Современное состояние исследований экспрессии генов in situ в тканях животных

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Морфологические исследования сельскохозяйственных животных чаще всего проводятся с использованием простейших методик приготовления и окраски препаратов. Изучение процессов эмбриогенеза, постэмбриональных особенностей развития органов и тканей, эффекта влияния различных веществ с использованием гистохимических и иммуногистохимических методов окраски, а также с помощью гибридизации РНК in situ и секвенированием транскриптома in situ еще предстоит. Особенности протекания многих клеточных и тканевых процессов у крупного рогатого скота, свиней и кур в разрезе сравнительной физиологии еще не изучены. Высокая продуктивность сельскохозяйственных животных ассоциирована с интенсивным функционированием всех органов и систем организма. Влияние промышленного содержания сельскохозяйственных животных и его последствия на развитие организма в онтогенезе заслуживают отдельного направления исследований с точки зрения экспрессии генов in situ. Несмотря на стремительное развитие технологий секвенирования транскриптома, в результате использования которых открываются новые гены-кандидаты какого-либо процесса, гибридизация РНК in situ остается “золотым” стандартом для их валидации. В настоящем обзоре кратко представлены современные методики и их модификации для изучения экспрессии генов in situ. Методики изучения транскриптома, которые реализованы на крупном рогатом скоте, свиньях и курах в качестве модельных организмов, включают: гибридизацию РНК in situ с использованием ZZ-зондов, тирамид-сигнальную амплификацию, цепную реакцию гибридизации, дигоксигенин-меченные зонды, ОТ-ПЦР, секвенирование транскриптома единичных клеток, секвенирование РНК in situ. В настоящем обзоре рассмотрены результаты исследований на крупном рогатом скоте, свиньях и курах. Результаты исследований в данной области представляются актуальными для понимания особенностей механизмов адаптации на транскриптомном уровне у высокопродуктивных животных в условиях промышленного содержания для поиска новых маркеров ценных сельскохозяйственных признаков. Стоит отметить, что в современной отечественной и зарубежной литературе крайне мало исследований с помощью гибридизации РНК in situ, несмотря на доступность и простоту метода.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

М. В. Бытов

Уральский федеральный аграрный научно-исследовательский центр Уральского отделения Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: nauka_sokolova@mail.ru
Россия, Екатеринбург

В. Д. Зубарева

Уральский федеральный аграрный научно-исследовательский центр Уральского отделения Российской академии наук

Email: nauka_sokolova@mail.ru
Россия, Екатеринбург

С. В. Вольская

Уральский федеральный аграрный научно-исследовательский центр Уральского отделения Российской академии наук

Email: nauka_sokolova@mail.ru
Россия, Екатеринбург

С. Л. Хацко

Уральский федеральный аграрный научно-исследовательский центр Уральского отделения Российской академии наук; Уральский федеральный университет им. первого Президента России Б. Н. Ельцина

Email: nauka_sokolova@mail.ru
Россия, Екатеринбург; Екатеринбург

И. А. Шкуратова

Уральский федеральный аграрный научно-исследовательский центр Уральского отделения Российской академии наук

Email: nauka_sokolova@mail.ru
Россия, Екатеринбург

О. В. Соколова

Уральский федеральный аграрный научно-исследовательский центр Уральского отделения Российской академии наук

