Роль метилирования промоторов генов глутаматдегидрогеназы (GDH1 и GDH2) в регуляции их экспрессии в листьях кукурузы при гипоксии

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Исследована регуляция глутаматдегидрогеназы ‒ фермента, принимающего участие как в азотном, так и в углеродном метаболизме, а также осуществляющего связь между циклом трикарбоновых кислот и шунтом γ-аминомасляной кислоты. Обнаружено, что индуцируемые дефицитом кислорода изменения в активности глутаматдегидрогеназы в листьях кукурузы (Zea mays L.) заключаются в увеличении ее каталитической активности более чем в 2 раза. Методом ПЦР в реальном времени изучена дифференциальная экспрессия генов GDH1 и GDH2, которые в геноме кукурузы кодируют β- и α- субъединицы глутаматдегидрогеназы соответственно. Снижение относительного уровня транскриптов гена GDH2 сопровождалось увеличением экспрессионной активности гена GDH1. Это, в свою очередь, предположительно, способствовало протеканию реакции аминирования 2-оксоглутарата. В составе промотора гена GDH2 обнаружено наличие двух CpG-островков размером 404 и 383 п.н. Промотор гена GDH1 не содержит ни одного СpG-островка, однако, в его составе нами было обнаружено 38% сайтов СpNpG и CpNpN от общего числа исследуемых динуклеотидов. Для оценки влияния степени метилирования отдельных CpG-динуклеотидов, входящих в состав промоторных областей генов GDH1 и GDH2 на их экспрессию в гипоксических условиях, был произведен сравнительный анализ динамики транскрипционной активности генов β- и α- субъединиц глутаматдегидрогеназы от метильного статуса их промоторов. Обратно-пропорциональный характер наложения изменений в профиле метилирования промоторов генов GDH1 и GDH2 и трансформации уровня экспрессии этих генов показывает их корреляцию. Данные, полученные в результате проведения метил-специфичной ПЦР, свидетельствуют о том, что повышение доли метилированных CpG-динуклеотидов приводит к снижению количества мРНК гена GDH2, в то время как уменьшение этой величины для гена GDH1 вызывает индукцию его функционирования. Метилирование промоторных областей генов глутаматдегидрогеназы регулирует их транскрипционную активность в листьях кукурузы in vivo в условиях дефицита кислорода. Таким образом, немногочисленные данные о молекулярных механизмах регуляции синтеза изоферментов глутаматдегидрогеназы были дополнены получением новых результатов о роли степени метилирования промоторов генов GDH1 и GDH2 глутаматдегидрогеназы в их дифференциальной экспрессии при адаптации кукурузы к гипоксии.

Об авторах

А. Т. Епринцев

Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования “Воронежский государственный университет”

Автор, ответственный за переписку.
Email: bc366@bio.vsu.ru
Россия, Воронеж

Г. Б. Анохина

Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования “Воронежский государственный университет”

