Состав микробных сообществ донных отложений Печорского моря в зоне разрабатываемых нефтяных месторождений

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Целью данного исследования было определение таксономического состава микробных сообществ в пробах из донных отложений Печорского моря и оценка потенциальной способности деградировать углеводороды (УВ) и нефть. В качестве критерия такой способности было выбрано увеличение относительной численности представителей отдельных групп микроорганизмов в накопительных культурах, полученных с различными углеводородами как единственным источником углерода и энергии. С помощью высокопроизводительного секвенирования V4 фрагмента гена 16S рРНК был определен состав микроорганизмов в образцах донных отложений и в накопительных культурах, полученных в присутствии сырой нефти, н-нонана, н-октадекана, пристана, циклогексана, бифенила, а также в контрольных культурах, полученных в средах, не содержащих УВ. В накопительных культурах с УВ были обнаружены бактерии родов Microbacterium, Janibacter, Nocardioides, Rhodococcus, Demequina, Arthrobacter, Novosphingobium, Erythrobacter, Altererythrobacter, Planococcus, а также неидентифицированные представители семейств Sphingomonadaceae и Flavobacteriaceae, не обнаруживаемые при NGS-секвенировании фрагментов генов 16S рРНК в соответствующих природных образцах и контрольных накопительных культурах.

Об авторах

В. О. Пыркин

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: vladisluw@yandex.ru
Москва, 119991, Россия

Л. А. Гавирова

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Москва, 119991, Россия

А. Р. Строева

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Москва, 119991, Россия

П. Ю. Дгебуадзе

Институт проблем экологии и эволюции им А.Н. Северцова РАН

Москва, 119071, Россия

А. И. Шестаков

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Москва, 119991, Россия

А. А. Клюкина

Институт микробиологии им. С.Н. Виноградского, Федеральный исследовательский центр “Фундаментальные основы биотехнологии” РАН

Москва, 119071, Россия

А. Ю. Меркель

Институт микробиологии им. С.Н. Виноградского, Федеральный исследовательский центр “Фундаментальные основы биотехнологии” РАН

Москва, 119071, Россия

Е. А. Бонч-Осмоловская

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Москва, 119991, Россия

Список литературы

  1. Лейн А. Ю., Саввичев А. С. Биогеохимические процессы в Баренцевом море // Система Баренцева моря / Под ред. А.П. Лисицына. М.: ГЕОС, 2021. С. 287‒306. https://doi.org/10.29006/978-5-6045110-0-8/(23)
  2. Марченко Н. А. Изучение особенностей дрейфа льда в Баренцевом море // Вести газовой науки. 2018. № 4 (36). C. 166‒179.
  3. Могилевский Г. А., Стадник Е. В., Телегина З. П., Богданова В. М., Тон М. С., Смирнова З. С. Способ выявления бактериальных аномалий при поисках нефти и газа. АС № 710012 A1 СССР. МПК G01V 9/00. 1980. № 2309036.
  4. Aalto N. J., Schweitzer H. D., Krsmanovic S., Campbell K., Bernstei H. C. Diversity and selection of surface marine microbiomes in the Atlantic-influenced Arctic // Front. Microbiol. 2022. V. 13. Art. 892634. https://doi.org/10.3389/fmicb.2022.892634
  5. Bardan S. I. Size structure and morphological composition of the Pechora Sea winter bacterioplankton and conditions of its formation // Microbiology (Moscow). 2014. V. 82. P. 751‒761. https://doi.org/10.1134/S0026261713060039
  6. Begmatov S., Savvichev A. S., Kadnikov V. V., Beletsky A. V., Rusanov I. I., Klyuvitkin A. A., Ravin N. V. Microbial communities involved in methane, sulfur, and nitrogen cycling in the sediments of the Barents Sea // Microorganisms. 2021. V. 9. Art. 2362. https://doi.org/10.3390/microorganisms9112362
  7. Cai Y., Wang R., Rao P., Wu B., Yan L., Hu L., Park S., Ryu M., Zhou X. Bioremediation of petroleum hydrocarbons using Acinetobacter sp. SCYY-5 isolated from contaminated oil sludge: strategy and effectiveness study // Int. J. Environ. Res. Public Health. 2021. V. 18. Art. 819. https://doi.org/10.3390/ijerph18020819
  8. Callahan B. J., McMurdie P.J., Rosen M. J., Han A. W., Johnson A. J. A., Holmes S. P. DADA2: High-resolution sample inference from Illumina amplicon data // Nat. Methods. 2016. V. 13. P. 581‒583. https://doi.org/10.1038/nmeth.3869
  9. Caruso V., Song X., Asquith M., Karstens L. Performance of microbiome sequence inference methods in environments with varying biomass // mSystems. 2019. V. 4. Art. e00163-18. https://doi.org/10.1128/mSystems.00163-18
  10. Chong J., Liu P., Zhou, G., Xia J. Using MicrobiomeAnalyst for comprehensive statistical, functional, and meta-analysis of microbiome data // Nat. Protoc. 2020. V. 15. P. 799‒821. https://doi.org/10.1093/nar/gkad407
  11. Cordone A., D’Errico G., Magliulo M., Bolinesi F., Selci M., Basili M., Mangoni O. Bacterioplankton diversity and distribution in relation to phytoplankton community structure in the Ross Sea surface waters // Front. Microbiol. 2022. V. 13. Art. 722900. https://doi.org/10.3389/fmicb.2022.722900
  12. de Carvalho C. C., Marques M. P., Hachicho N., Heipieper H. J. Rapid adaptation of Rhodococcus erythropolis cells to salt stress by synthesizing polyunsaturated fatty acids // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2014. V. 98. P. 5599‒5606. https://doi.org/10.1007/s00253-014-5549-2
  13. Dong C., Bai X., Sheng H., Jiao L., Zhou H., Shao Z. Distribution of PAHs and the PAH-degrading bacteria in the deep-sea sediments of the high-latitude Arctic Ocean // Biogeosci. 2015. V. 12. P. 2163‒2177. https://doi.org/10.5194/bg-12-2163-2015
  14. Du Z. J., Wang Z. J., Zhao J. X., Chen G. J. Woeseia oceani gen. nov., sp. nov., a chemoheterotrophic member of the order Chromatiales, and proposal of Woeseiaceae fam. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2016. V. 66. P. 107‒112. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.000683
  15. Duran R., Cuny P., Bonin P., Cravo-Laureau C. Microbial ecology of hydrocarbon-polluted coastal sediments // Environ. Sci. Pollut. Res. Int. 2015. V. 22. P. 15195‒15199. https://doi.org/10.1007/s11356-015-5373-y
  16. Dyksterhouse S. E., Gray J. P., Herwig R. P., Lara J. C., Staley J. T. Cycloclasticus pugetii gen. nov., sp. nov., an aromatic hydrocarbon-degrading bacterium from marine sediments // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 1995. V. 45. P. 116‒123. https://doi.org/10.1099/00207713-45-1-116
  17. Egorov A. S., Prischepa O. M., Nefedov Y. V., Kontorovich V. A., Vinokurov I. Y. Deep structure, tectonics and petroleum potential of the Western sector of the Russian Arctic // J. Mar. Sci. Eng. 2021. V. 9. Art. 258. https://doi.org/10.3390/jmse9030258
  18. Gohl D. M., Vangay P., Garbe J., MacLean A., Hauge A., Becker A., Beckman K. B. Systematic improvement of amplicon marker gene methods for increased accuracy in microbiome studies // Nat. Biotechnol. 2016. V. 34. P. 942‒949. https://doi.org/10.1038/nbt.3601
  19. Gutierrez T., Singleton D. R., Aitken M. D., Semple K. T. Stable isotope probing of an algal bloom to identify uncultivated members of the Rhodobacteraceae associated with low-molecular-weight polycyclic aromatic hydrocarbon degradation // Appl. Environ. Microbiol. 2011. V. 77. P. 7856‒7860. https://doi.org/10.1128/AEM.06200-11
  20. Hazen T. C., Dubinsky E. A., DeSantis T.Z., Andersen G. L., Piceno Y. M., Singh N. Deep-sea oil plume enriches indigenous oil-degrading bacteria // Science. 2010. V. 330. P. 204–208. https://doi.org/10.1126/science.1195979
  21. Hugerth L. W., Wefer H. A., Lundin S., Jakobsson H. E., Lindberg M., Rodin S., Andersson A. F. DegePrime, a program for degenerate primer design for broad-taxonomic-range PCR in microbial ecology studies // Appl. Environ. Microbiol. 2014. V. 80. P. 5116‒5123. https://doi.org/10.1128/AEM.01403-14
  22. King G. M., Kostka J. E., Hazen T. C., Sobecky P. A. Microbial responses to the Deepwater Horizon oil spill: from coastal wetlands to the deep sea // Ann. Rev. Mar. Sci. 2015. V. 7. P. 377‒401. https://doi.org/10.1146/annurev-marine-010814-015543
  23. Lea-Smith D.J., Biller S. J., Davey M. P., Cotton C. A., Perez Sepulveda B. M., Turchyn A. V., Howe C. J. Contribution of cyanobacterial alkane production to the ocean hydrocarbon cycle // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2015. V. 112. P. 13591‒13596. https://doi.org/10.1073/pnas.1507274112
  24. López-Pérez M., Haro-Moreno J.M., Iranzo J., Rodriguez-Valera F. Genomes of the “Candidatus Actinomarinales” order: highly streamlined marine epipelagic Actinobacteria // mSystems. 2020. V. 5. Art. e01041-20. https://doi.org/10.1128/mSystems.01041-20
  25. Mason O. U., Scott N. M., Gonzalez A., Robbins-Pianka A., Bælum J., Kimbrel J., Jansson J. K. Metagenomics reveals sediment microbial community response to Deepwater Horizon oil spill // ISME J. 2014. V. 8. P. 1464‒1475. https://doi.org/10.1038/ismej.2013.254
  26. Merkel A. Y., Tarnovetskii I. Y., Podosokorskaya O. A., Toshchakov S. V. Analysis of 16S rRNA primer systems for profiling of thermophilic microbial communities // Microbiology (Moscow). 2019. V. 88. P. 671‒680. https://doi.org/10.1134/S0026261719060110
  27. Misson B., Garnier C., Lauga, B., Dang D. H., Ghiglione J. F., Mullot J. U., Pringault O. Chemical multi-contamination drives benthic prokaryotic diversity in the anthropized Toulon Bay // Sci. Total Environ. 2016. V. 556. P. 319‒329. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2016.02.038
  28. Nguyen T. T., Landfald B. Polar front associated variation in prokaryotic community structure in Arctic shelf seafloor // Front. Microbiol. 2015. V. 6. Art. 17. https://doi.org/10.3389/fmicb.2015.00017
  29. Powell T. G. Pristane/phytane ratio as environmental indicator // Nature. 1988. V. 333. P. 604‒604. https://doi.org/10.1038/333604a0
  30. Probandt D., Knittel K., Tegetmeyer H. E., Ahmerkamp S., Holtappels M., Amann R. Permeability shapes bacterial communities in sublittoral surface sediments // Environ. Microbiol. 2017. V. 19. P. 1584‒1599. https://doi.org/10.1111/1462-2920.13676
  31. Pyrkin V. O., Gavirova L. A., Stroeva A. R., Merkel A. Y., Vidishcheva O. N., Kalmykov A. G., Bonch-Osmolovskaya E.A. Hydrocarbon-oxidizing bacteria of the bottom ecotopes of the Barents and Pechora Seas // Microbiology (Moscow). 2024. V. 93. P. 344–348. https://doi.org/10.1134/S0026261723604839
  32. Quast C., Pruesse E., Yilmaz P., Gerken J., Schweer T., Yarza P., Glöckner F. O. The SILVA ribosomal RNA gene database project: improved data processing and web-based tools // Nucl. Acids Res. 2012. V. 41 (D1). P. 590‒596. https://doi.org/10.1093/nar/gks1219
  33. Rogozhin V., Osadchiev A., Konovalova O. Structure and variability of the Pechora plume in the southeastern part of the Barents Sea // Front. Mar. Sci. 2023. V. 10. Art. 1052044. https://doi.org/10.3389/fmars.2023.1052044
  34. Rojo F. Enzymes for aerobic degradation of alkanes // Handbook of hydrocarbon and lipid microbiology. 2010. V. 2. P. 781‒797. https://doi.org/10.1007/978-3-319-50418-6_6
  35. Sinha R. K., Krishnan K. P., Hatha A. A., Rahiman M., Thresyamma D. D., Kerkar S. Diversity of retrievable heterotrophic bacteria in Kongsfjorden, an Arctic fjord // Braz. J. Microbiol. 2017. V. 48. P. 51‒61. https://doi.org/10.1016/j.bjm.2016.09.011
  36. Stroeva A. R., Klyukina A. A., Vidishcheva O. N., Poludetkina E. N., Solovyeva M. A., Pyrkin V. O., Gavirova L. A., Birkeland N.-K., Akhmanov G.G, Bonch-Osmolovskaya E.A. Structure of benthic microbial communities in the northeastern part of the Barents Sea // Microorganisms. 2024. V. 12. Art. 387. https://doi.org/10.3390/microorganisms12020387
  37. Teeling H., Fuchs B. M., Becher D., Klockow C., Gardebrecht A., Bennke C. M., Amann R. Substrate-controlled succession of marine bacterioplankton populations induced by a phytoplankton bloom // Science. 2012. V. 336. P. 608‒611. https://doi.org/10.1126/science.1218344
  38. Thiele S., Vader A., Thomson S., Saubrekka K., Petelenz E., Armo H. R., Øvreås L. The summer bacterial and archaeal community composition of the northern Barents Sea // Progr. Oceanogr. 2023. V. 215. Art. 103054. https://doi.org/10.1016/j.pocean.2023.103054
  39. Viñas M., Sabaté J., Espuny M. J., Solanas A. M. Bacterial community dynamics and polycyclic aromatic hydrocarbon degradation during bioremediation of heavily creosote-contaminated soil // Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71. P. 7008‒7018. https://doi.org/10.1128/AEM.71.11.7008-7018.2005
  40. Yamazoe A., Yagi O., Oyaizu H. Degradation of polycyclic aromatic hydrocarbons by a newly isolated dibenzofuran-utilizing Janibacter sp. strain YY-1 // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2004. V. 65. P. 211‒218. https://doi.org/10.1007/s00253-003-1541-y
  41. Yang S., Yu M., Chen J. Draft genome analysis of Dietzia sp. 111N12-1, isolated from the South China Sea with bioremediation activity // Braz. J. Microbiol. 2017. V. 48. P. 393‒394. https://doi.org/10.1016/j.bjm.2016.10.029

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Российская академия наук, 2025

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».