Email: nauka_sokolova@mail.ru
Россия, Екатеринбург

Список литературы

  1. Riollet C., Rainard P., Poutrel B. Cell subpopulations and cytokine expression in cow milk in response to chronic Staphylococcus aureus infection // J. Dairy. Sci. 2001. V. 84. № 5. P. 1077–1084. https://doi.org/10.3168/jds.S0022-0302(01)74568-7
  2. Kong R.S., Liang G., Chen Y. et al. Transcriptome profiling of the rumen epithelium of beef cattle differing in residual feed intake // BMC Genomics. 2016. V. 17. Article ID 592. https://doi.org/10.1186/s12864-016-2935-4
  3. Resnyk C.W., Chen C., Huang H. et al. RNA-Seq analysis of abdominal fat in genetically fat and lean chickens highlights a divergence in expression of genes controlling adiposity, hemostasis, and lipid metabolism // PLoS One. 2015. V. 10. № 10. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0139549
  4. Li X., Wang C.Y. From bulk, single-cell to spatial RNA sequencing // Int. J. Oral. Sci. 2021. V. 13. № 1. Article ID 36. https://doi.org/10.1038/s41368-021-00146-0
  5. Jovic D., Liang X., Zeng H. et al. Single-cell RNA sequencing technologies and applications: A brief overview // Clin. Transl. Med. 2022. V. 12. № 3. Article ID e694. https://doi.org/10.1002/ctm2.694
  6. Hwang B., Lee J.H., Bang D. Single-cell RNA sequencing technologies and bioinformatics pipelines // Exp. Mol. Med. 2018. V. 50. № 8. P. 1–14. https://doi.org/10.1038/s12276-018-0071-8
  7. Wiarda J.E., Trachsel J.M., Sivasankaran S.K. et al. Intestinal single-cell atlas reveals novel lymphocytes in pigs with similarities to human cells // Life Sci. Alliance. 2022. V. 5. № 10. https://doi.org/10.26508/lsa.202201442
  8. Junhong W., Mingyang C., Ming G. et al. Single-cell transcriptional analysis of lamina propria lymphocytes in the jejunum reveals ILC-like cells in pigs // bioRxiv. 2023. https://doi.org/10.1101/2023.01.01.522424
  9. Eng C.L., Lawson M., Zhu Q. et al. Transcriptome-scale super-resolved imaging in tissues by RNA seqFISH // Nature. 2019. V. 568. № 7751. P. 235–239. https://doi.org/10.1038/s41586-019-1049-y
  10. Cassidy A., Jones J. Developments in situ hybridisation // Methods. 2014. V. 70. № 1. P. 39–45. https://doi.org/10.1016/j.ymeth.2014.04.006
  11. Young A.P., Jackson D.J., Wyeth R.C. A technical review and guide to RNA fluorescence in situ hybridization // PeerJ. 2020. V. 8. https://doi.org/10.7717/peerj.8806
  12. Weise A., Liehr T. Rapid prenatal aneuploidy screening by fluorescence in situ hybridization (FISH) // Methods Mol. Biol. 2019. V. 1885. P. 129–137. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-8889-1_9
  13. Prudent E., Raoult D. Fluorescence in situ hybridization, a complementary molecular tool for the clinical diagnosis of infectious diseases by intracellular and fastidious bacteria // FEMS Microbiol. Rev. 2019. V. 43. № 1. P. 88–107. https://doi.org/10.1093/femsre/fuy040
  14. O’Connor S.J.M., Turner K.R., Barrans S.L. Practical application of fluorescent in situ hybridization techniques in clinical diagnostic laboratories // Methods Mol. Biol. 2020. V. 2148. P. 35–70. https://doi.org/10.1007/978-1-0716-0623-0_3
  15. Chrzanowska N.M., Kowalewski J., Lewandowska M.A. Use of fluorescence in situ hybridization (FISH) in diagnosis and tailored therapies in solid tumors // Molecules. 2020. V. 25. № 8. https://doi.org/10.3390/molecules25081864
  16. Zirkel A., Papantonis A. Detecting circular RNAs by RNA fluorescence in situ hybridization // Methods Mol. Biol. 2018. V. 1724. P. 69–75. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-7562-4_6
  17. Uhl G.R. In situ hybridization: quantitation using radiolabeled hybridization probes // Methods Enzymol. 1989. V. 168. P. 741–752. https://doi.org/10.1016/0076-6879(89)68055-x
  18. Wang F., Flanagan J., Su N. et al. RNAscope: A novel in situ RNA analysis platform for formalin-fixed, paraffin-embedded tissues // J. Mol. Diagn. 2012. V. 14. № 1. P. 22–29. https://doi.org/10.1016/j.jmoldx.2011.08.002
  19. Itzkovitz S., van Oudenaarden A. Validating transcripts with probes and imaging technology // Nat. Methods. 2011. V. 8. № 4. P. S12–S19. https://doi.org/10.1038/nmeth.1573
  20. Kang H., Sheng L., Yongsheng C. HuluFISH non-denaturing in situ detection of genomic DNA opened by CRISPR-Cas9 Nickase and Exonuclease // bioRxiv. 2021. https://doi.org/10.1101/2021.12.23.473974
  21. Asp M., Bergenstråhle J., Lundeberg J. Spatially resolved transcriptomes – next generation tools for tissue exploration // BioEssays. 2020. V. 42. № 10. https://doi.org/10.1002/bies.201900221
  22. Speel E.J., Hopman A.H., Komminoth P. Tyramide signal amplification for DNA and mRNA in situ hybridization // Methods Mol. Biol. 2006. V. 326. P. 33–60. https://doi.org/10.1385/1-59745-007-3:33
  23. Seroussi E., Knytl M., Pitel F. et al. Avian expression patterns and genomic mapping implicate leptin in digestion and TNF in immunity, suggesting that their interacting adipokine role has been acquired only in mammals // Intern. J. Mol. Sciences. 2019. V. 20. № 18. https://doi.org/10.3390/ijms20184489
  24. Choi H.M.T., Schwarzkopf M., Fornace M.E. et al. Third-generation in situ hybridization chain reaction: multiplexed, quantitative, sensitive, versatile, robust // Development. 2018. V. 145. № 12. https://doi.org/10.1242/dev.165753
  25. Jeong W., Bae H., Lim W. et al. Dicer1, AGO3, and AGO4 microRNA machinery genes are differentially expressed in developing female reproductive organs and overexpressed in cancerous ovaries of chickens // J. Animal Science. 2017. V. 95. № 11. P. 4857–4868. https://doi.org/10.2527/jas2017.1846
  26. Hoy J., Nishimura H., Mehalic T. et al. Ontogeny of renin gene expression in the chicken, Gallus gallus // General and Comparative Endocrinology. 2020. V. 296. https://doi.org/10.1016/j.ygcen.2020.113533
  27. Ogata M., Hayashi G., Ichiu A. et al. l-DNA-tagged fluorescence in situ hybridization for highly sensitive imaging of RNAs in single cells // Organic & Biomol. Chemistry. 2020. V. 18. № 40. P. 8084–8088. https://doi.org/10.1039/d0ob01635g
  28. Veselinyová D., Mašlanková J., Kalinová K. et al. Selected in situ hybridization methods: principles and application // Molecules. 2021. V. 26. № 13. https://doi.org/10.3390/molecules26133874
  29. Schwarzkopf M., Choi H.M.T., Pierce N.A. Multiplexed quantitative in situ hybridization for mammalian cells on a slide: qHCR and dHCR imaging (v3.0) // Methods Mol. Biol. 2020. V. 2148. P. 143–156. https://doi.org/10.1007/978-1-0716-0623-0_9
  30. Tsuneoka Y., Funato H. Modified in situ hybridization chain reaction using short hairpin DNAs // Frontiers Mol. Neurosci. 2020. V. 13. https://doi.org/10.3389/fnmol.2020.00075
  31. Baena-Del Valle J.A., Zheng Q., Hicks J.L. et al. Rapid loss of RNA detection by in situ hybridization in stored tissue blocks and preservation by cold storage of unstained slides // Am. J. Clin. Pathology. 2017. V. 148. № 5. P. 398–415. https://doi.org/10.1093/ajcp/aqx094
  32. Xiao L., Labaer J., Guo J. Highly sensitive and multiplexed in situ RNA profiling with cleavable fluorescent tyramide // Cells. 2021. V. 10. № 6. https://doi.org/10.3390/cells10061277
  33. Alon S., Goodwin D.R., Sinha A. et al. Expansion sequencing: Spatially precise in situ transcriptomics in intact biological systems // Science. 2021. V. 371. № 6528. https://doi.org/10.1126/science.aax2656
  34. Lee J.H., Daugharthy E.R., Scheiman J. et al. Fluorescent in situ sequencing (FISSEQ) of RNA for gene expression profiling in intact cells and tissues // Nat. Protocols. 2015. V. 10. № 3. P. 442–458. https://doi.org/10.1038/nprot.2014.191
  35. Payne A.C., Chiang Z.D., Reginato P.L. et al. In situ genome sequencing resolves DNA sequence and structure in intact biological samples // Science. 2021. V. 371. № 6532. https://doi.org/10.1126/science.aay3446
  36. Kishi J.Y., Liu N., West E.R. et al. Light-Seq: Light-directed in situ barcoding of biomolecules in fixed cells and tissues for spatially indexed sequencing // Nat. Methods. 2022. V. 19. № 11. P. 1393–1402. https://doi.org/10.1038/s41592-022-01604-1
  37. Pandit K., Petrescu J., Cuevas M. et al. An open source toolkit for repurposing Illumina sequencing systems as versatile fluidics and imaging platforms // Scientific Reports. 2022. V. 12. № 1. Article ID 5081. https://doi.org/10.1038/s41598-022-08740-w
  38. Williams C.G., Lee H.J., Asatsuma T. et al. An introduction to spatial transcriptomics for biomedical research // Genome Medicine. 2022. V. 14. № 1. Article ID 68. https://doi.org/10.1186/s13073-022-01075-1
  39. Sicherre E., Favier A.L., Riccobono D., Nikovics K. Non-specific binding, a limitation of the immunofluorescence method to study macrophages in situ // Genes. 2021. V. 12. № 5. https://doi.org/10.3390/genes12050649
  40. Skaugen J.M., Seethala R.R., Chiosea S.I. et al. Evaluation of NR4A3 immunohistochemistry (IHC) and fluorescence in situ hybridization and comparison with DOG1 IHC for FNA diagnosis of acinic cell carcinoma // Cancer Cytopathology. 2021. V. 129. № 2. P. 104–113. https://doi.org/10.1002/cncy.22338
  41. Atout S., Shurrab S., Loveridge C. Evaluation of the suitability of RNAscope as a technique to measure gene expression in clinical diagnostics: a systematic review // Mol. Diagn. Ther. 2022. V. 26. № 1. P. 19–37. https://doi.org/10.1007/s40291-021-00570-2
  42. Liu K., Jia M., Wong E.A. Delayed access to feed affects broiler small intestinal morphology and goblet cell ontogeny // Poult. Sci. 2020. V. 99. № 11. P. 5275–5285. https://doi.org/10.1016/j.psj.2020.07.040
  43. Reynolds K.L., Cloft S.E., Wong E.A. Changes with age in density of goblet cells in the small intestine of broiler chicks // Poult. Sci. 2020. V. 99. № 5. P. 2342–2348. https://doi.org/10.1016/j.psj.2019.12.052
  44. Cloft S.E., Uni Z., Wong E.A. Profiling intestinal stem and proliferative cells in the small intestine of broiler chickens via in situ hybridization during the peri-hatch period // Poult. Sci. 2023. V. 102. № 4. https://doi.org/10.1016/j.psj.2023.102495
  45. Fries-Craft K.A., Meyer M.M., Lindblom S.C. et al. Lipid source and peroxidation status alter immune cell recruitment in broiler chicken ileum // J. Nutr. 2021. V. 151. № 1. P. 223–234. https://doi.org/10.1093/jn/nxaa356
  46. Reicher N., Melkman-Zehavi T., Dayan J. et al. It’s all about timing: early feeding promotes intestinal maturation by shifting the ratios of specialized epithelial cells in chicks // Front. Physiol. 2020. V. 11. https://doi.org/10.3389/fphys.2020.596457
  47. Reicher N., Melkman-Zehavi T., Dayan J. et al. Nutritional stimulation by in-ovo feeding modulates cellular proliferation and differentiation in the small intestinal epithelium of chicks // Anim. Nutr. 2022. V. 8. № 1. P. 91–101. https://doi.org/10.1016/j.aninu.2021.06.010
  48. Reicher N., Melkman-Zehavi T., Dayan J. et al. Intra-amniotic administration of l-glutamine promotes intestinal maturation and enteroendocrine stimulation in chick embryos // Sci. Rep. 2022. V. 12. № 1. Article ID 2645. https://doi.org/10.1038/s41598-022-06440-z
  49. Zhang H., Wong E.A. Identification of cells expressing OLFM4 and LGR5 mRNA by in situ hybridization in the yolk sac and small intestine of embryonic and early post-hatch chicks // Poult. Sci. 2018. V. 97. № 2. P. 628–633. https://doi.org/10.3382/ps/pex328
  50. Li J., Xing S., Zhao G. et al. Identification of diverse cell populations in skeletal muscles and biomarkers for intramuscular fat of chicken by single-cell RNA sequencing // BMC Genomics. 2020. V. 21. № 1. Article ID 752. https://doi.org/10.1186/s12864-020-07136-2
  51. Zhang M., Li F., Sun J.W. et al. LncRNA IMFNCR promotes intramuscular adipocyte differentiation by sponging miR-128-3p and miR-27b-3p // Front. Genet. 2019. V. 10. https://doi.org/10.3389/fgene.2019.00042
  52. Luo N., Shu J., Yuan X. et al. Differential regulation of intramuscular fat and abdominal fat deposition in chickens // BMC Genomics. 2022. V. 23. № 1. Article ID 308. https://doi.org/10.1186/s12864-022-08538-0