Email: bc366@bio.vsu.ru
Россия, Воронеж

Список литературы

  1. Xiaochuang C., Meiyan W., Chunquan Z., Chu Z., Junhua Z., Lianfeng Z., Lianghuan W., Qianyu J. Glutamate dehydrogenase mediated amino acid metabolism after ammonium uptake enhances rice growth under aeration condition // Plant Cell Reports. 2020. V. 39. P. 363. https://doi.org/10.1007/s00299-019-02496-w
  2. Godsora B.K.J., Prakash P., Punekar N.S., Bhaumik P. Molecular insights into the inhibition of glutamate dehydrogenase by the dicarboxylic acid metabolites // Proteins. 2022. V. 90. P. 810. https://doi.org/10.1002/prot.26276
  3. Grzechowiak M., Sliwiak J., Jaskolski M., Ruszkowski M. Structural studies of glutamate dehydrogenase (isoform 1) from Arabidopsis thaliana, an important enzyme at the branch-point between carbon and nitrogen metabolism // Front. Plant Sci. 2020. V. 11. P. 754. https://doi.org/10.3389/fpls.2020.00754
  4. Purnell M.P., Botella J.R. Tobacco isoenzyme 1 of NAD (H)-dependent glutamate dehydrogenase catabolizes glutamate in vivo // Plant Physiol. 2007. V. 143. P. 530. https://doi.org/10.1104/pp.106.091330
  5. Turano F.J., Thakkar S.S., Fang T., Weisemann J.M. Characterization and expression of NAD (H)-dependent glutamate dehydrogenase genes in Arabidopsis // Plant Physiol. 1997. V. 113. P. 1329. https://doi.org/10.1104/pp.113.4.1329
  6. Fontaine J.X., Tercé-Laforgue T., Bouton S., Pageau K., Lea P.J., Dubois F., Hirel B. Further insights into the isoenzyme composition and activity of glutamate dehydrogenase in Arabidopsis thaliana // Plant Signal. Behav. 2013. V. 8. e23329. https://doi.org/10.4161/psb.23329
  7. Fontaine J.X., Tercé-Laforgue T., Armengaud P., Clément G., Renou J.P., Pelletier S., Catterou M., Azzopardi M., Gibon Y., Peter J. Lea, Hire B., Dubois F. Characterization of a NADH-dependent glutamate dehydrogenase mutant of Arabidopsis demonstrates the key role of this enzyme in root carbon and nitrogen metabolism // Plant Cell. 2012. V. 24. P. 4044. https://doi.org/10.1105/tpc.112.103689
  8. Marchi L., Degola F., Polverini E., Tercé-Laforgue T., Dubois F., Hirel B., Restivo F.M. Glutamate dehydrogenase isoenzyme 3 (GDH3) of Arabidopsis thaliana is regulated by a combined effect of nitrogen and cytokinin // Plant Physiol. Biochem. 2013. V. 73. P. 368. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2013.10.019
  9. Baker P.J., Britton K.L., Engel P.C., Farrants G.W., Lilley K.S., Rice D.W. Subunit assembly and active site location in the structure of glutamate dehydrogenase // Proteins. 1992. V. 12. P. 75.
  10. Marchi L., Degola F., Baruffini E., Restivo F.M. How to easily detect plant NADH-glutamate dehydrogenase (GDH) activity? A simple and reliable in planta procedure suitable for tissues, extracts and heterologous microbial systems // Plant Sci. 2021. V. 304. P. 110714. https://doi.org/10.1016/j.plantsci.2020.110714
  11. Nagel M., Hartmann T. Glutamate dehydrogenase from Medicago sativa L., purification and comparative kinetic studies of the organ-specific multiple forms // Zeitschrift für Naturforschung C. 1980. V. 35. P. 406. https://doi.org/10.1515/znc-1980-5-610
  12. Robinson S.A., Stewart G.R., Phillips R. Regulation of glutamate dehydrogenase activity in relation to carbon limitation and protein catabolism in carrot cell suspension cultures // Plant Physiol. 1992. V. 98. P. 1190. https://doi.org/10.1104/pp.98.3.1190
  13. Lehmann T., Ratajczak L. The pivotal role of glutamate dehydrogenase (GDH) in the mobilization of N and C from storage material to asparagine in germinating seeds of yellow lupine // J. Plant Physiol. 2008. V. 165. P. 149. https://doi.org/10.1016/j.jplph.2006.12.010
  14. Sakakibara H., Fujii K., Sugiyama T. Isolation and characterization of a cDNA that encodes maize glutamate dehydrogenase // Plant Cell Physiol. 1995. V. 36. P. 789. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.pcp.a078823
  15. Lea P.J., Miflin B.J. Nitrogen assimilation and its relevance to crop improvement // Annu. Plant Rev. online. 2018. P. 1. https://doi.org/10.1002/9781444328608.ch1
  16. Skopelitis D.S., Paranychianakis N.V., Paschalidis K.A., Pliakonis E.D., Delis I.D., Yakoumakis D.I., Kouvarakis A., Papadakis A.K., Stephanou E.G., Roubelakis-Angelakis K.A. Abiotic stress generates ROS that signal expression of anionic glutamate dehydrogenases to form glutamate for proline synthesis in tobacco and grapevine // Plant Cell. 2006. V. 18. P. 2767. https://doi.org/10.1105/tpc.105.038323
  17. Labboun S., Tercé-Laforgue T., Roscher A., Bedu M., Restivo F.M., Velanis C.N., Skopelitis D.S., Moshou P.N., Roubelakis-Angelakis K.A., Suzuki A., Hirel B. Resolving the role of plant glutamate dehydrogenase. I. In vivo real time nuclear magnetic resonance spectroscopy experiments // Plant Cell Physiol. 2009. V. 50. P. 1761. https://doi.org/10.1093/pcp/pcp118
  18. Igamberdiev A.U., Hill R.D. Plant mitochondrial function during anaerobiosis // Ann. Bot. 2009. V. 103. P. 259. https://doi.org/10.1093/aob/mcn100
  19. Епринцев А.Т., Федорин Д.Н., Анохина Г.Б., Гатауллина М.О. Роль эпигенетических механизмов в регуляции активности 2-ОГДГ и МДГ в листьях кукурузы (Zea mays L.) при гипоксии // Физиология растений. 2021. Т. 68. С. 187. https://doi.org/10.31857/S0015330321010061
  20. Yang N., Chanda S., Marro S., Ng Y.H., Janas J.A., Haag D., Ang C.E., Tang Y., Flores Q., Mall M., Wapinski O., Li M., Ahlenius H., Rubenstein J.L., Chang H.Y., et al. Generation of pure GABAergic neurons by transcription factor programming // Nat. Methods. 2017. V. 14. P. 621.
  21. Sarasketa A., González-Moro M.B., González-Murua C., Marino D. Nitrogen source and external medium pH interaction differentially affects root and shoot metabolism in Arabidopsis // Front. Plant Sci. 2016. V. 7. P. 868. https://doi.org/10.3389/fpls.2016.00029
  22. Hsieh C.L. Evidence that protein binding specifies sites of DNA demethylation // Mol. Cell. Biol. 1999. V. 19. P. 46. https://doi.org/10.1128/MCB.19.1.46
  23. Рябушкина Н.А., Омашева М.Е., Галиакпаров Н.Н. Специфика выделения ДНК из растительных объектов // Биотехнология. Теория и практика. 2012. V. 2. P. 9.
  24. Chomczynski P., Sacchi N. Singlestep-method of RNA isolation by acid guanidinium thiocyanate-phenol-chloroform extraction // Anal. Biochem. 1987. V. 162. P. 156.
  25. Zar J.H. Biostatistical analysis. Education India: Pearson. 1999. P. 634
  26. Лакин Г.Ф. Биометрия. Москва: Высшая школа. 1990. С. 351
  27. Ashapkin V.V., Kutueva L.I., Aleksandrushkina N.I., Vanyushin B.F. Epigenetic mechanisms of plant adaptation to biotic and abiotic stresses // Int. J. Mol. Sci. 2020. V. 21. P. 7457. https://doi.org/10.3390/ijms21207457
  28. Eprintsev A.T., Fedorin D.N., Dobychina M.A., Igamberdiev A.U. Expression and promoter methylation of succinate dehydrogenase and fumarase genes in maize under anoxic conditions // J. Plant Physiol. 2017. V. 216. P. 197. https://doi.org/10.1016/j.jplph.2017.06.011
  29. Eprintsev A.T., Fedorin D.N., Dobychina M.A., Igamberdiev A.U. Regulation of expression of the mitochondrial and peroxisomal forms of citrate synthase in maize during germination and in response to light // Plant Sci. 2018. V. 272. P. 157.https://doi.org/10.1016/j.plantsci.2018.04.017
  30. Кирнос М.Д., Александрушкина Н.И., Ванюшин Б.Ф. 5-метилцитозин в пиримидиновых последовательностях ДНК растений и животных: специфичность метилирования // Биохимия. 1981. V. 46. P. 1458.
  31. Kinnersley A.M., Turano F.J. Gamma aminobutyric acid (GABA) and plant responses to stress // CRC Crit. Rev. Plant Sci. 2000. V. 19. P. 479. https://doi.org/10.1080/07352680091139277
  32. Bouche N., Fromm H. GABA in plants: just a metabolite? // Trends Plant Sci. 2004. V. 9. P. 110. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2004.01.006
  33. Limami A.M., Glévarec G., Ricoult C., Cliquet J.B., Planchet E. Concerted modulation of alanine and glutamate metabolism in young Medicago truncatula seedlings under hypoxic stress // J. Exp. Bot. 2008. V. 59. P. 2325. https://doi.org/10.1093/jxb/ern102
  34. Limami A.M., Diab H., Lothier J. Nitrogen metabolism in plants under low oxygen stress // Planta. 2014. V. 239. P. 531. https://doi.org/10.1007/s00425-013-2015-9

Дополнительные файлы


© А.Т. Епринцев, Г.Б. Анохина, 2023

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах