Bioindication of the Dark Gray Soil State in the Pine Forests of the Krasnoyarsk Forest-Steppe under Anthropogenic Influence

Cover Page

Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription Access

Abstract

The biological activity of dark gray soil was studied in a 100-year-old pine forb-green-moss forest of the Pogorelsky pine forest of the Krasnoyarsk forest-steppe. In 2017, selective cuttings were carried out in the pine forest, and in May 2022 there was a strong fire. To improve reforestation and increase the biological productivity of the soil, bio-fertilizer based on sawdust-soil substrate with the addition of urea and mycoproduct (SSSU + M) was applied to cut and burned areas. On the experimental plots (Paseka, Volok, Fon), an annual count of self-seeding of pine was carried out. Bioindication of the soil condition was assessed based on the total number and ratio of ecological-trophic groups of microorganisms, enzyme activity, microbial biomass content, intensity of basal respiration and specific respiration of microbial biomass. The application of biofertilizer to the cut areas alkalized the soil by 0.2–0.4 units, retained moisture, increased the content of nitrogen (by 5–14%) and microbial biomass (by 1.2–1.6 times), compared with the control options. The impact of biofertilizers on the germination and growth of self-seeding of pine was noted in the second year after application – in the experimental plots of self-seeding it was 4–6 times greater than in the control ones. The entry of burnt plant residues, coals and ash into the soil in the first week after the fire led to an increase in some microbiological indicators, the activity of urease and invertase, and the activation of carbotrophic microorganisms. However, by the end of the growing season, a decrease in microbiological activity was noted, which indicated a post-pyrogenic depression of microbocenoses. The introduction of biofertilizer on the burnt surface of the plots leveled the effect of pyrogenic effects and stimulated the formation of shoots of scots pine, the number of which was significantly higher than in the control plots. It was found that the universal bioindicators that adequately reflect the state of the soil after all anthropogenic impacts were microbial biomass, specific microbial respiration, enzymatic activity and the total number of microorganisms. A specific bioindication of the soil condition after the fire was an increase in the proportion of bacteria Serratia plymuthica, Bacillus mycoides and fungi of the genera Trichoderma, Penicillium and Mortierela.

About the authors

I. D. Grodnitskaya

Sukachev Forest Institute

Author for correspondence.
Email: igrod@ksc.krasn.ru
Russia, 660036, Krasnoyarsk

V. A. Senashova

Sukachev Forest Institute

Email: igrod@ksc.krasn.ru
Russia, 660036, Krasnoyarsk

G. I. Antonov

Sukachev Forest Institute

Email: igrod@ksc.krasn.ru
Russia, 660036, Krasnoyarsk

G. G. Polyakova

Sukachev Forest Institute

Email: igrod@ksc.krasn.ru
Russia, 660036, Krasnoyarsk

O. E. Pashkeeva

Sukachev Forest Institute

Email: igrod@ksc.krasn.ru
Russia, 660036, Krasnoyarsk

N. V. Pashenova

Sukachev Forest Institute

Email: igrod@ksc.krasn.ru
Russia, 660036, Krasnoyarsk

References

  1. Ананьева Н.Д. Микробиологические аспекты самоочищения и устойчивости почв. М.: Наука, 2003. 222 с.
  2. Антонов Г.И., Евграфова С.Ю., Иванов В.В. Биоиндикация лесорастительного состояния почв сосняков Красноярской лесостепи после несплошных рубок разной интенсивности // Тр. Санкт-Петербургского НИИ лесного хозяйства. 2014. № 3. С. 18–28.
  3. Антонов Г.И., Барченков А.П., Пашенова Н.В., Кондакова О.Э., Гродницкая И.Д. Влияние опилочно-почвенных субстратов на рост саженцев сосны и ели в лесопитомнике экспериментального хозяйства “Погорельский бор” // Лесоведение. 2021. № 3. С. 303–317.
  4. Антонов Г.И., Пашенова Н.В., Гродницкая И.Д. Пат. № 2681572 11.03.2019. Опилочно-почвенный субстрат для оптимизации плодородия почв.
  5. Вальков В.Ф., Елисеева Н.В., Имгрунт И.И., Казеев К.Ш., Колесников С.И. Справочник по оценке почв. Майкоп: Адыгея, 2004. 236 с.
  6. Гапонюк Э.И., Малахов С.В. Комплексная система показателей экологического мониторинга почв // Миграция загрязняющих веществ в почвах и сопредельных средах. Тр. 4-го Всесоюз. совещ. Л.: Гидрометеоиздат, 1985. С. 3–10.
  7. Голубева П.П. Определение щелочно-гидролизуемого азота по Корнфильду // Пособие по проведению анализов почв и составлению агрохимических картограмм. М.: Наука, 1969. С. 179–180.
  8. Гродницкая И.Д., Пашкеева О.Э., Старцев В.В., Дымов А.А. Дыхательная активность и биоразнообразие микробиомов подзолистых почв постпирогенных еловых лесов Красноярского края и Республики Коми // Почвоведение. 2023. № 6. С. 758–773. https://doi.org/10.31857/S0032180X22601347
  9. Гродницкая И.Д., Сенашова В.А., Антонов Г.И., Пашкеева О.Э. Микробиологическая индикация почв лесных посадок в Ширинской степи // Лесоведение. 2022. № 3. С. 270–284. https://doi.org/10.31857/S002411482203007X
  10. Добровольская Т.Г., Звягинцев Д.Г., Чернов И.Ю., Головченко А.В., Зенова Г.М., Лысак Л.В., Манучарова Н.А., Марфенина О.Е., Полянская Л.М., Степанов А.Л., Умаров М.М. Роль микроорганизмов в экологических функциях почв // Почвоведение. 2015. № 9. С. 1087–1096.
  11. Звягинцев Д.Г. Биологическая активность почв и шкалы для оценки некоторых ее показателей // Почвоведение. 1978. № 6. С. 48–54.
  12. Звягинцев Д.Г. Почва и микроорганизмы. М.: Изд-во Моск ун-та, 1987. 256 с.
  13. Казеев К.Ш., Колесников С.И., Вальков В.Ф. Биологическая диагностика и индикация почв: методология и методы исследований. Ростов-на-Дону: Изд-во Рост. ун-та, 2003. 204 с.
  14. Казеев К.Ш., Колесников С.И., Вальков В.Ф. Биология почв Юга России. Ростов-на-Дону: Изд-во ЦВВР, 2004. 350 с.
  15. Классификация и диагностика почв России. Смоленск: Ойкумена, 2004. 240 с.
  16. Медведева М.В., Германова Н.И. Биологическая активность подзолистых почв сосняков-черничников Среднетаежной Карелии после рубок // Лесное хозяйство. 2008. № 6. С. 16–17.
  17. Методы почвенной микробиологии и биохимии / Под ред. Звягинцева Д.Г. М.: Изд-во Моск. ун-та, 1991. 303 с.
  18. Методы оценки структуры, функционирования и разнообразия детритных пищевых сетей. Методическое руководство / Под ред. Покаржевского А.Д. и др. М.: Ин-т проблем экологии и эволюции им. А.Н. Северцова РАН, 2003. 100 с.
  19. Пашенова Н.В., Лоскутов С.Р., Пермякова Г.В., Анискина А.А. Влияние отвара чистотела на биоконверсию сосновых опилок культурами базидиальных грибов-ксилотрофов: Матер. IV Всерос. конф. “Новые достижения в химии и химической технологии растительного сырья”. Барнаул, 21–23 апреля 2009 г. Барнаул: Изд-во Алт. ун-та, 2009. Кн. 2. С. 39–41.
  20. Почвенно-экологический мониторинг и охрана почв / Под ред. Орлова Д.С., Васильевской В.Д. М.: Изд-во Моск. ун-та, 1994. 272 с.
  21. Практикум по агрохимии / Под ред. Минеева В.Г. М.: Изд-во Моск. ун-та, 2001. 689 с.
  22. Практикум по микробиологии / Под ред. Нетрусова А.И. М.: Academia, 2005. 603 с.
  23. Сорокин Н.Д. Микробиологическая диагностика лесорастительного состояния почв Средней Сибири. Новосибирск: Изд-во СО РАН, 2009. 219 с.
  24. Хазиев Ф.Х. Методы почвенной энзимологии. М.: Наука, 2005. 252 с.
  25. Чеботарь И.В., Поликарпова С.В., Бочарова Ю.А., Маянский Н.А. Использование времяпролетной масс-спектрометрии с матрично-активированной лазерной десорбцией/ионизацией (MALDI-TОF MS) для идентификации бактериальных и грибковых возбудителей III–IV групп патогенности // Лабораторная служба. 2018. Т. 7. № 2. С. 78–86. EDN OTEIQN.https://doi.org/10.17116/labs20187278-86
  26. Якушев А.В., Кузнецова И.Н., Благодатская Е.В., Благодатский С.А. Зависимость активности полифенолпероксидаз и полифенолоксидаз в современных и погребенных почвах от температуры // Почвоведение. 2014. № 5. С. 590–596. https://doi.org/10.7868/S0032180X14050268
  27. Abbasian F., Lockington R., Mallavarapu M., Naidu R.A. Comprehensive review of aliphatic hydrocarbon biodegradation by bacteria // Appl. Biochem. Biotechnol. 2015. V. 176. P. 670–699.
  28. Anderson J.P.E., Domsch K.H. A physiological method for the quantitative measurement of microbial biomass in soils // Soil Biol. Biochem. 1978. V. 10. P. 314–322.
  29. Anderson T.H., Domsch K.H. Application of ecophysiological quotients (qCO2 and qD) on microbial biomasses from soils of different cropping histories // Soil Biol. Biochem. 1990. V. 22. P. 251–255.
  30. Barnet H.L., Hunter B.B. Illustrated Genera of Imperfect Fungi. Minnesota: American Phytopathological Society, 1999. 218 p.
  31. DeLuca T.H., Gundale M.J., Brimmer R.J., Gao S. Pyrogenic Carbon Generation FromFire and Forest RestorationTreatments // Front. For. Glob. Change. 2020. V. 3. https://doi.org/10.3389/ffgc.2020.00024
  32. Dhamala B.R., Mitchel M.J. Soil disturbance and elemental dynamics in a northern hardwood forest soil, USA // Water, Air and Soil Pollution. 1996. V. 88. P. 343–353.
  33. Dymov A.A., Gorbach N.M., Goncharova N.N., Karpenko L.V., Gabov D.N., Kutyavin I.N., Startsev V.V., Mazur A.S., Grodnitskaya I.D. Holocene and recent fires influence on soil organic matter, microbiological and physico-chemical properties of peats in the European North-East of Russia // Catena. 2022. V. 117. P. 106449. https://doi.org/10.1016/j.catena.2022.106449
  34. Hashimoto S., Suzuki M. The impact of forest clear-cutting on soil temperature: a comparison between before and after cutting, and between clear-cut and control sites // J. For. Res. 2004. V. 9. P. 125–132.
  35. Henry H.A.L. Soil extracellular enzyme dynamics in a changing climate // Soil Biol. Biochem. 2013. V. 47. P. 53–59.
  36. Hu L., Cao L., Zhang R. Bacterial and fungal taxon changes in soil microbial community composition induced by short-term biochar amendment in red oxidized loam soil // World J. Microbiol. Biotechnol. 2014. V. 30. P. 1085–1092. https://doi.org/10.1007/s11274-013-1528-5
  37. Gregersen T. Rapid method for distinction of gram-negative from grampositive bacteria // Eur. J. Appl. Microbiol. and Biotechnol. 1978. V. 5. № 2. P. 123–127.
  38. Scullion J. Remediating polluted soils // Naturwissenschaften. 2006. V. 93. P. 51–65. https://doi.org/10.1007/s00114-005-0079-5
  39. Sinsabaugh R.L. Phenol oxidase, peroxidase and organic matter dynamics of soil // Soil Biol. Biochem. 2010. V. 42. P. 391–404.
  40. Sparling G.T. The substrate-induced respiration method // Methods in applied soil microbiology and biochemistry. London: Acad. Press, 1995. P. 397–404.
  41. Stress effects on natural ecosystems / Ed. Barrett G.W. et al. Wiley, 1981. 305 p.
  42. Wallenstein M.D., Haddix M.L., Lee D.D., Conant R.T., Paul E.A. A litter slurry technique elucidates the key role of enzyme production and microbial dynamics in temperature sensitivity of organic matter decomposition // Soil Biol. Biochem. 2012. V. 47. P. 18–26.
  43. Trasar-Cepeda C., Leirós M.C., Gil-Sotres F. Hydrolytic enzyme activities in agricultural and forest soils. Some implications for their use as indicators of soil quality // Soil Biol. Biochem. 2008. V. 40. P. 2146–2155.
  44. Watanabe T. Pictorial atlas of soil and seed fungi: morphologies of cultured fungi and key to species. Boca Raton: CRC Press, Inc., 2002. 506 p.
  45. World Reference Base for Soil Resources 2014, International Soil Classification System for Naming Soils and Creating Legends for Soil Maps, World Soil Res. Rep. no. 106, update 2015. FAO, Rome. www.fao.org.

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
2.

Download (1MB)
3.

Download (87KB)
4.

Download (108KB)
5.

Download (101KB)
6.

Download (853KB)

Copyright (c) 2023 И.Д. Гродницкая, В.А. Сенашова, Г.И. Антонов, Г.Г. Полякова, О.Э. Пашкеева, Н.В. Пашенова

This website uses cookies

You consent to our cookies if you continue to use our website.

About Cookies