  53. Liu J., Puolanne E., Schwartzkopf M. et al. Altered sarcomeric structure and function in Woody Breast myopathy of avian pectoralis major muscle // Front. Physiol. 2020. V. 11. https://doi.org/10.3389/fphys.2020.00287
  54. Bordignon F., Xiccato G., Boskovic Cabrol M. et al. Factors affecting breast myopathies in broiler chickens and quality of defective meat: a meta-analysis // Front. Physiol. 2022. V. 13. https://doi.org/10.3389/fphys.2022.933235
  55. Papah M.B., Abasht B. Dysregulation of lipid metabolism and appearance of slow myofiber-specific isoforms accompany the development of Wooden Breast myopathy in modern broiler chickens // Sci. Rep. 2019. V. 9. № 1. https://doi.org/10.1038/s41598-019-53728-8
  56. Darras V.M. Deiodinases: How nonmammalian research helped shape our present view // Endocrinology. 2021. V. 162. № 6. https://doi.org/10.1210/endocr/bqab039
  57. Too H.C., Shibata M., Yayota M. et al. Expression of thyroid hormone regulator genes in the yolk sac membrane of the developing chicken embryo // J. Reprod. Dev. 2017. V. 63. № 5. P. 463–472. https://doi.org/10.1262/jrd.2017-017
  58. Delbaere J., Van Herck S.L., Bourgeois N.M. et al. Mosaic expression of thyroid hormone regulatory genes defines cell type-specific dependency in the developing chicken cerebellum // Cerebellum. 2016. V. 15. № 6. P. 710–725. https://doi.org/10.1007/s12311-015-0744-y
  59. Darras V.M. The role of maternal thyroid hormones in avian embryonic development // Front. Endocrinol. 2019. V. 10. https://doi.org/10.3389/fendo.2019.00066
  60. Delbaere J., Vancamp P., Van Herck S.L. et al. MCT8 deficiency in Purkinje cells disrupts embryonic chicken cerebellar development // J. Endocrinol. 2017. V. 232. № 2. P. 259–272. https://doi.org/10.1530/JOE-16-0323
  61. Morrison J.A., McKinney M.C., Kulesa P.M. Resolving in vivo gene expression during collective cell migration using an integrated RNAscope, immunohistochemistry and tissue clearing method // Mech. Dev. 2017. V. 148. P. 100–106. https://doi.org/10.1016/j.mod.2017.06.004
  62. Wiarda J.E., Loving C.L. Intraepithelial lymphocytes in the pig intestine: T cell and innate lymphoid cell contributions to intestinal barrier immunity // Front. Immunol. 2022. V. 13. https://doi.org/10.3389/fimmu.2022.1048708
  63. Wiarda J.E., Becker S.R., Sivasankaran S.K. et al. Regional epithelial cell diversity in the small intestine of pigs // J. Anim. Sci. 2023. V. 101. https://doi.org/10.1093/jas/skac318
  64. Kim J.M., Park J.E., Yoo I. et al. Integrated transcriptomes throughout swine oestrous cycle reveal dynamic changes in reproductive tissues interacting networks // Sci. Rep. 2018. V. 8. № 1. https://doi.org/10.1038/s41598-018-23655-1
  65. Clarke I.J., Reed C.B., Burke C.R. et al. Kiss1 expression in the hypothalamic arcuate nucleus is lower in dairy cows of reduced fertilitydagger // Biol. Reprod. 2022. V. 106. № 4. P. 802–813. https://doi.org/10.1093/biolre/ioab240
  66. Mohammed B.T., Donadeu F.X. Localization and in silico-based functional analysis of miR-202 in bull testis // Reprod. Domest. Anim. 2022. V. 57. № 9. P. 1082–1087. https://doi.org/10.1111/rda.14159
  67. Wang M., Du Y., Gao S. et al. Sperm-borne miR-202 targets SEPT7 and regulates first cleavage of bovine embryos via cytoskeletal remodeling // Development. 2021. V. 148. № 5. https://doi.org/10.1242/dev.189670
  68. Sun Y., Cai R., Wang Y. et al. A newly identified LncRNA LncIMF4 controls adipogenesis of porcine intramuscular preadipocyte through attenuating autophagy to inhibit lipolysis // Animals. 2020. V. 10. № 6. https://doi.org/10.3390/ani10060926
  69. Li T., Morselli M., Su T. et al. Comparative transcriptomics reveals highly conserved regional programs between porcine and human colonic enteric nervous system // Commun. Biol. 2023. V. 6. № 1. Article ID 98. https://doi.org/10.1038/s42003-023-04478-x
  70. Visel A., Thaller C., Eichele G. GenePaint.org: An atlas of gene expression patterns in the mouse embryo // Nucleic Acids Res. 2004. V. 32. P. D552–D556. https://doi.org/10.1093/nar/gkh029
  71. Reid A.M.A., Wilson P.W., Caughey S.D. et al. Pancreatic PYY but not PPY expression is responsive to short-term nutritional state and the pancreas constitutes the major site of PYY mRNA expression in chickens // Gen. Comp. Endocrinol. 2017. V. 252. P. 226–235. https://doi.org/10.1016/j.ygcen.2017.07.002
  72. Parkes W.S., Amargant F., Zhou L.T. et al. Hyaluronan and collagen are prominent extracellular matrix components in bovine and porcine ovaries // Genes. 2021. V. 12. № 8. https://doi.org/10.3390/genes12081186
  73. Mercati F., Dall’Aglio C., Timperi L. et al. Epithelial expression of the hormone leptin by bovine skin // Eur. J. Histochem. 2019. V. 63. № 1. https://doi.org/10.4081/ejh.2019.2993
  74. Brement T., Cossec C., Roux C. et al. Expression of three adipokines (adiponectin, leptin and resistin) in normal canine skin: a pilot study // J. Comp. Pathol. 2019. V. 167. P. 82–90. https://doi.org/10.1016/j.jcpa.2018.10.179
  75. Nicu C., O’Sullivan J.D.B., Ramos R. et al. Dermal adipose tissue secretes hgf to promote human hair growth and pigmentation // J. Invest. Dermatol. 2021. V. 141. № 7. P. 1633–1645. https://doi.org/10.1016/j.jid.2020.12.019
  76. Wasserfall C., Nick H.S., Campbell-Thompson M. et al. Persistence of pancreatic insulin mrna expression and proinsulin protein in type 1 diabetes pancreata // Cell Metab. 2017. V. 26. № 3. P. 568-575. https://doi.org/10.1016/j.cmet.2017.08.013
  77. Amorim J.A., Coppotelli G., Rolo A.P. et al. Mitochondrial and metabolic dysfunction in ageing and age-related diseases // Nat. Rev. Endocrinol. 2022. V. 18. № 4. P. 243–258. https://doi.org/10.1038/s41574-021-00626-7
  78. Sandhu B., Perez Matos M.C., Tran S. et al. Quantitative digital pathology reveals association of cell-specific PNPLA3 transcription with NAFLD disease activity // JHEP Rep. 2019. V. 1. № 3. P. 199–202. https://doi.org/10.1016/j.jhepr.2019.05.007
  79. Kim H.J., Cheng P., Travisano S. et al. Molecular mechanisms of coronary artery disease risk at the PDGFD locus // Nat. Commun. 2023. V. 14. № 1. https://doi.org/10.1038/s41467-023-36518-9
  80. Pedroza A.J., Tashima Y., Shad R. et al. Single-cell transcriptomic profiling of vascular smooth muscle cell phenotype modulation in marfan syndrome aortic aneurysm // Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2020. V. 40. № 9. P. 2195–2211. https://doi.org/10.1161/ATVBAHA.120.314670
  81. Choe K., Pak U., Pang Y. et al. Advances and challenges in spatial transcriptomics for developmental biology // Biomolecules. 2023. V. 13. № 1. https://doi.org/10.3390/biom13010156
  82. Zhang L., Chen D., Song D. et al. Clinical and translational values of spatial transcriptomics // Signal Transduct. Target. Ther. 2022. V. 7. № 1. https://doi.org/10.1038/s41392-022-00960-w
  83. Wirth J., Huber N., Yin K. et al. Spatial transcriptomics using multiplexed deterministic barcoding in tissue // Nat. Commun. 2023. V. 14. № 1. https://doi.org/10.1038/s41467-023-37111-w
  84. Jin L., Tang Q., Hu S. et al. A pig BodyMap transcriptome reveals diverse tissue physiologies and evolutionary dynamics of transcription // Nat. Commun. 2021. V. 12. № 1. https://doi.org/10.1038/s41467-021-23560-8
  85. Mantri M., Scuderi G.J., Abedini-Nassab R. et al. Spatiotemporal single-cell RNA sequencing of developing chicken hearts identifies interplay between cellular differentiation and morphogenesis // Nat. Commun. 2021. V. 12. № 1. https://doi.org/10.1038/s41467-021-21892-z

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Принцип работы технологии RNAscope, использующей ZZ-зонды.

Скачать (1MB)
Метаданные
3. Рис. 2. Технологии с “открытым” принципом работы: а – тирамид-сигнальная амплификация; б – цепная реакция гибридизации in situ; в – дигоксигенин-меченные зонды и флуоресцентно меченные антитела.

Скачать (1MB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах