Abundance and Diversity of Microorganisms in Soils and Associated Substrates (Leaf Litter and “Suspended Soil”) in Some Nature Reserves of Vietnam

Cover Page

Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription Access

Abstract

A comprehensive study has been carried out, and a quantitative and qualitative characteristic of the soil prokaryotic community of zonal Ferralsol and intrazonal Fluvisol of Vietnam, as well as associated leaf litter and “suspended” soil from epiphytic ferns, has been given. The greatest number of bacteria, determined by the direct luminescence method, was associated with samples of Fluvisol, while the lengths of fungal and actinomycete mycelium were the largest in mountainous ferralitic soils. Bacteria of the genus Streptomyces, included in the saprotrophic bacterial complex of the studied substrates, make a significant contribution to the destruction of plant material. The bacteria of the phyla Firmicutes (80%) and Proteobacteria (15%) predominated in the prokaryotic community of the zonal red-yellow humus-ferrallitic soil, while the phyla Proteobacteria (51%) and Actinobacteria (38%) dominated in the sample of the “suspended” soil. The phyla Chloroflexi, Acidobacteria, Bacteroidetes, and Cyanobacteria were significantly less represented. With significant differences at the level of genera in the studied substrates, similar functional groups of microorganisms were identified: xenobiotic decomposers, nitrogen cycle bacteria, extremophiles, as well as bacteria that inhibit the growth of micromycetes. The metabolically active part of the prokaryotic community, represented by the phyla Proteobacteria, Actinobacteria, and Acidobacteria, was the highest in the “suspended” soil and the least active in the litter and horizon A of Ferralsol, which correlated with the high abundance of these phyla and the significant taxonomic diversity of bacteria in this locus. Functional genes (nifH and alkB) were detected in all studied substrates. The number of copies of functional genes was the highest in the “suspended” soil sample, which makes this locus promising for isolating strains with high biotechnological potential.

About the authors

A. V. Kniazeva

Lomonosov Moscow State University; Skryabin Institute of Biochemistry and Physiology of Microorganisms

Author for correspondence.
Email: aknyazeva1999@gmail.com
Russia, 119991, Moscow; Russia, 142290, Pushchino

L. V. Lysak

Lomonosov Moscow State University

Author for correspondence.
Email: lvlysak@mail.ru
Russia, 119991, Moscow

E. V. Lapygina

Lomonosov Moscow State University

Email: lvlysak@mail.ru
Russia, 119991, Moscow

A. V. Aleksandrova

Lomonosov Moscow State University

Email: lvlysak@mail.ru
Russia, 119991, Moscow

References

  1. Дорченкова Ю.А., Грачева Т.А., Лысак Л.В. Характеристика актиномицетных комплексов заповедника Пу Хоат // Почвоведение. 2022. № 4. С. 482–487.
  2. Егоров В.В., Иванова Е.Н., Фридланд В.М., Розов Н.И. Классификация и диагностика почв СССР. М.: Колос, 1977. 30 с.
  3. Еськов А.К. Экофизиологическая классификация сосудистых эпифитов как теоретическая предпосылка формирования коллекций и сообществ эпифитных растений в условиях оранжерейной культуры // Естественные и техн. науки. 2012. № 4. С. 93–98.
  4. Еськов А.К., Абакумов Е.В., Тиунов А.В., Кузнецова О.А., Дубовиков Д.А., Прилепский Н.Г., Антипина В.А., Кузнецов А.Н. Агеотропные воздушные корни-улавливатели гнездовых эпифитов и их роль в формировании подвешенных почв // Журн. общ. биол. 2017. Т. 78. № 3. С. 54–68.
  5. Еськов А.К., Прилепский Н.Г., Антипина В.А., Абакумов Е.В., Ван Тхинь Н. Формирование эпифитных сообществ в искусственных лесных посадках Южного Вьетнама // Экология. 2020. № 3. С. 171–180. https://doi.org/10.31857/S0367059720030075
  6. Калашникова К.А., Коновалова О.П., Александрова А.В. Почвообитающие микроскопические грибы муссонного диптерокарпового леса (заповедник Донг Най, Южный Вьетнам) // Микология и фитопатология. 2016. Т. 50. № 2. С. 97–107.
  7. Князева А.В., Лысак Л.В., Манучарова Н.А., Лапыгина Е.В., Александрова А.В. Численность и таксономическое разнообразие прокариот аллювиальной бурой почвы и сопряженных субстратов (Вьетнам, заповедник Пу Хоат) // Почвоведение. 2022. № 10. С. 1290–1300.
  8. Ковязин В.Ф., Данг Т.Л., Данг В.Х. Прогноз состояния растительного покрова лесных угодий заповедника Донг Най Вьетнама // Вестник СГУГиТ. 2020. Т. 25. № 3. С. 214–228.
  9. Кузнецов А.Н., Кузнецова С.П. Структура и функции почвенного населения муссонного тропического леса национального парка Кат Тьен, Южный Вьетнам. М.: Лесная растительность, 2011. С. 16–43.
  10. Лапыгина Е.В., Лысак Л.В., Грачева Т.А., Кудинова А.Г. Структура микробных сообществ красных ферралитных почв национального парка Варадеро (провинция Матансас, остров Куба) // Изв. РАН. Сер. биол. 2015. С. 244–249.
  11. Лысак Л.В., Лапыгина Е.В., Конова И.А., Звягинцев Д.Г. Численность и таксономический состав наноформ бактерий в некоторых почвах России // Почвоведение. 2010. № 7. С. 819–824.
  12. Лысак Л.В., Добровольская Т.Г., Скворцова И.Н. Методы оценки бактериального разнообразия почв и идентификации почвенных бактерий. М.: МАКС Пресс, 2003. 120 с.
  13. Манучарова Н.А., Ксенофонтова Н.А., Белов А.А., Каменский Н.Н., Арзамазова А.В., Зенова Г.М., Кинжаев Р.Р., Трофимов С.Я., Степанов А.Л. Прокариотный компонент нефтезагрязненной торфяной олиготрофной почвы при разном уровне минерального питания // Почвоведение. 2021. № 1. С. 80–89. https://doi.org/10.31857/S0032180X2101010X
  14. Манучарова Н.А., Ксенофонтова Н.А., Каримов Т.Д., Власова А.П., Зенова Г.М., Степанов А.Л. Изменение филогенетической структуры метаболически активного прокариотного комплекса почв под влиянием нефтяного загрязнения // Микробиология. 2020. Т. 89. № 2. С. 222–234. https://doi.org/10.31857/S0026365620020093
  15. Наумов В.Д. Почвы тропиков и субтропиков и их сельскохозяйственное использование. М.: Колос, 2010. 361 с.
  16. Нгуен Ты Сием, Фридланд В.М., Орлов Д.С. Состав и свойства гумусовых веществ главнейших почв Северного Вьетнама // Почвоведение. 1977. № 8. С. 39–54.
  17. Околелова А.А., Тхинь Нгуен Ван, Авилов В.К. Свойства основных типов почв Биосферного Заповедника Донг Най (Южный Вьетнам) // Региональные геосистемы. 2014. № 10(181).
  18. Першина Е.В., Чернов Т.И. Генетическая информация в почве // Основные достижения и перспективы почвенной метагеномики. СПб.: Информ-Навигатор, 2017. С. 9–18.
  19. Полянская Л.М., Гейдебрехт В.В., Степанов А.Л., Звягинцев Д.Г. Распределение численности и биомассы микроорганизмов по профилю зональных типов почв // Почвоведение. 1995. № 5. С. 566–572.
  20. Почвоведение / Под ред. Ковды В.А., Розанова Б.Г. М.: Высш. шк., 1988. 400 с.
  21. Почвообразовательные процессы / Под ред. Симаковой М.С., Топконогова В.Д. М.: Почв. ин-т им. В.В Докучаева, 2006. 510 с.
  22. Феоктистова Н.В., Марданова А.М., Хадиева Г.Ф., Шарипова М.Р. Ризосферные бактерии // Ученые записки Казанского ун-та. Сер. Естественные науки. 2016. № 2. С. 207–224.
  23. Чернов Т.И., Железова А.Д., Тхакахова А.К., Бгажба Н.А., Зверев А.О. Микробиомы целинных почв тропических лесов южного Вьетнама // Микробиология. 2019. Т. 88. № 4. С. 479–489.
  24. Abakumov E.V., Rodina O.A., Eskov A.K. Humification and humic acid composition of suspended soil in oligotrophous environments in South Vietnam // Appl. Environ. Soil Sci. 2018. V. 1. P. 1–8. https://doi.org/10.1155/2018/1026237
  25. Avguštin J.A., Bertok D.Ž., Avguštin G. Isolation and characterization of a novel violacein-like pigment producing psychrotrophic bacterial species Janthinobacterium svalbardensis sp. nov. // Antonie Van Leeuwenhoek. 2013. V. 103. P. 763–769. https://doi.org/10.1007/s10482-012-9858-0
  26. Baig Z.T., Abbasi S.A., Memon A.G., Naz A., Soomro A.F. Assessment of degradation potential of Pseudomonas species in bioremediating soils contaminated with petroleum hydrocarbons // J. Chem. Technol. Biotechnol. 2022. V. 97. P. 455–465. https://doi.org/10.1002/jctb.6820
  27. Benzing D.H. Vascular Epiphytes: General Biology and Related Biota. Cambridge: Cambridge University Press, 1990.
  28. Blecher H., Blecher R., Wegst W., Eberspaecher J., Lingens F. Bacterial degradation of aminopyrine // Xenobiotica. 1981. V. 11. P. 749–754. https://doi.org/10.3109/00498258109045878
  29. Bohlman S.A., Matelson T.J., Nadkarni N.M. Moisture and temperature patterns of canopy humus and forest floor soil of a mountain cloud forest, Costa Rica // Biotropica. 1995. V. 27. P. 13–19.
  30. Caporaso J., Kuczynski J., Stombaugh J. et al. QIIME allows analysis of high-throughput community sequencing data // Nat Methods. 2010. V. 7. P. 335–336. https://doi.org/10.1038/nmeth.f.303
  31. Coss-Navarrete E.L., Díaz-Valle A., Alvarez-Venegas R. Induction of plant resistance to biotic stress by priming with β-aminobutyric acid (BABA) and its effect on nitrogen-fixing nodule development // Academic Press. 2020. P. 101–114. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-817892-8.00006-4
  32. Donald J., Maxfield P., Leroy C., Ellwood M.D. Epiphytic suspended soils from Borneo and Amazonia differ in their microbial community composition // Acta Oecologica. 2020. V. 1. P. 106. https://doi.org/10.1016/j.actao.2020.103586
  33. Eskov A.K., Zverev A.O., Abakumov E.V. Microbiomes in Suspended Soils of Vascular Epiphytes Differ from Terrestrial Soil Microbiomes and from Each Other // Microorganisms. 2021. V. 9. P. 1033. https://doi.org/10.3390/microorganisms9051033
  34. Fierer N., Jackson J.A., Vilgalys R., Jackson R.B. Assessment of Soil Microbial Community Structure by Use of Taxon-Specific Quantitative PCR Assays // App-l. Environ. Microbiol. 2005. V. 7. P. 4117–4120. https://doi.org/10.1128/AEM.71.7.4117-4120.2005
  35. Gargallo-Garriga A., Sardans J., Alrefaei A.F., Klem K., Fuchslueger L., Ramírez-Rojas I., Donald J., Leroy C. et al. Tree Species and Epiphyte Taxa Determine the “Metabolomic niche” of Canopy Suspended Soils in a Species-Rich Lowland Tropical Rainforest // Metabolites. 2021. V. 11. P. 718.
  36. Huo Y., Kang J.P., Ahn J.C., Yang D.U., Yang D.C. Ornithinimicrobium panacihumi sp. nov., Antagonistic Bacteria Against Root Rot Fungal Pathogens, Isolated from Cultivated Ginseng Soil // Current Microbiol. 2019. V. 76. P. 22–28. https://doi.org/10.1007/s00284-018-1579-9
  37. Leys N.M., Ryngaert A., Bastiaens L., Verstraete W., Top E.M., Springael D. Occurrence and phylogenetic diversity of Sphingomonas strains in soils contaminated with polycyclic aromatic hydrocarbons // Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70. P. 1944–1955. https://doi.org/10.1128/AEM.70.4.1944-1955.2004
  38. Lincoln S.P., Fermor T.R., Tindall B.J. Janthinobacterium agaricidamnosum sp. nov., a soft rot pathogen of Agaricus bisporus // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 1999. V. 49. P. 1577–1589. https://doi.org/10.1099/00207713-49-4-1577
  39. Mohagheghi A., Grohmann K., Himmel M., Leighton L., Updegraff D.M. Isolation and characterization of Acidothermus cellulolyticus gen. nov., sp. nov., a new genus of thermophilic, acidophilic, cellulolytic bacteria // Int. J. Syst. Bacteriol. 1986. V. 36. P. 435–443. https://doi.org/10.1099/00207713-36-3-435
  40. Prashar P., Kapoor N., Sachdeva S. Rhizosphere: Its structure, bacterial diversity and significance // Rev. Environ. Sci. BioTechnol. 2013. V. 13. P. 63–77. https://doi.org/10.1007/s11157-013-9317-z
  41. Pruesse E., Quast C., Knittel K. et al. SILVA: a comprehensive online resource for quality checked and aligned ribosomal RNA sequence data compatible with ARB// Nucleic Acids Res. 2007. V. 35. P. 7188–7196. https://doi.org/10.1093/nar/gkm864
  42. Rob J.M. van Spanning, David J. Richardson, Stuart J. Ferguson. Introduction to the Biochemistry and Molecular Biology of Denitrification / Biology of the Nitrogen Cycle. Elsevier, 2007. P. 3–20. https://doi.org/10.1016/B978-044452857-5.50002-3
  43. Rogel M.A., Hernández–Lucas I., Kuykendall L.D., Balkwill D.L., Martinez–Romero E. Nitrogen-fixing nodules with Ensifer adhaerens harboring Rhizobium tropici symbiotic plasmids // Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. P. 3264–3268. https://doi.org/10.1128/AEM.67.7.3264-3268.2001
  44. Setiawan A., Setiawan F., Juliasih N., Widyastuti W., Laila A., Setiawan W.A., Djailani F.M. et al. Fungicide Activity of Culture Extract from Kocuria palustris 19C38A1 against Fusarium oxysporum // J. Fungi. (Basel). 2022. V. 8. P. 280. https://doi.org/10.3390/jof8030280
  45. Walsh C.M., Gebert M.J., Delgado–Baquerizo M., Maestre F.T., Fierer N. A Global Survey of Mycobacterial Diversity in Soil // Appl. Environ. Microbiol. 2019. V. 85. P. 180. https://doi.org/10.1128/AEM.01180-19
  46. Wang J., Zhang J., Ding K., Xin Y., Pang H. Brevundimonas viscosa sp. nov., isolated from saline soil // Int. J. Systematic Evolutionary Microbiol. 2012. V. 62. P. 2475–2479. https://doi.org/10.1099/ijs.0.035352-0
  47. World Reference Base for Soil Resources 2014, Update 2015. International soil classification system for naming soils and creating legends for soil maps. Rome: FAO, 2015.

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2.

Download (35KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2023 А.В. Князева, Л.В. Лысак, Е.В. Лапыгина, А.В. Александрова

This website uses cookies

You consent to our cookies if you continue to use our website.

About Cookies