Белок мембранных нанодоменов Flot1 участвует в образовании ранних эндосом в клетках корней A. thaliana

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Растения в ходе всей своей жизни подвергаются различным стрессовым воздействиям. Плазматическая мембрана – основной компартмент клетки, отвечающий за адаптацию растений к стрессу и способный ремоделировать состав входящих в нее белков посредством эндоцитоза. Основным путем эндоцитоза у растений служит клатрин-зависимый эндоцитоз, но кроме него также известны несколько альтернативных, клатрин-независимых путей эндоцитоза. Одним из белков, участвующих в таком эндоцитозе, является Flot1. В данном исследовании на модельной системе корней проростков A. thaliana дикого типа и нокаут-мутанта (Atflot1ko) методами световой микроскопии с флуоресцентным липофильным зондом FM4-64 и электронной микроскопии была исследована роль Flot1 в процессе эндоцитоза. Одновременная обработка корней проростков ингибитором клатринового эндоцитоза (1-нафталинуксусной кислотой) и агентом, обедняющим плазмалемму по стеринам (метил-β-циклодекстрином), блокировала эндоцитоз в клетках корней дикого типа. Вследствие этого, наблюдалось снижение везикуляции цитоплазмы (ранних эндосом, мелких везикул, образованных агранулярным эндоплазматическим ретикулумом, и микровакуолей из его фрагментов, а также клатриновых везикул) как в контрольном варианте, так и в условиях стресса – при внесении в среду 100 мМ NaCl. При этом у мутанта Atflot1ko происходило замыкание цистерн комплекса Гольджи в кольцо с полным блокированием процесса формирования ранних эндосом. Таким образом, полученные результаты наводят на мысль, что при действии ингибиторов на клетки корней A. thaliana присутствующий в микродоменах плазматической мембраны белок Flot1 сохраняет структуру комплекса Гольджи и его способность к формированию на транс-стороне ранних эндосом, а также принимает участие в образовании ранних эндосом из транс-Гольджи сети.

Об авторах

Л. А. Халилова

Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт физиологии растений
им. К.А. Тимирязева Российской академии наук

Email: lhalilova@mail.ru
Россия, Москва

А. С. Воронков

Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт физиологии растений
им. К.А. Тимирязева Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: lhalilova@mail.ru
Россия, Москва

Список литературы

  1. Rodas-Junco B.A., Racagni-Di-Palma G.E., Canul-Chan M., Usorach J., Hernández-Sotomayor S.M.T. Link between lipid second messengers and osmotic stress in plants // IJMS. 2021. V. 22. P. 2658. https://doi.org/10.3390/ijms22052658
  2. López-Hernández T., Haucke V., Maritzen T. Endocytosis in the adaptation to cellular stress // Cell Stress. 2020. V. 4. P. 230. https://doi.org/10.15698/cst2020.10.232
  3. Ivanov R., Vert G. Endocytosis in plants: Peculiarities and roles in the regulated trafficking of plant metal transporters // Biol. Cell. 2021. V. 113. P. 1. https://doi.org/10.1111/boc.202000118
  4. Paez Valencia J., Goodman K., Otegui M.S. Endocytosis and Endosomal Trafficking in Plants. Ann. Rev. Plant Biol. 2016. V. 67. P. 309. https://doi.org/10.1146/annurev-arplant-043015-112242
  5. Fan L., Li R., Pan J., Ding Z., Lin J. Endocytosis and its regulation in plants // Trends Plant Sci. 2015. V. 20. P. 388. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2015.03.014
  6. Kaksonen M., Roux A. Mechanisms of clathrin-mediated endocytosis // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2018. V. 19. P. 313. https://doi.org/10.1038/nrm.2017.132
  7. Reynolds G.D., Wang C., Pan J., Bednarek S.Y. Inroads into Internalization: five years of endocytic exploration // Plant Physiol. 2018. V. 176. P. 208. https://doi.org/10.1104/pp.17.01117
  8. Jelínková A., Malínská K., Simon S., Kleine-Vehn J., Pařezová M., Pejchar P., Kubeš M., Martinec J., Friml J., Zažímalová E., Petrášek J. Probing plant membranes with FM dyes: tracking, dragging or blocking? // Plant J. 2010. V. 61. P. 883. https://doi.org/10.1111/j.1365-313X.2009.04102.x
  9. Gadeyne A., Sánchez-Rodríguez C., Vanneste S., Di Rubbo S., Zauber H., Vanneste K., Van Leene J., De Winne N., Eeckhout D., Persiau G., Van De Slijke E., Cannoot B., Vercruysse L., Mayers J.R., Adamowski M., et al. The TPLATE adaptor complex drives clathrin-mediated endocytosis in plants // Cell. 2014. V. 156. P. 691. https://doi.org/10.1016/j.cell.2014.01.039
  10. Estevez J.M. Plant cell expansion. Methods and protocols // MIMB. 2015. V. 1242. P. 59. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-1902-4
  11. Dhonukshe P., Aniento F., Hwang I., Robinson D.G., Mravec J., Stierhof Y.-D., Friml J. Clathrin-mediated constitutive endocytosis of PIN auxin efflux carriers in Arabidopsis // Curr. Biol. 2007. V. 17. P. 520. https://doi.org/10.1016/j.cub.2007.01.052
  12. Baral A., Irani N.G., Fujimoto M., Nakano A., Mayor S., Mathew M.K. Salt-induced remodeling of spatially restricted clathrin-independent endocytic pathways in Arabidopsis root // Plant Cell. 2015. V. 27. P. 1297. https://doi.org/10.1105/tpc.15.00154
  13. Boutte Y., Jonsson K., McFarlane H.E., Johnson E., Gendre D., Swarup R., Friml J., Samuels L., Robert S., Bhalerao R.P. ECHIDNA-mediated post-Golgi trafficking of auxin carriers for differential cell elongation // Proc. Nat. Acad. Sci. 2013. V. 110. P. 16259.
  14. Ortiz-Zapater E., Soriano-Ortega E., Marcote M.J., Ortiz-Masiá D., Aniento F. Trafficking of the human transferrin receptor in plant cells: effects of tyrphostin A23 and brefeldin A // Plant J. 2006. V. 48. P. 757. https://doi.org/10.1111/j.1365-313X.2006.02909.x
  15. Paciorek T., Zažímalová E., Ruthardt N., Petrášek J., Stierhof Y.D., Kleine-Vehn J., Morris D.A., Emans N., Jürgens G., Geldner N., Friml J. Auxin inhibits endocytosis and promotes its own efflux from cells // Nature. 2005. V. 435. P. 1251. https://doi.org/10.1038/nature03633
  16. Robert S., Kleine-Vehn J., Barbez E., Sauer M., Paciorek T., Baster P., Vanneste S., Zhang J., Simon S., Čovanová M., Hayashi K., Dhonukshe P., Yang Z., Bednarek S.Y., Jones A.M., et al. ABP1 mediates auxin inhibition of clathrin-dependent endocytosis in Arabidopsis // Cell. 2010. V. 143. P. 111. https://doi.org/10.1016/j.cell.2010.09.027
  17. Abas L., Benjamins R., Malenica N., Paciorek T., Wisniewska J., Moulinier-Anzola J.C., Sieberer T., Friml J., Luschnig C. Intracellular trafficking and proteolysis of the Arabidopsis auxin-efflux facilitator PIN2 are involved in root gravitropism // Nat. Cell Biol. 2006. V. 8. P. 249.
  18. Kitakura S., Vanneste S., Robert S., Löfke C., Teichmann T., Tanaka H., Friml J. Clathrin mediates endocytosis and polar distribution of PIN auxin transporters in Arabidopsis // Plant Cell. 2011. V. 23. P. 1920.
  19. Li X., Wang X., Yang Y., Li R., He Q., Fang X., Luu D.T., Maurel C., Lin J. Single-molecule analysis of PIP2;1 dynamics and partitioning reveals multiple modes of Arabidopsis plasma membrane aquaporin regulation // Plant Cell. 2011. V. 23. P. 3780. https://doi.org/10.1105/tpc.111.091454
  20. Glebov O.O., Bright N.A., Nichols B.J. Flotillin-1 defines a clathrin-independent endocytic pathway in mammalian cells // Nat. Cell. Biol. 2006. V. 8. P. 46.
  21. Li R., Liu P., Wan Y., Chen T., Wang Q., Mettbach U., Baluška F., Šamaj J., Fang X., Lucas W.J., Lin J. A membrane microdomain-associated protein, Arabidopsis Flot1, is involved in a clathrin-independent endocytic pathway and is required for seedling development // Plant Cell. 2012. V. 24. P. 2105. https://doi.org/10.1105/tpc.112.095695
  22. Zhang L., Xing J., Lin J. At the intersection of exocytosis and endocytosis in plants // New Phytol. 2019. V. 224. P. 1479. https://doi.org/10.1111/nph.16018
  23. Cao Y., He Q., Qi Z., Zhang Y., Lu L., Xue J., Li J., Li R. Dynamics and endocytosis of Flot1 in Arabidopsis require CPI1 function // IJMS. 2020. V. 21. P. 1552. https://doi.org/10.3390/ijms21051552
  24. Khalilova L.A., Sergienko O.V., Orlova Y.V., Myasoedov N.A., Karpichev I.V., Balnokin Y.V. Arabidopsis thaliana mutant with t-DNA insertion in the Flot1 (At5g25250) gene promotor possesses increased resistance to NaCl // Russ. J. Plant Physiol. 2020. V. 67. P. 275. https://doi.org/10.1134/S1021443720020077
  25. Saslowsky D.E., Cho J.A., Chinnapen H., Massol R.H., Chinnapen D.J., Wagner J.S., De Luca H.E., Kam W., Paw B.H., Lencer W.I. Intoxication of zebra fish and mammalian cells by cholera toxin depends on the flotillin/reggie proteins but not Derlin-1 or -2 // J. Clin. Invest. 2010. V. 120. P. 4399.
  26. Chadda R., Howes M.T., Plowman S.J., Hancock J.F., Parton R.G., Mayor S. Cholesterol-sensitive cdc42 activation regulates actin polymerization for endocytosis via the GEEC pathway // Traffic. 2007. V. 8. P. 702. https://doi.org/10.1111/j.1600-0854.2007.00565.x
  27. Roche Y., Gerbeau-Pissot P., Buhot B., Thomas D., Bonneau L., Gresti J., Mongrand S., Perrier-Cornet J., Simon-Plas F. Depletion of phytosterols from the plant plasma membrane provides evidence for disruption of lipid rafts // FASEB J. 2008. V. 22. P. 3980. https://doi.org/10.1096/fj.08-111070
  28. Xue Y., Xing J., Wan Y., Lv X., Fan L., Zhang Y., Song K., Wang L., Wang X., Deng X., Baluška F., Christie J.M., Lin J. Arabidopsis blue light receptor phototropin 1 undergoes blue light-induced activation in membrane microdomains // Mol. Plant. 2018. V. 11. P. 846. https://doi.org/10.1016/j.molp.2018.04.003
  29. Khalilova L.A., Lobreva O.V., Nedelyaeva O.I., Karpichev I.V., Balnokin Y.V. Involvement of the membrane nanodomain protein, AtFlot1, in vesicular transport of plasma membrane H+-ATPase in Arabidopsis thaliana under salt stress // IJMS. 2023. V. 24. P. 1251. https://doi.org/10.3390/ijms24021251
  30. Bolte S., Talbot C., Boutte Y., Catrice O., Read N.D., Satiat-Jeunemaitre B. FM-dyes as experimental probes for dissecting vesicle trafficking in living plant cells // J. Microsc. 2004. V. 214. P. 159.
  31. Mayor S., Parton R.G., Donaldson J.G. Clathrin-independent pathways of endocytosis // Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2014. V. 6. a016758. https://doi.org/10.1101/cshperspect.a016758
  32. Šamaj J., Read N.D., Volkmann D., Menzel D., Baluška F. The endocytic network in plants // Trends Cell Biol. 2005. V. 15. P. 425. https://doi.org/10.1016/j.tcb.2005.06.006
  33. Lam S.K., Tse Y.C., Jiang L., Oliviusson P., Heinzerling O., Robinson D.G. Plant prevacuolar compartments and endocytosis // Plant Cell Monographs. 2005. P. 37. https://doi.org/10.1007/7089_004
  34. Narasimhan M., Gallei M., Tan S., Johnson A., Verstraeten I., Li L., Rodriguez L., Han H., Himschoot E., Wang R., Vanneste S., Sánchez-Simarro J., Aniento F., Adamowski M., Friml J. Systematic analysis of specific and nonspecific auxin effects on endocytosis and trafficking // Plant Physiol. 2021. V. 186. P. 1122. https://doi.org/10.1093/plphys/kiab134.
  35. Martinière A., Fiche J.B., Smokvarska M., Mari S., Alcon C., Dumont X., Hematy K., Jaillais Y., Nollmann M., Maurel C. Osmotic stress activates two reactive oxygen species pathways with distinct effects on protein nanodomains and diffusion // Plant Physiol. 2019. V. 179. P. 1581. https://doi.org/10.1104/pp.18.01065
  36. Feraru E., Friml J. PIN polar targeting // Plant Physiol. 2008. V. 147. P. 1553.
  37. Danielsen E.M., Hansen G.H. Lipid rafts in epithelial brush borders: atypical membrane microdomains with specialized functions // Biochim. Biophys. Acta Biomembr. 2003. V. 1617. P. 1.
  38. dos Santos S.M., Weber C.C., Franke C., Muller W.E., Eckert G.P. Cholesterol: coupling between membrane microenvironment and ABC transporter activity // Biochem. BioPhys. Res. Commun. 2007. V. 354. P. 216.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2.

Скачать (175KB)
Метаданные
3.

Скачать (4MB)
Метаданные
4.

Скачать (4MB)
Метаданные

© Л.А. Халилова, А.С. Воронков, 2023

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах