flagellation and Respiration // Fertil. Steril. 1979. V. 32. № 2. P. 222.
  44. Troiano L., Granata A.R.M., Cossarizza A., Kalashnikova G., Bianchi R., Pini G., Tropea F., Carani C., Franceschi C. Mitochondrial Membrane Potential and DNA Stainability in Human Sperm Cells: A Flow Cytometry Analysis with Implications for Male Infertility // Exp. Cell Res. 1998. V. 241. № 2. P. 384.
  45. Singer R., Sagiv M., Barnet M., Levinsky H., Segenreich E., Fuchs Y., Mendes E., Yehoshua H. Low Energy Narrow Band Non–Coherent Infrared Illumination of Human Semen and Isolated Sperm // Andrologia. 1991. V. 23. № 2. P. 181.
  46. Iaffaldano N., Paventi G., Pizzuto R., Di Iorio M., Bailey J.L., Manchisi A., Passarella S. Helium Neon Laser Irradiation of Cryopreserved Ram Sperm Enhan-ces Cytochrome C Oxidase Activity and ATP Levels Improving Semen Quality // Theriogenology. Elsevier Inc, 2016. V. 86. № 3. P. 778.
  47. Burkman L.J. Characterization of Hyperactivated Motility by Human Spermatozoa During Capacitation: Comparison of Fertile and Oligozoospermic Sperm Populations // Arch. Androl. 1984. V. 13. № 2–3. P. 153.
  48. Mortimer S.T., Mortimer D. Kinematics of Human Spermatozoa Incubated under Capacitating Conditions // J. Androl. 1990. V. 11. № 3. P. 195.
  49. Shahar S., Wiser A., Ickowicz D., Lubart R., Shulman A., Breitbart H. Light Mediated Activation Reveals a Key Role for Protein Kinase A and Sarcoma Protein Kinase in the Development of Sperm Hyper Activated Motility // Hum. Reprod. 2011. V. 26. № 9. P. 2274.
  50. Soffer Y., Lubart R., Breitbart H. L’irradiation des spermatozoïdes au Laser HeNe à faible énergie chez la souris et chez l’homme // Andrologie. 2000. V. 10. № 4. P. 417.
  51. Bartoov B., Ben Barak J., Mayevsky A., Sneider M., Yogev L., Lightman A. Sperm Motility Index: a New Parameter for Human Sperm Evaluation // Fertil. Steril. Elsevier Masson SAS, 1991. V. 56. № 1. P. 108.
  52. Espey B.T., Kielwein K., van der Ven H., Steger K., Allam J., Paradowska–Dogan A., van der Ven K. Effects of Pulsed–Wave Photobiomodulation Therapy on Human Spermatozoa // Lasers Surg. Med. 2022. V. 54. № 4. P. 540.
  53. Ríos Ramírez M., Espinoza J.H., Ruiz Suárez J.C., Mercado Uribe H. The Effect of Green Light on the Motility of Mouse Sperm at Two Different Temperatures // Photochem. Photobiol. Sci. 2019. V. 18. № 12. P. 2893.
  54. Catalán J., Papas M., Gacem S., Noto F., Delgado Bermúdez A., Rodríguez Gil J.E., Miró J., Yeste M. Effects of Red Light Irradiation on the Function and Survival of Fresh and Liquid Stored Donkey Semen // Theriogenology. 2020. V. 149. P. 88.
  55. Catalán J., Llavanera M., Bonilla Correal S., Papas M., Gacem S., Rodríguez Gil J.E., Yeste M., Miró J. Irradiating Frozen Thawed Stallion Sperm with Red Light Increases Their Resilience to Withstand Post Thaw Incubation at 38°C // Theriogenology. 2020. V. 157. P. 85.
  56. Saeed G.T. Immediate and Late Effect of in Vitro Low Level Helium–Neon Laser Irradiation on Human Sperm Activity Immediate and Late Effect of in Vitro Low Level Helium–Neon Laser Irradiation on Human Sperm Activity // IRAQI Postgrad. Med. J. 2017. V. 16. № 1. P. 78.
  57. Sato H., Landthaler M., Haina D., Schill W.B. The Effects of Laser Light on Sperm Motility and Velocity in Vitro // Andrologia. 1984. V. 16. № 1. P. 23.
  58. Corral Baqués M.I., Rigau T., Rivera M., Rodrí-guez J.E., Rigau J. Effect of 655 nm Diode Laser on Dog Sperm Motility // Lasers Med. Sci. 2005. V. 20. № 1. P. 28.
  59. Yazdi R.S., Bakhshi S., Alipoor F.J., Akhoond M.R., Borhani S., Farrahi F., Panah M.L., Gilani M.A.S. Effect of 830 nm Diode Laser Irradiation on Human Sperm Motility // Lasers Med. Sci. 2014. V. 29. № 1. P. 97.
  60. Iaffaldano N., Rosato M.P., Paventi G., Pizzuto R., Gambacorta M., Manchisi A., Passarella S. The Irradiation of Rabbit Sperm Cells with He–Ne Laser Prevents Their in Vitro Liquid Storage Dependent Damage // Anim. Reprod. Sci. 2010. V. 119. № 1–2. P. 123.
  61. Firestone R.S., Esfandiari N., Moskovtsev S.I., Burstein E., Videna G.T., Librach C., Bentov Y., Casper R.F. The Effects of Low Level Laser Light Exposure on Sperm Motion Characteristics and DNA Damage // J. Androl. 2012. V. 33. № 3. P. 469.
  62. Mohammed S.E., Al–ameri L.M.H. Laser Biostimulation Effect on Human Sperm Motility // Iraqi J. Laser. 2021. V. 20. № 1. P. 39.
  63. Dessouki S.M., Ahmed D.A.E.R., Fayed A.K. Sperm Kinetics of Egyptian Buffalo Bulls (Bubalus Bubalis) Affected by the Red Laser Postfreezing // J. Adv. Vet. Anim. Res. 2022. V. 9. № 3. P. 396.
  64. Salama N., El Sawy M. Light Emitting Diode Exposure Enhances Sperm Motility in Men with and without Asthenospermia: Preliminary Results // Arch. Ital. Urol. Androl. 2015. V. 87. № 1. P. 14.
  65. Ban Frangez H., Frangez I., Verdenik I., Jansa V., Virant Klun I. Photobiomodulation with Light Emitting Diodes Improves Sperm Motility in Men with Asthenozoospermia // Lasers Med. Sci. 2015. V. 30. № 1. P. 235.
  66. Jesus Miranda J.M. De, Mandujano L.A., Mendez F., Castillo Y.J., Mulia J., Garcia C., Felipe Y.E., Osorio Gonzalez D. Effects of Low Energy Laser Irradiation on Sperm Cells Dynamics of Rabbit (Oryctolagus Cuniculus) // J. Nucl. Physics, Mater. Sci. Radiat. Appl. 2017. V. 5. № 1. P. 187.
  67. Siqueira A.F.P., Maria F.S., Mendes C.M., Hamilton T.R.S., Dalmazzo A., Dreyer T.R., da Silva H.M., Nichi M., Milazzotto M.P., Visintin J.A., Assumpção M.E.O.A. Effects of Photobiomodulation Therapy (PBMT) on Bovine Sperm Function // Lasers Med. Sci. 2016. V. 31. № 6. P. 1245.
  68. Fernandes G.H.C., de Carvalho P. de T.C., Serra A.J., Crespilho A.M., Peron J.P.S., Rossato C., Leal Junior E.C.P., Albertini R. The Effect of Low Level Laser Irradiation on Sperm Motility, and Integrity of the Plasma Membrane and Acrosome in Cryopreserved Bovine Sperm // PLoS One. 2015. V. 10. № 3. P. e0121487.
  69. Plavskii V., Mikulich A., Barulin N., Ananich T., Plavskaya L., Tretyakova A., Leusenka I. Comparative Effect of Low Intensity Laser Radiation in Green and Red Spectral Regions on Functional Characteristics of Sturgeon Sperm // Photochem. Photobiol. 2020. V. 96. № 6. P. 1294.
  70. Plavskii V.Y., Barulin N.V., Mikulich A.V., Tretyakova A.I., Ananich T.S., Plavskaya L.G., Leusenka I.A., Sobchuk A.N., Sysov V.A., Dudinova O.N., Vodchits A.I., Khodasevich I.A., Orlovich V.A. Effect of Continuous Wave, Quasi Continuous Wave and Pulsed Laser Radiation on Functional Characteristics of Fish Spermatozoa // J. Photochem. Photobiol., B. 2021. V. 216. P. 112112.
  71. Gabel C.P., Carroll J., Harrison K. Sperm Motility is Enhanced by Low Level Laser and Light Emitting Diode Photobiomodulation with a Dose Dependent Response and Differential Effects in Fresh and Frozen Samples // Laser Ther. 2018. V. 27. № 2. P. 131.
  72. Safian F., Novin M.G., Karimi M., Kazemi M., Zare F., Ghoreishi S.K., Bayat M. Photobiomodulation with 810 nm Wavelengths Improves Human Sperms’ Motility and Viability in Vitro // Photobiomodulation, Photomed., Laser Surg. 2020. V. 38. № 4. P. 222.
  73. Safian F., Ghaffari Novin M., Nazarian H., Shams Mofarahe Z., Abdollahifar M.A., Jajarmi V., Karimi S., Kazemi M., Chien S., Bayat M. Photobiomodulation Preconditioned Human Semen Protects Sperm Cells Against Detrimental Effects of Cryopreservation // Cryobiology. 2021. V. 98. P. 239.
  74. Dobrin N., Zamfirescu S., Hortanse A.A., Topoleanu I., Nicolaia I., Gianluca P., Coprean D. Study on the Effects of Exposure to Different Doses of Energy Generated by a He–Ne Laser on the Quality of Frozen Thawed Semen of Ram // Rom. Biotechnol. Lett. 2015. V. 20. № 3. P. 10381.
  75. Abdalla E.B., Zeidan A.E., Seioudy A.F., Khalil F.A., Abdel Salam Z.A., Badr M.R., Allam M.W. Effect of Green Laser Irradiation on Epididymal Camel Spermatozoa Quality Stored at 5°C // Arab Univ. J. Agric. Sci. 2021. V. 29. № 1. P. 307.
  76. Fekrazad E., Keyhan H., Fekrazad R., Tajik A. Effect of Diode Lasers on Human Sperm Motility // Acad. Res. Int. 2014. V. 5. № 5. P. 21.
  77. Iaffaldano N., Meluzzi A., Manchisi A., Passarella S. Improvement of Stored Turkey Semen Quality as a Result of He–Ne Laser Irradiation // Anim. Reprod. Sci. 2005. V. 85. № 3–4. P. 317.
  78. Zupin L., Pascolo L., Gianoncelli A., Gariani G., Luppi S., Giolo E., Ottaviani G., Crovella S., Ricci G. Synchrotron Radiation Soft X–Ray Microscopy and Low Energy X–Ray Fluorescence to Reveal Elemental Changes in Spermatozoa Treated with Photobiomodulation Therapy // Anal. Methods. 2020. V. 12. № 29. P. 3691.
  79. Николаев А.А., Логинов П.В., Ветошкин Р.В. Участие свободных радикалов в функции сперматозоидов // Астраханский медицинский журнал. 2014. Т. 9. № 1. С. 23.
  80. Hamblin M.R. Mechanisms and Applications of the Anti–Inflammatory Effects of Photobiomodulation // AIMS Biophys. 2017. V. 4. № 3. P. 337.
  81. Schulte R.T., Ohl D.A., Sigman M., Smith G.D. Sperm DNA Damage in Male Infertility: Etiologies, Assays, and Outcomes // J. Assist. Reprod. Genet. 2010. V. 27. № 1. P. 3.
  82. Осадчук Л.В., Татару Д.А., Кузнецова Н.Н., Клещев М.А., Маркова Е.В., Светлаков А.В. Фрагментация ДНК в сперматозоидах: связь с параметрами сперматогенеза у молодых мужчин // Урология. 2016. № 6. С. 118.
  83. Karkada G., Maiya G.A., Arany P., Rao M., Adiga S., Kamath S.U. Effect of Photobiomodulation Therapy on Oxidative Stress Markers in Healing Dynamics of Diabetic Neuropathic Wounds in Wistar Rats // Cell Biochem. Biophys. 2022. V. 80. № 1. P. 151.
  84. Chen H., Tu M., Shi J., Wang Y., Hou Z., Wang J. Effect of Photobiomodulation on CCC–ESF Reactive Oxygen Species Steady State in High Glucose Mediums // Lasers Med. Sci. 2021. V. 36. № 3. P. 555.
  85. Lubart R., Lavi R., Friedmann H., Rochkind S. Photochemistry and Photobiology of Light Absorption by Living Cells // Photomed. Laser Surg. 2006. V. 24. № 2. P. 179.
  86. Oren D.A., Charney D.S., Lavie R., Sinyakov M., Lubart R. Stimulation of Reactive Oxygen Species Production by an Antidepressant Visible Light Source // Biol. Psychiatry. 2001. V. 49. № 5. P. 464.
  87. Hou J., Zhang H., Yuan X., Li J., Wei Y., Hu S. In Vitro Effects of Low–Level Laser Irradiation for Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells: Proliferation, Growth Factors Secretion and Myogenic Differentiation // Lasers Surg. Med. 2008. V. 40. № 10. P. 726.
  88. Grossman N., Schneid N., Reuveni H., Halevy S., Lubart R. He–Ne (633 nm) Low Power Laser Irradiation Stimulates Proliferation of Keratinocyte Cultures Involving Reactive Oxygen Species // Lasers Life Sci. 1999. V. 9. № 2. P. 111.
  89. Hoek T.L. Vanden, Becker L.B., Shao Z., Li C., Schumacker P.T. Reactive Oxygen Species Released from Mitochondria during Brief Hypoxia Induce Preconditioning in Cardiomyocytes // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. № 29. P. 18092.
  90. Suzuki Y.J., Ford G.D. Redox Regulation of Signal Transduction in Cardiac and Smooth Muscle // J. Mol. Cell. Cardiol. 1999. V. 31. № 2. P. 345.
  91. Moazamian R., Polhemus A., Connaughton H., Fraser B., Whiting S., Gharagozloo P., Aitken R.J. Oxidative Stress and Human Spermatozoa: Diagnostic and Functional Significance of Aldehydes Generated as a Result of Lipid Peroxidation // Mol. Hum. Reprod. 2015. V. 21. № 6. P. 502.
  92. Chianese R., Pierantoni R. Mitochondrial Reactive Oxygen Species (ROS) Production Alters Sperm Quality // Antioxidants. 2021. V. 10. № 1. P. 92.
  93. Aitken R.J., Gibb Z., Baker M.A., Drevet J., Gharagozloo P. Causes and Consequences of Oxidative Stress in Spermatozoa // Reprod. Fertil. Dev. 2016. V. 28. № 2. P. 1.
  94. Lenzi A., Claroni F., Gandini L., Lombardo F., Bar-bieri C., Lino A., Dondero F. Laser Radiation and Motility Patterns of Human Sperm // Syst. Biol. Reprod. Med. 1989. V. 23. № 3. P. 229.
  95. Pezo F., Zambrano F., Uribe P., Ramírez-Reveco A., Romero F., Sanchéz R. LED–Based Red Light Photostimulation Improves Short–Term Response of Cooled Boar Semen Exposed to Thermal Stress at 37°C // Andrologia. 2019. V. 51. № 5. P. e13237.

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download

Copyright (c) 2025 Russian Academy of Sciences

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».